Name: Acrylique mouler à base Chef Fixation Technique chez les rongeurs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 51 s
Description: Découvrez une technique de fixation crânienne sans cadre métallique utilisant de l'acrylique dentaire pour les tâches comportementales chez les rongeurs. Cette méthode accessible facilite l'accès au cerveau et élargit les possibilités de recherche en neurosciences.

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Cette recherche a été soutenue par le Programme de recherche en sciences fondamentales par l’intermédiaire du NRF financé par le ministère de l’Éducation, de la Science et de la Technologie (2010-0022362) et (2012R1A2A2A2A02046812).

Déclaration d&#39;éthique: Cette expérience a été approuvé par le Comité institutionnel de protection et d&#39;utilisation des animaux Kyungpook National University, et a été réalisé conformément aux guides pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire (Institut national de la Santé, 1996). Après l&#39;expérience, les animaux ont été sacrifiés sous dioxyde de carbone de l&#39;euthanasie. 1. Conception du Barreau du chef-fixation pour rats Remarque: Cette étape est un guide général pour une conception de barre de fixation. Toute modification de la dimension et de matériel est possible en fonction des animaux ou des implants. Concevoir un bar-tête de fixation à l&#39;aide de logiciels de CAO est recommandé, mais pas nécessaire. <ol><li> Utilisez un logiciel de CAO pour concevoir une barre de fixation. <ol><li> Concevoir une barre de fixation de forme rectangulaire (123 x 35 x 6 mm) (figure 1A). Faire une entaille rectangulaire (16 x 20 mm; le port) dans le milieu de la barre de fixation. Ajouter des pentes ou des indentations which servir comme un rail de guidage sur les frontières du port (figure 1A-un, figure 1B -arrows). REMARQUE: Assurez-vous que la zone du port couvre le rectangle approximative du crâne de rat sur le cerveau pour permettre des accès verticaux en utilisant un manipulateur stéréotaxique à la plupart des zones du cerveau à travers une craniotomie. </li><li> Attacher des plaques (50 x 20 x 6 mm) avec deux trous d&#39;ancrage allongées des deux côtés de la barre de fixation. Assurez-vous que ces trous passent vis de 6 mm de diamètre (figure 1A-d). Faire un trou d&#39;un diamètre de 3 mm en face du port pour un crochet de verrouillage (figure 1A-b). </li><li> Faire une boîte ayant un plancher (135 × 305 mm) et des parois latérales (305 × 76 mm). Percer deux trous 6 mm de diamètre comme illustré sur la figure 1A (encadré). Ajouter murs de soutènement sur ​​la barre de fixation (figure 1A-e). </li></ol></li><li> Fabrication de la barre conçu et boîte et assembler chacun d&#39;entre eux utilisant cyanoacrylateillustré à la figure 1A (en médaillon). Assemblez la barre sur la boîte à l&#39;aide de vis de 6 mm de diamètre. Appliquer la pente en ajustant la position de la vis de la barre de fixation ergonomique de la tête (figure 1A-encadré). NOTE: Pour les souris, la dimension de la barre de fixation est de 60 × 20 × 4 mm (constitué de deux couches de 2 mm panneaux acryliques épais). Le port est carré de 8 mm de largeur (supérieur) et 9 x 10 mm (en bas), comme illustré à la figure 1C. Plaques d&#39;ancrage ont la même taille de rats. Les parois de la plaque de boîte et secondaires sont de 100 x 72 mm et 100 x 50 mm, respectivement. </li></ol> 2. Chef Mounter construction pendant une chirurgie d&#39;implantation ATTENTION: Soyez prudent lorsque vous traiter avec de la résine acrylique dentaire. Le liquide peut provoquer une irritation de la peau. Mettez un masque et des gants. Travailler dans un endroit bien ventilé. <ol><li> Préparation avant la chirurgie <ol><li> Envelopper la frontière du port de la barre de fixation à l&#39;aide APle film araffin pour empêcher l&#39;adhérence de la résine acrylique appliquée à la barre (voir Figure 1B et figure 2A). Manteau de la frontière du port recouverte par le film de paraffine avec une fine couche de résine acrylique. </li><li> Utilisez instruments chirurgicaux stérilisés. Désinfectez soigneusement cadre stéréotaxique et ses environs avec de l&#39;alcool éthylique à 70%. </li></ol></li><li> Effectuer la chirurgie d&#39;implantation stéréotaxique <ol><li> Anesthésier un animal par injection intraperitoneale d&#39;un mélange de cocktail (2 ml / kg) 10 ml de kétamine (50 mg / ml), le chlorhydrate de xylazine (1,5 ml 23,32 mg / ml) et 2,5 ml de solution saline. Assurez-vous que l&#39;animal totalement anesthésié et ne répond pas à la queue et des orteils pincées. Injecter mélange cocktail de 1 ml / kg pendant la chirurgie si nécessaire. </li><li> Fixer l&#39;animal à l&#39;appareil de stéréotaxie. Appliquer une pommade ophtalmique sur les yeux pour prévenir la sécheresse pendant la chirurgie. Rasage et nettoyer le cuir chevelu avec 70% d&#39;éthanol. Donnez injection sous-cutanée de 2% de lidocaïne et inciser le scale long de la ligne médiane lp du crâne. Complètement gratter le périoste. Rincez avec une solution saline à plusieurs reprises. </li><li> Assurez forage bavure trou près de la jante du crâne. Vis d&#39;implant 4-5 tours (jusqu&#39;à 1 mm de profondeur) de la surface du crâne pour éviter une rupture de la dure-mère. Assurez-vous pas de fuite de LCR et le sang sur la surface du crâne après avoir vis implantation. Rincez avec une solution saline et sécher la surface du crâne à l&#39;aide d&#39;air bouffée, en particulier autour des vis. </li><li> Manteau surface du crâne avec une fine couche de &quot;adhésif dentaire (Super-Bond C &amp; B)&quot;. Ne pas couvrir entièrement la surface du crâne, y compris l&#39;bregma électrode supplémentaire si l&#39;implantation est prévue. Utilisez le bregma pour le marquage coordonnées craniotomie. Électrodes et / ou microdrive implant et le fixer sur le crâne par application de résine acrylique autour d&#39;elle. </li><li> Appliquer la résine acrylique supplémentaire sur le dessus du ciment dentaire. Utilisez la quantité appropriée de résine acrylique à laisser un espace de remplissage de départ suffisant entre bar revêtu d&#39;une résined résine de montage initial lorsque les vis fixateur et / ou des électrodes (Figure 2A). </li></ol></li><li> Place Bar-tête de fixation de 5 mm ou plus au-dessus de la surface du crâne et d&#39;aligner son centre (figure 2A -Gauche). </li><li> Appliquer la résine acrylique dans l&#39;écart entre la base du crâne et résines montage initial. (Figure 2A -Center). Attendez jusqu&#39;à ce que la résine devenir dur. </li><li> Retirer oreille-bar et tirez le monteur moulé sur le port de barre de fixation. (Figure 2A -Droit). Appliquer une résine acrylique avec précaution supplémentaire autour des rails de bord du dispositif de montage moulé si nécessaire. </li><li> Rincer la surface de la plaie du cuir chevelu avec une solution saline stérile. Injecter un antibiotique (enrofloxacine, 5 mg / kg sc) et un (le tartrate de butorphanol, 2 mg / kg sc) immédiatement après la chirurgie analgésique. Maison de l&#39;animal individuellement dans une seule cage. </li></ol> 3. habituer les animaux au chef-fixation Remarque: Cette étape describes horaires d&#39;habituation empiriquement fondées sur des évaluations réussies des auteurs. Pour un aperçu de la procédure d&#39;accoutumance pour la tête-fixation, voir le travail de 11 de 10 Schwartz ou Guo. <ol><li> Donnez période de récupération suffisante (une semaine ou plus) pour les animaux. Le Jour 1, manipuler les animaux fréquemment sur de courtes sessions divisées. </li><li> Le lendemain (Jour 2), d&#39;exposer l&#39;animal à l&#39;environnement de fixation (boîte). Ne pas insérer leur monteur de la tête dans le port de la barre de fixation. Laissez les animaux pour vous habituer à l&#39;environnement. Solidement saisir le monteur de la tête en utilisant la main pour de 1 à 2 secondes et le relâcher immédiatement. Répétez à court terme par la fixation de la main-appui à plusieurs reprises. </li><li> Le Jour 3, habituer les animaux à la tête de fixation. <ol><li> Apportez les animaux des cages à domicile et de les régler dans la boîte de diriger la tête vers le port de la barre de fixation. Prenez le monteur de la tête et l&#39;insérer dans le port de la barre de fixation. </li><li> Liez le monteur (animal detête) au crochet de verrouillage de la barre de fixation à l&#39;aide d&#39;une bande de caoutchouc. Support pour 5 min. REMARQUE: Ne touchez pas le tronc ou de la queue de l&#39;animal après la fixation, ce qui conduit l&#39;animal à grincer et de la lutte de plus en plus le stress de l&#39;animal. Lorsque l&#39;animal continue luttant plus de 1 min, libérer et essayer plus tard. De cette étape, les animaux montrent urine et les fèces excrétion chaque fois exposée à la tête de fixation, mais cela devient progressivement réduite habituation produit. </li><li> Récupérer la bande de caoutchouc de verrouillage et éjecter le monteur sur le port. Mettez les animaux dos à la cage de la maison et de fournir un morceau de céréales ou une graine de tournesol dans la cage de la maison comme une récompense. Le prochain procès commence dans 30 minutes. Répétez 3.4.1 à 3.4.4 cinq ou plus en une journée. </li></ol></li><li> Le Jour 4 à 7, exposer l&#39;animal à la tête de fixation comme décrit dans le protocole 3.4. Augmenter progressivement la durée de la tête de fixation (10 min, 20 min, 30 min et 50 min en habituation produit). NOTE: Si les animaux ne fontt charge la récompense alimentaire, il peut être un signe d&#39;un niveau élevé de stress. Ne pas augmenter le temps de fixation. Si les animaux révèlent des manquements répétés aux prises comportement, habituer eux pour une période plus longue. </li><li> Vérifiez le poids du corps de l&#39;animal par jour. Considérez accoutumance échoue lorsque le poids corporel diminue. Procéder à des tâches comportementales avec la tête de fixation après accoutumance succès. REMARQUE: Succès accoutumance facilite la formation comportementale ultérieure (Figure 3E et F). </li></ol>

<ol><li>Mayrhofer, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+two-alternative+forced+choice+paradigm+for+bilateral+vibrotactile+whisker+frequency+discrimination+in+head-fixed+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Novel two-alternative forced choice paradigm for bilateral vibrotactile whisker frequency discrimination in head-fixed mice and rats.</a> J Neurophysiol. 109, 273-284 (2013).</li>
<li>Bryant, J. L., Roy, S., Heck, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+stereotaxic+recordings+of+neuronal+activity+in+awake%2C+head-restrained+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A technique for stereotaxic recordings of neuronal activity in awake, head-restrained mice.</a> J Neurosci Methods. 178, 75-79 (2009).</li>
<li>Ollerenshaw, D. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+tactile+inputs+in+the+rat+vibrissa+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Detection of tactile inputs in the rat vibrissa pathway.</a> J Neurophysiol. 108, 479-490 (2012).</li>
<li>Lee, M. G., Manns, I. D., Alonso, A., Jones, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sleep-wake+related+discharge+properties+of+basal+forebrain+neurons+recorded+with+micropipettes+in+head-fixed+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Sleep-wake related discharge properties of basal forebrain neurons recorded with micropipettes in head-fixed rats.</a> J Neurophysiol. 92, 1182-1198 (2004).</li>
<li>Lutcke, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+recording+of+neuronal+activity+with+a+genetically-encoded+calcium+indicator+in+anesthetized+and+freely+moving+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Optical recording of neuronal activity with a genetically-encoded calcium indicator in anesthetized and freely moving mice.</a> Front Neural Circuits. 4, 9(2010).</li>
<li>Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+large-scale+neural+activity+with+cellular+resolution+in+awake%2C+mobile+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Imaging large-scale neural activity with cellular resolution in awake, mobile mice.</a> Neuron. 56, 43-57 (2007).</li>
<li>Kimura, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reinforcing+operandum%3A+rapid+and+reliable+learning+of+skilled+forelimb+movements+by+head-fixed+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Reinforcing operandum: rapid and reliable learning of skilled forelimb movements by head-fixed rodents.</a> Journal of neurophysiology. 108, 1781-1792 (2012).</li>
<li>Hadlock, T., Kowaleski, J., Mackinnon, S., Heaton, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+of+head+fixation+for+the+study+of+rodent+facial+function%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+neurology%22%5BJournal%5D)">A novel method of head fixation for the study of rodent facial function.</a> Experimental neurology. 205, 279-282 (2007).</li>
<li>Roh, M., Jang, I. S., Lee, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Push-in+Head+Restraining+Apparatus+for+Intracranial+Self+Stimulation+Tasks+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+J+Physiol+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Push-in Head Restraining Apparatus for Intracranial Self Stimulation Tasks in Rats.</a> Korean J Physiol Pharmacol. 18, 103-108 (2014).</li>
<li>Schwarz, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+head-fixed+behaving+rat--procedures+and+pitfalls%5BTitle%5D)+AND+%22Somatosensory+%26+motor+research%22%5BJournal%5D)">The head-fixed behaving rat--procedures and pitfalls.</a> Somatosensory & motor research. 27, 131-148 (2010).</li>
<li>Guo, Z. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Procedures+for+Behavioral+Experiments+in+Head-Fixed+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Procedures for Behavioral Experiments in Head-Fixed Mice.</a> PLoS ONE. 9, (2014).</li>
<li>Osborne, J. E., Dudman, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RIVETS%3A+a+mechanical+system+for+in+vivo+and+in+vitro+electrophysiology+and+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">RIVETS: a mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging.</a> PLoS One. 9, e89007(2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole démontre une méthode simple et pratique de fixation de la tête à l’aide des matériaux disponibles. Pour une fixation de la tête physiquement réussie, les premières étapes critiques de l’opération sont de rincer et de sécher clairement la surface du crâne avant d’appliquer le ciment de résine adhésif dentaire. Deuxièmement, cette méthode n’utilise pas de vis implantées sous les muscles temporaux et ne dépend que des vis sur le crâne, leur implantation perpendiculaire contre la surface du bord du crâne est cru...

Tête fixation ou de la tête de retenue est une technique d&#39;immobiliser la tête de l&#39;animal par la fixation d&#39;une plaque ou cadre sur le crâne de serrage rigide. La technique a été adopté pour la stimulation sensorielle précise, détection comportementale avec ou sans l&#39;enregistrement de neurones chez les animaux éveillés et 1-3 pour l&#39;étiquetage juxtacellulaire pendant le cycle veille-sommeil 4. Il est également utilisé pour l&#39;imagerie cérébrale in vivo 5,6. Maintenant technique tête de fixation est un outil couramment utilisé dans les neurosciences et la recherche comportementale. Fondamentalement, la fixation de la tête traditionnelle nécessite la fixation chirurgicale de Metal Head-postes sur le dessus du crâne 6-8. Les pièces jointes sont ensuite serrées à une plate-forme fixe, entraînant l&#39;immobilisation de la tête. La recherche neurophysiologique chez les animaux éveillés tels que neuronal et / ou enregistrement optique, le cerveau intervention de circuits, l&#39;imagerie cérébrale est accompagné par la chirurgie d&#39;implantation en utilisant acryliques dentaires. Donc,il semble une tâche simple à mettre en œuvre la fixation de la tête dans les laboratoires quand il est expérimentalement nécessaire. Les cadres doivent être conçus pour être légers et assez petit pour ne pas déranger le comportement naturel de l&#39;animal dans leurs cages à domicile. Il fournit également la rigidité mécanique lors du serrage de la plate-forme stationnaire. Il a en outre biocompatibilité selon fins expérimentales. Par conséquent, il est techniquement difficile de concevoir et fabriquer ces tête-postes dans les équipements de laboratoire en général. Dans cette étude, une méthode tête de fixation roman est décrit, offrant une rigidité mécanique par serrage pratique sans utiliser Metal Head-postes. En utilisant la méthode, la tête de fixation pourrait être fait dans les conditions générales de laboratoire, où la chirurgie d&#39;implantation est généralement effectuée chez les rongeurs pour l&#39;étude du cerveau. Les tête-poteaux métalliques sont remplacés par ciment acrylique moulé en résine partiellement par une barre tête fixation faite sur mesure et le processus de moulage est fait pendant IMPLANchirurgie de mise. La barre de fixation offre une grande compatibilité spatiale avec d&#39;autres implants, comme les sondes d&#39;enregistrement de neurones, des électrodes de stimulation. En outre, il simplifie les étapes consistant à serrer la tête de l&#39;animal sur la plate-forme de fixation en enlevant vissage. Nous avons utilisé cette méthode dans l&#39;étude comportementale précédente et nous avons conclu que cette méthode est facile à mettre en œuvre et pratique dans l&#39;expérimentation pratique 9.

<table><tbody><tr><td>Résine acrylique dentaire</td><td>Lang Dental Manufacturing</td><td>Ortho-Jet</td><td>pour fabriquer un monteur moulé</td></tr><tr><td>Film de paraffine</td><td>Bemis</td><td>Parafilm</td><td>pour empêcher l’adhérence de la résine acrylique à la barre</td></tr><tr><td>Adhésif dentaire</td><td>Sun Medical</td><td>Super-Bond C& B</td><td>pour coller entre la résine acrylique et le crâne</td></tr><tr><td>Plexglass ou autre plaque</td><td></td><td></td> acrylique <td>pour fabriquer une barre de fixation et une plate-forme de boîte</td></tr><tr><td>Cyanoacrylate</td><td></td><td></td><td>pour coller des plaques acryliques</td></tr></tbody></table>

acrylique mouler à base chef fixation technique chez les rongeurs

Acrylic Resin Molding Based Head Fixation Technique in Rodents

La fixation de la tête est une technique d’immobilisation de la tête d’un animal en fixant un poteau de tête sur le crâne pour un serrage rigide. La fixation traditionnelle de la tête nécessite la fixation chirurgicale de cadres métalliques sur le crâne. Les cadres fixés sont ensuite fixés à une plate-forme fixe, ce qui entraîne l’immobilisation de la tête. Cependant, les cadres métalliques pour la fixation de la tête ont été techniquement difficiles à concevoir et à mettre en œuvre dans un environnement de laboratoire général. Dans cette étude, nous proposons une nouvelle méthode de fixation de la tête. À l’aide d’une barre de fixation de la tête sur mesure, le support de tête est construit lors de la chirurgie d’implantation. Après l’application de résine acrylique pour la fixation d’implants tels que des électrodes et une canule sur le crâne, des résines supplémentaires appliquées par-dessus cela pour construire un moule correspondant à l’orifice de la barre de fixation. Le monteur de tête moulé sert de rails de guidage, les enquêteurs fixent commodément la tête de l’animal en insérant le monteur de tête dans le port de la barre de fixation. Cette méthode pourrait être facilement applicable si une chirurgie d’implantation utilisant des acryliques dentaires est nécessaire et pourrait être utile pour les laboratoires qui ne peuvent pas facilement fabriquer des tenons de tête métalliques usinés CNC.

Cette méthode tête de fixation est applicable à la fois aux rats et les souris. Nombre de huit rats ont reçu une implantation bilatérale des électrodes de stimulation dans le faisceau médial du télencéphale. Pour quatre d&#39;entre eux, des électrodes de mesure de tungstène (fils de Microdrives) ont été implantées en outre dans la zone de la patte avant M1 (figure 2C). Pour les souris (n = 2), quatre électrodes en fil d&#39;acier inoxydable ont été implantés dans les zones corticales frontales / occipit...

Les techniques traditionnelles de fixation de la tête ont utilisé des cadres métalliques fixés sur le crâne comme interface pour les appareils de fixation de la tête. Ce protocole fait la démonstration d’une technique de fixation de la tête sans cadre, basée sur le moulage en résine acrylique, pour les tâches comportementales chez les rongeurs.

Acrylique mouler à base Chef Fixation Technique chez les rongeurs

Head fixation is a technique of immobilizing animal's head by attaching a head-post on the skull for rigid clamping. Traditional head fixation requires ...

L'objectif général de cette procédure est de proposer une nouvelle technique de fixation de la tête utilisant de l'acrylique dentaire, largement disponible dans les laboratoires réalisant des chirurgies d'implantation chez les rongeurs. Cette méthode permet de répondre à des questions clés dans le domaine de la recherche sur le cerveau et le comportement. Les principaux avantages de cette technique résident dans le fait qu'elle n'utilise ni embouts métalliques ni plaques pour la tête, ce qui la rend utilisable pour les laboratoires incapables de fabriquer facilement des embouts métalliques usinés par commande numérique.À l'aide d'un logiciel de CAO, concevez une barre de fixation rectangulaire de 123 par 35 par 6 millimètres, comportant un orifice rectangulaire centré mesurant 16 par 20 millimètres. Cet orifice permet d'accéder au cerveau, sa taille doit donc être modifiée selon les besoins. Ajoutez des pentes ou des encoches servant de rails de guidage le long des bords de l'orifice. De chaque côté de la barre de fixation, prévoyez des plaques destinées à être fixées par des trous d'ancrage allongés.Les trous doivent permettre le passage d'une vis de 6 millimètres ; devant le port, ajouter également un trou de trois millimètres de diamètre pour accueillir un crochet de verrouillage. Ensuite, concevoir les parois et le sol d'un cube de 135 par 305 par 76 millimètres de hauteur. Les parois latérales les plus grandes servent à supporter la barre.Des trous de 6 millimètres sont nécessaires pour remplir cette fonction. Une fois toutes les pièces usinées dans de l'acrylique, assembler la boîte et la barre à l'aide de cyanoacrylate. Puis fixer la barre aux parois de support de la boîte à l'aide de vis de 6 millimètres.Pour finir, ajustez la pente du support afin qu'elle s'adapte correctement à la tête d'un rat en modifiant la position de la vis. Pour les souris, utilisez le même design avec une barre de plus petite dimension, les mêmes plaques d'ancrage et un boîtier plus petit. Commencez par préparer la barre.Commencez par envelopper le port avec un film de paraffine. Ensuite, recouvrez le bord de la paraffine d'une fine couche de résine acrylique. Puis, désinfectez le cadre en le nettoyant soigneusement avec de l'éthanol à 70 %.Après avoir anesthésié le rat, confirmez son état d'anesthésie à l'aide d'une pincée du orteil. Si nécessaire, administrez des demi-doses du cocktail de drogues pour maintenir l'anesthésie. Après avoir fixé le rat sur le cadre stéréotaxique, appliquez une pommade ophtalmique et rasez les poils du crâne.Ensuite, effectuez une injection sous-cutanée de lidocaïne à 2 % au site de l'incision. Il est maintenant temps d'inciser le cuir chevelu le long de la ligne médiane et de racler complètement le périoste. Procédez ensuite à plusieurs rinçages au sérum physiologique afin d'exposer une région propre du crâne.Ensuite, réalisez des orifices en forme de fraise pour les vis près du bord du crâne. Implantez les vis perpendiculairement au crâne. Aucun liquide ne doit s'écouler des vis implantées.Rincez autour des sites d'implantation et laissez sécher la préparation à l'air. Ensuite, recouvrez la majeure partie de la surface du crâne d'une fine couche d'adhésif dentaire. Toutefois, laissez le bregma exposé pour la navigation par coordonnées.Réalisez d'autres implantations d'électrodes ou d'hyperdrive. Ensuite, fixez les implants avec de la résine acrylique sur la couche de ciment dentaire. Veillez à laisser suffisamment d'espace sur la résine de montage afin que la barre puisse être collée sur le crâne.Alignez maintenant la barre de fixation de la tête à environ 5 millimètres au-dessus du crâne. Appliquez un peu plus de résine entre le crâne et les résines présentes sur la barre. Une fois que les résines ont durci, retirez la barre auriculaire et retirez le moule et le support du port de la barre de fixation.Pour terminer la procédure, injecter à l'animal des antibiotiques et un analgésique. Ensuite, transférer l'animal dans une cage de récupération et le loger individuellement une fois qu'il a retrouvé une position sterno-abdominale. Laisser l'animal se remettre pendant au moins une semaine avant de l'habituer à la fixation de la tête.Lors du premier jour d'habituation, manipulez fréquemment les animaux en de courtes séances. Le deuxième jour, présentez la boîte de fixation. Laissez les animaux explorer l'environnement librement.À plusieurs reprises pendant la période d'exploration, saisissez brièvement le support de tête pendant une ou deux secondes. Le troisième jour, faites découvrir l'expérience de la fixation de la tête. Placez l'animal dans la boîte et orientez sa tête vers l'orifice de la barre de fixation. Ensuite, saisissez le support de tête et insérez-le dans la barre de fixation. Fixez la tête à l’aide du crochet de verrouillage et d’un élastique. Puis, laissez l’animal se tenir debout pendant cinq minutes sans le toucher, car tout contact ne ferait qu’augmenter son agitation.Des épisodes d'excration et de défécation sont attendus et diminueront progressivement avec une exposition accrue à la fixation. Après cinq minutes, retirez l'élastique et retirez la barre de fixation. Puis remettez l'animal dans sa cage d'origine et donnez-lui des céréales ou une graine de tournesol en récompense.Après une demi-heure, répétez le processus. Immobilisez l'animal cinq fois lors de cette première journée d'immobilisation. Au quatrième jour, augmentez le nombre d'expositions à l'immobilisation à sept.À l'avenir, prolongez progressivement la période de fixation, passant de cinq minutes à dix minutes, puis à 20 minutes, à une demi-heure, et enfin jusqu'à 50 minutes. Si, à un moment donné, un animal cesse d'accepter la récompense, n'augmentez pas davantage la durée de fixation, car cela indique un niveau de stress élevé. Pendant le processus d'habituation, pesez les animaux quotidiennement.Si le poids corporel d'un animal diminue pendant le processus, il ne doit pas être utilisé pour l'étude. Dans une expérience avec huit rats, des électrodes de stimulation bilatérales ont été positionnées dans le faisceau médial du cerveau antérieur. Dans la région M1 du membre antérieur, les rats ont été équipés de micro-entraînements et d'électrodes en fil de tungstène.Une fois habitués, les rats ont effectué des tâches comportementales de 40 à 60 minutes durant la fixation de la tête. Tous les supports crâniens moulés sont restés attachés aux animaux pendant les 40 jours de l'expérience. Au cours de l'expérience, les animaux ont été entraînés à actionner des leviers pour obtenir des récompenses sous forme de stimulations.Dans une expérience avec des souris implantées avec quatre électrodes, le support crânien est resté fixé pendant 80 jours. Les souris ont subi une fixation crânienne quotidienne de 20 à 40 minutes au cours de ces 80 jours. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la conception d'une barre de fixation crânienne et des méthodes pour aider à traiter les animaux fixés.Une fois habitué, l'implantation du support acrylique pour la tête peut être réalisée en quelques minutes. Par la suite, la fixation de la tête est rapide et facile, car elle ne nécessite ni vis ni pinces. N'oubliez pas que l'utilisation de la résine acrylique dentaire peut provoquer des irritations cutanées.Et des précautions telles que le port d'un masque et de gants, ainsi que le travail dans un endroit bien ventilé, doivent toujours être prises lors de l'exécution de cette procédure.

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Nous présentons une méthode pour former une fenêtre d'imagerie dans le crâne de la souris qui s'étend millimètres et est stable pendant des mois sans inflammation du cerveau. Cette méthode est bien adaptée pour les études longitudinales de la circulation sanguine, la dynamique cellulaire et cellulaire / structure vasculaire en utilisant la microscopie à deux photons.

Une poli et renforcé Diluée-crâne fenêtre for Long-term imagerie du cerveau de souris

Cette vidéo montre une chirurgie d’implantation de poteau de tête dans un modèle murin. Le poteau de tête est utilisé non seulement pour fixer la tête et donc retenir la souris pendant l’expérimentation, mais aussi pour fixer en toute sécurité un dispositif de tête chez les animaux en mouvement libre.

Implantation d’un poteau de tête de souris : une méthode de fixation de la tête chez les rongeurs

Source : Lee, H. et. al., Imagerie calcique in vivo réussie avec un microscope miniaturisé monté sur la tête dans l’amygdale d’une souris se comportant librement. J. Vis. Exp. (2020)Cette vidéo montre l’imagerie calcique in vivo chez une souris à l’aide d’un indice de réfraction à gradient, ou lentille GRIN, et d’un microscope miniaturisé. La configuration combine la fixation de la tête dans un système de cage mobile sans friction, stimulant les neurones et déclenchant l’afflux d’ions calcium.

Imagerie calcique microendoscopique en temps réel chez une souris en mouvement libre

A Novel haute résolution<em&gt; In vivo</em&gt; Technique d&#39;imagerie pour étudier la réponse dynamique des structures intracrâniennes à la croissance tumorale et de thérapeutique

Ce travail présente une méthode pour exécuter une seule unité optogenetic enregistrement fiable d’une souris éveillée à l’aide d’une optrode de verre sur mesure.

Optogenetics Identification d’un Type Neuronal avec un verre de Optrode chez les souris éveillés

Le protocole présenté produit un conflit sensoriel persistant pour des expériences visant à étudier l’apprentissage à long terme. En portant en permanence un appareil fixe sur leurs têtes, les souris sont constamment exposés à une incompatibilité sensorielle entre entrées visuelles et vestibulaires, tout en se déplaçant librement dans des cages maison.

À long terme conflit sensoriel en comportement librement souris

Avec la manipulation optogénétique de populations neuronales spécifiques ou de régions du cerveau, le comportement peut être modifié avec une résolution temporelle et spatiale élevée chez les animaux en mouvement libre. En utilisant différents outils optogénétiques en combinaison avec des fibres optiques implantées chroniquement, une variété de modulations neuronales et de tests comportementaux peuvent être effectuées.

Manipulation optogénétique de l’activité neuronale pour moduler le comportement chez les souris en mouvement libre

L’imagerie microendoscopique in vivo de calcium est un outil inestimable qui permet la surveillance en temps réel des activités neuronales chez les animaux qui se comportent librement. Cependant, l’application de cette technique à l’amygdale a été difficile. Ce protocole vise à fournir une ligne directrice utile pour cibler avec succès les cellules d’amygdale avec un microscope miniaturisé chez la souris.

Imagerie au calcium In vivo réussie avec un microscope miniaturisé head-mount dans l’Amygdale de la souris qui se comporte librement

Une nouvelle procédure détaillée pour l’imagerie fonctionnelle de rats éveillés et fixés à la tête est décrite.

Implants de tête pour la neuroimagerie de rats éveillés fixés à la tête

Ici, nous présentons un système d’implant de sonde léger et rentable pour l’électrophysiologie chronique chez les rongeurs, optimisé pour la facilité d’utilisation, la récupération de la sonde, la polyvalence expérimentale et la compatibilité avec le comportement.

L’implant DREAM : un système d’implant léger, modulaire et économique pour l’électrophysiologie chronique chez les souris fixées à la tête et au comportement libre

L’article décrit les procédures expérimentales pour le paradigme de réalité virtuelle (RV) de piste linéaire couramment utilisé chez la souris, ainsi que la détermination de la faisabilité de l’exécution de tâches VR complexes en testant une tâche de discrimination de signal en forme de Y.

Procédures d’entraînement comportemental pour la réalité virtuelle fixe chez la souris

Découvrez une technique de fixation crânienne sans cadre métallique utilisant de l'acrylique dentaire pour les tâches comportementales chez les rongeurs. Cette méthode accessible facilite l'accès au cerveau et élargit les possibilités de recherche en neurosciences.

Acrylique mouler à base Chef Fixation Technique chez les rongeurs

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