Name: Couche par couche dépôt de collagène dans les dispositifs microfluidiques pour Microbroyeur stabilisation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-29T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 56 s
Description: Découvrez le dépôt couche par couche de collagène dans des dispositifs microfluidiques pour stabiliser les phénotypes cellulaires d'hépatocytes. Cette méthode améliore les modèles de tissus en ingénierie.

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Ce travail a été soutenu par des subventions des National Institutes of Health, y compris une subvention de consortium de systèmes microphysiologiques du National Center for Advancing Translational Sciences (UH2TR000503), une bourse postdoctorale Ruth L. Kirschstein National Research Service Award (F32DK098905 pour WJM) et une bourse Pathway to Independence (DK095984 pour AB) de l’Institut national du diabète et des maladies digestives et rénales.

1. Préparation de la solution de collagène natif soluble <ol><li> Préparer ou acheter 200 mg de acidifiés, soluble, collagène de type I à partir de queues de rats à 1-3 mg / ml en utilisant des protocoles d&#39;isolement classiques, tels que rapportés par Piez et al. 15 </li><li> L&#39;échelle de la quantité de matière de départ par rapport au volume final souhaité de solutions de collagène modifiés. Environ 25 à 30 ml de faire méthyle et de 25 à 30 ml de solutions de collagène succinylés, chacun à 3 mg / ml, à partir de 200 mg de collagène natif soluble. </li></ol> 2. Collagène méthylation <ol><li> Diluer 100 mg de la, acidifié (pH 2-3) solution native de collagène à une concentration de 0,5 mg / ml avec de la glace de l&#39;eau stérile froide et maintenir la solution sur de la glace pour empêcher la gélification. </li><li> Ajuster le pH de la solution de collagène à 10/09 avec quelques gouttes de NaOH 1 N et on agite à température ambiante pendant 30 min. Observez le précipité de collagène, entraînant la solution à devenir trouble. </li&gt; <li> Isoler le précipité de collagène solution à 3000 g pendant 25 min. Un précipité clair, gel doit être visible dans le fond des tubes. Aspirer et éliminer correctement le liquide surnageant. </li><li> Remettre en suspension le précipité de collagène dans 200 ml de méthanol avec HCl 0,1 N et laisser la réaction de méthylation de se produire avec agitation à température ambiante pendant 4 jours. Le collagène ne se dissout pas, mais devrait se briser en très petits morceaux visibles qui feront la solution trouble. </li><li> Après la méthylation, centrifugeuse la solution à 3000 g pendant 25 min pour sédimenter le collagène méthylé. Aspirer et éliminer le surnageant de méthanol acidifié. </li><li> On dissout le collagène méthylé dans 25 ml de PBS stérile, ce qui donne une concentration d&#39;environ 3 mg / ml, avec pipetage répété, et filtrer la solution à travers un tamis cellulaire de 60 pm. Ajuster le pH de la solution à 7,3 à 7,4 en utilisant 20 ul incréments de NaOH 1 N. </li><li> Évaluer la Concentration de la solution en utilisant un collagène de rat commerciale kit ELISA ou kit de dosage hydroxyproline. Diluer la solution à 3 mg / ml avec du PBS stérile. </li><li> Stériliser la solution de collagène méthylé en le transférant à une bouteille en verre avec un bouchon à vis, marcottage soigneusement 3 ml de chloroforme au fond de la bouteille, laissez la bouteille pour régler O / N à 4 ° C, puis de façon aseptique Retirez et rangez les couche supérieure, qui est le collagène méthylé. </li><li> Conserver la solution à 4 ° C pour une utilisation dans un mois. </li></ol> 3. Le collagène Succinylation <ol><li> Diluer les 100 autres mg de la, acidifié (pH 2-3) solution native de collagène à une concentration de 0,5 mg / ml avec de la glace de l&#39;eau stérile froide et maintenir la solution sur de la glace pour empêcher la gélification. </li><li> Ajuster le pH de la solution de collagène à 10/09 avec quelques gouttes de NaOH 1 N et on agite à température ambiante pendant 30 min. Le collagène devrait précipiter, entraînant la solution à devenir trouble. </li><li> Dissoudre 40 mg de Succinic anhydride (0,4 mg par mg de collagène) dans 10 ml d&#39;acétone (20/01 ème volume de la solution de collagène). Lentement (environ 0,5 ml en incréments) ajouter à ce mélange la solution de collagène sous agitation tout en contrôlant en continu le pH. Maintenir le pH au-dessus de 9,0 par addition de 1 ou 2 gouttes de NaOH 1 N, le pH se rapproche comme 9,0. </li><li> Poursuivre l&#39;agitation à température ambiante pendant 120 min après l&#39;addition de l&#39;ensemble de l&#39;anhydride succinique dans de l&#39;acétone. Observez la solution à devenir clair que le collagène succinylé dissout. Contrôler régulièrement le pH pour qu&#39;il reste au-dessus de 9,0. </li><li> Ajuster le pH de la solution à 4,0 avec 20 ul de incréments de HCl 1 N. Observez la solution trouble à nouveau, comme le collagène succinylé précipite. </li><li> Après la succinylation, centrifugeuse la solution à 3000 g pendant 25 min pour sédimenter le collagène succinylé. Aspirer et éliminer le surnageant acidifié avec l&#39;anhydride succinique qui n&#39;a pas réagi. </li><li> Dissoudre le collagène succinylédans 25 ml de PBS stérile, ce qui donne une concentration d&#39;environ 3 mg / ml, avec pipetage répété, et filtrer la solution à travers un tamis cellulaire de 60 pm. Ajuster le pH de la solution à 7,3 à 7,4 en utilisant 20 ul incréments de NaOH 1 N. </li><li> Évaluer la concentration de la solution en utilisant un collagène rat commerciale kit ELISA ou kit de dosage hydroxyproline. Diluer la solution à 3 mg / ml avec du PBS stérile. </li><li> Stériliser la solution de collagène succinylé en le transférant à une bouteille en verre avec un bouchon à vis, marcottage soigneusement 3 ml de chloroforme au fond de la bouteille, laissez la bouteille pour régler O / N à 4 ° C, puis de façon aseptique Retirez et rangez les couche supérieure, qui est le collagène succinylé. </li><li> Conserver la solution à 4 ° C pour une utilisation dans un mois. </li></ol> 4. Vérification du collagène Modifications <ol><li> Préparer des échantillons de 1 ml de chacune des solutions natives, méthylés, et collagène succinylé et diluer à une concntration de 0,1 mg / ml avec de l&#39;eau pure stérile pour le titrage des ions hydrogène. Diluer le tampon d&#39;au moins 1000 fois par dialyse contre de l&#39;eau à travers une coupure de 10 kDa membraneusing 3 changements de solution pendant au moins 4 heures chacune. </li><li> Ajuster le pH des solutions à 7,3 avec de petites quantités de NaOH et HCl. Utilisation de pH 7,3 en tant que référence arbitraire, effectuer le titrage d&#39;ions hydrogène sur chacun des échantillons, comme décrit par Tanford 16 pour créer des courbes de titration pour les solutions natives, méthylés, et collagène succinylé. </li><li> Tracer la variation de pH par volume d&#39;acide ajoutée par rapport au nombre de H + ions lié par molécule. Le pH élevé &quot;amino&quot; gamme devrait montrer un changement dans le collagène succinylé vers le point neutre (une perte de groupes amines), et le faible pH &quot;carboxyle&quot; gamme devrait montrer un décalage vers la gauche dans le collagène méthylé (une perte de groupes carboxyle ) et un déplacement vers la droite dans le collagène succinylé (un gain en groupe carboxyles), par rapport au collagène natif. </li><li> Évaluer l&#39;efficacité de la réaction de succinylation en déterminant le% de groupes amino dans le collagène natif remplacés par succinylation en utilisant l&#39;acide 2,4,6-trinitrobenzène (TNBA) Méthode colorimétrique, suivant des protocoles standard 17,18. </li></ol> 5. fabrication de dispositifs microfluidiques et la cellule de semis <ol><li> Fabriquer des dispositifs microfluidiques en utilisant des procédés standard de 9. Utilisation réplique moulage de PDMS de SU-8 sur silicium maîtres définis par photolithographie microfluidiques pour créer des chambres de culture cellulaire avec 100 um de hauteur, 0,4-1,5 mm de large, et 1 à 10 mm de long des canaux pour la croissance cellulaire. </li><li> Utilisez un nettoyeur à plasma pour oxyder les surfaces de l&#39;appareil et une lame de verre, puis appuyez ensemble pour obligataire. Après stérilisation du dispositif par exposition à la lumière UV pendant au moins 30 min, remplir la chambre avec 50 ug / ml de fibronectine dans du PBS stérile et incuber à 37 ° C pendant 45 min. </li&gt; <li> Initialiser le dispositif avec des cellules de rat, telles que les hépatocytes humains primaires ou qui nécessitent un gel de collagène pour la stabilisation du phénotype ou l&#39;état de différenciation. Nous utilisons 20 pi d&#39;hépatocytes primaires de rat fraîchement isolés 7,19 ou disponibles dans le commerce des hépatocytes humains primaires cryoconservés ensemencées à 14 × 10 6 cellules / ml par appareil. </li><li> Laisser les cellules se fixer pendant 4-6 heures, puis lavent cellules seules et remplacent les milieux d&#39;étalement avec les médias de la croissance. Incuber O / N pour assurer la pleine étalement cellulaire et de créer une monocouche confluente de cellules. </li></ol> 6. couche par couche de collagène Deposition <ol><li> Dans une hotte à flux laminaire de culture de tissu, préparer des volumes suffisants de solutions de collagène dénaturé et succinylées pour 10 applications de chaque solution par dispositif, ainsi que quelques ml de milieu. Conserver les solutions sur la glace. Nous utilisons 20 pi (10-15 fois le volume total du dispositif) de collagène par couche par appareil. </li><li> Êtreégrenage avec le (polycationique) solution méthylé, suppléant rinçage des appareils avec 20 pi de méthyle et puis succinylée solutions de collagène, en attendant 1 min entre chaque application. Rincer le dispositif un total de 10 fois par la solution, ce qui devrait prendre environ 20 min. Travaillez rapidement pour minimiser la quantité de temps les cellules sont sans médias. </li><li> Observez collagène accumuler lentement à l&#39;entrée / sortie en fonction de sa taille. Si la résistance à l&#39;écoulement fluide augmente, rincer l&#39;appareil une ou deux fois avec les médias, et puis continuer stratification. </li><li> Après l&#39;application de toutes les couches, rincer l&#39;appareil deux fois avec un milieu frais et de revenir à l&#39;incubateur. Selon le type cellulaire, les changements morphologiques induits par la matrice extracellulaire, tels que renforcement de polarisation dans les hépatocytes, doivent être visibles au bout de quelques heures. </li><li> Préparer dispositifs représentatifs des types de microscopie électronique à transmission en utilisant des procédés standard de 9 pour vérifier la présence d&#39;une matrice de collagèneassemblage au-dessus des cellules cultivées. </li></ol> 7. Stabilisation de phénotype cellulaire et fonction <ol><li> L&#39;image de la morphologie cellulaire, la viabilité et la polarité en utilisant des procédés standard pour le type de cellule. Pour les hépatocytes, recueillir des images de plus de 14 jours en utilisant la microscopie de phase, coloration, LIVE / DEAD pour la viabilité, et CMFDA colorant pour la polarisation apicale de démontrer les effets des dépôts de collagène. </li><li> Pour la morphologie des cellules, rincer l&#39;appareil à travers l&#39;entrée à la pipette avec 20 pi de PBS pour rincer, injecter 20 pi de PBS, et l&#39;image du dispositif utilisant microscope à contraste de phase. </li><li> Pour la coloration, LIVE / DEAD, rincer l&#39;appareil à travers l&#39;entrée à la pipette avec 20 pi de PBS à rincer, injecter 20 pi de solution de coloration, LIVE / DEAD avec DAPI préparés en suivant les instructions du fabricant, incuber pendant 30 min à 37 ° C, rincer le Dispositif de nouveau avec 20 pi de PBS, et l&#39;image du dispositif utilisant la microscopie à fluorescence. </li><li> Pour la bile Canalicoloration Culi, rincer l&#39;appareil à travers l&#39;entrée à la pipette avec 20 pi de PBS pour rincer, injecter 20 pi de 2 solution de coloration uM CMFDA avec DAPI, préparées conformément aux instructions du fabricant, incuber pendant 30 min à 37 ° C, rincer l&#39;appareil de nouveau avec 20 ul de PBS, et l&#39;image de l&#39;appareil en utilisant la microscopie de fluorescence. </li><li> Recueillir les milieux épuisés et mesurer les produits métaboliques cellulaires à des points de temps appropriés pendant la durée de la culture afin de déterminer la fonction des cellules. Pour les hépatocytes, de mesurer la quantité d&#39;albumine et de l&#39;urée dans les milieux épuisés. </li><li> Effectuer des analyses fonctionnelles de point final sur les cellules elles-mêmes, comme l&#39;évaluation des niveaux d&#39;enzymes d&#39;activité, la coloration des anticorps, ou l&#39;analyse de l&#39;ARN. Pour les hépatocytes, induire et mesurer les activités enzymatiques du cytochrome P450 ou la phase II conjugaison enzyme glutathion-S-transférase. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ultraminces ensembles de collagène pur peuvent être déposés sur les cellules chargées ou des surfaces de matériaux à l&#39;aide de dépôt couche par couche de collagènes modifiés. Les résultats de cette étude démontrent que la méthylation et succinylation de collagène natif créer des solutions de collagène polycationiques et polyanioniques (figure 1) qui peut être utilisé avec la technique couche par couche à déposer les assemblages de matrice de collagène ultra-minces sur des cellules (figure 2)...

Bien que la microfluidique permette un contrôle exquis du microenvironnement cellulaire, la culture de cellules, en particulier de cellules primaires, au sein de dispositifs microfluidiques peut être difficile. De nombreuses techniques de culture cellulaire traditionnelles ont été développées pour soutenir et stabiliser la fonction cellulaire lorsqu’elles sont cultivées dans des plaques de culture tissulaire, mais il est souvent difficile de transposer ces techniques en dispositifs microfluidiques. 
Une de ces techniques est la culture de cellules sur ou en sandwich entre des gels de collagène comme modèle de l’environnement cellulaire physiologique 3D. 1 Le collagène de type I est l’une des protéines les plus fréquemment utilisées pour les applications de biomatériaux en raison de son omniprésence dans la matrice extracellulaire, de son abondance naturelle, de ses sites d’attachement cellulaires robustes et de sa biocompatibilité. 2 De nombreuses cellules bénéficient de la culture 3D avec du collagène, notamment les cellules cancéreuses3,45, les cellules endothéliales microvasculaires6 et les hépatocytes7, entre autres. Bien que l’utilisation de gels de collagène soit facile dans les formats ouverts, tels que les plaques de culture tissulaire, les dimensions limitées des canaux et la nature fermée des dispositifs microfluidiques rendent l’utilisation de liquides qui gélifient peu pratique sans bloquer l’ensemble du canal.
Pour surmonter ce problème, nous avons combiné la technique de dépôt couche par couche8 avec des modifications chimiques de solutions de collagène natif pour créer des assemblages de collagène ultraminces au-dessus de cellules cultivées dans des dispositifs microfluidiques. Ces couches peuvent stabiliser la morphologie cellulaire et fonctionner de la même manière que les gels de collagène et peuvent être déposées sur les cellules dans des dispositifs microfluidiques sans bloquer les canaux à matrice polymérisée. L’objectif de cette méthode est de modifier le collagène natif pour créer des solutions de collagène polycationique et polyanionique et de stabiliser les cellules en culture microfluidique en déposant de minces assemblages de matrice de collagène sur les cellules. Cette technique a été utilisée pour stabiliser la morphologie et la fonction des hépatocytes primaires dans des dispositifs microfluidiques. 9
Bien que le dépôt couche par couche ait déjà été signalé avec des polyélectrolytes naturels et synthétiques10 pour couvrir les hépatocytes en culture sur plaque11,12 et comme couche d’ensemencement pour les hépatocytes dans les dispositifs microfluidiques13,14, cette méthode décrit le dépôt d’une couche de collagène pur sur les hépatocytes, imitant les techniques de culture de collagène 3D. Dans ce protocole, nous utilisons des hépatocytes comme exemples de cellules qui peuvent être maintenues à l’aide de couches de collagène 3D. Les nombreux autres types de cellules qui bénéficient de la culture 3D du collagène peuvent également bénéficier de la culture après le dépôt couche par couche d’un assemblage de matrice de collagène ultramince.

<table><tbody><tr><td>collagène de type I, queue de rat</td><td>Life Technologies</td><td>A1048301</td><td>option pour collagène concentré de queue de rat</td></tr><tr><td>de type I, queue de rat</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C3867-1VL</td><td>option pour collagène de queue de rat concentré</td></tr><tr><td>de type I, queue de rat</td><td>EMD Millipore</td><td>08-115</td><td>option pour collagène de queue de rat concentré</td></tr><tr><td>de type I, queue de rat</td><td>R %D Systems</td><td>3440-100-01</td><td>option pour le collagène concentré de queue de rat</td></tr><tr><td>anhydride succinique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>239690-50G</td><td>réactif de succinylation</td></tr><tr><td>méthanol anhydre</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>322415-100ML</td><td>réactif de méthylation</td></tr><tr><td>hydroxyde de sodium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5881-500G</td><td>réactif de précipitation du pH</td></tr><tr><td>acide chlorhydrique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>320331-500ML</td><td>Réactif de précipitation de pH</td></tr><tr><td>collagène de rat de type I ELISA</td><td>Chondrex</td><td>6013</td><td>option pour détecter la teneur en collagène</td></tr><tr><td>kit de dosage de l’hydroxyproline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MAK008-1KT</td><td>option pour la détection de la teneur en collagène</td></tr><tr><td>kit de dosage de l’hydroxyproline</td><td>Quickzyme Biosciences</td><td>QZBtotcol1</td><td>option pour la détection de la teneur en collagène</td></tr></tbody></table>

couche par couche dépôt de collagène dans les dispositifs microfluidiques pour microbroyeur stabilisation

Layer-by-layer Collagen Deposition in Microfluidic Devices for Microtissue Stabilization

Bien que la microfluidique offre un contrôle exquis du microenvironnement cellulaire, la culture de cellules dans des dispositifs microfluidiques peut être challenging. 3D la culture de cellules dans des gels de collagène de type I aide à stabiliser la morphologie et la fonction cellulaires, ce qui est nécessaire pour créer des modèles de tissus microfluidiques dans des microdispositifs. Il est souvent difficile de traduire les techniques de culture 3D traditionnelles pour les plaques de culture tissulaire en dispositifs microfluidiques en raison des dimensions limitées des canaux. Dans cette méthode, nous décrivons une technique permettant de modifier le collagène natif de type I pour générer des solutions de collagène polycationique et polyanionique qui peuvent être utilisées avec le dépôt couche par couche pour créer des assemblages de collagène ultraminces au-dessus de cellules cultivées dans des dispositifs microfluidiques. Ces fines couches de collagène stabilisent la morphologie et la fonction cellulaires, comme le montrent l’utilisation d’hépatocytes primaires comme exemple de cellule, permettant la culture à long terme de microtissus dans des dispositifs microfluidiques.

Le collagène natif peut être modifié en utilisant la méthylation et succinylation pour créer des solutions de collagène polycationiques et polyanioniques pour une utilisation dans le dépôt couche par couche. Succinylation modifie les groupes de collagène natif e-amino avec des groupes succinyle, et la méthylation modifie les groupes carboxyle du collagène natif avec un groupe méthyle (figure 1A). Ces modifications de la protéine de collagène chaînes latérales d&#39;acides aminés modifier les courbes de ...

La création de microtissus fonctionnels dans les dispositifs microfluidiques nécessite la stabilisation des phénotypes cellulaires en adaptant les techniques traditionnelles de culture cellulaire aux dimensions spatiales limitées des microdispositifs. La modification du collagène permet le dépôt couche par couche d’assemblages de collagène ultraminces qui peuvent stabiliser les cellules primaires, telles que les hépatocytes, en tant que modèles de tissus microfluidiques.

Couche par couche dépôt de collagène dans les dispositifs microfluidiques pour Microbroyeur stabilisation

Although microfluidics provides exquisite control of the cellular microenvironment, culturing cells within microfluidic devices can be challenging. 3D ...

L'objectif général de cette procédure est de déposer un assemblage mince de collagène sur des cellules dans un dispositif microfluidique. Cela est réalisé en modifiant d'abord le collagène natif acidifié par méthylation afin de créer des molécules de collagène portant une charge nette positive. La deuxième étape consiste à modifier le collagène natif acidifié par amination afin de créer des molécules de collagène portant une charge nette négative.Ensuite, les dispositifs microfluidiques sont préparés et ensemencés avec des hépatocytes, que l'on laisse adhérer et s'étaler pendant la nuit. La dernière étape consiste à déposer l'assemblage de collagène en exposant alternativement les cellules à des solutions de collagène chargées positivement et négativement, afin de créer 10 bicouches de collagène au-dessus de la couche cellulaire. Finalement, la microscopie en contraste de phase et en immunofluorescence ainsi que les dosages de l'albumine et de l'urée sont utilisés pour montrer le développement et le maintien de la polarité cellulaire et de la fonction sécrétoire.Les principaux avantages de cette technique sont qu'elle permet la culture d'hépatocytes dans des dispositifs microfluidi

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JoVE Journal

Bioengineering

Bioingénierie

Création de micro-tissus en utilisant des gels de collagène cylindriques, appelés modules, qui contiennent des cellules embarqués et dont la surface est recouverte de cellules endothéliales.

Fabrication de micro-tissus en utilisant des modules de gel de collagène cellules contenant

Ce système de modèle commence à partir d'un gel de fibrine myofibroblastes peuplée qui peut être utilisé pour étudier collagène endogène (ré) organisation en temps réel de façon non destructive. Le système de modèle est très accordable, comme il peut être utilisé avec des sources différentes de cellules, des additifs moyen, et peut être adapté facilement à des besoins spécifiques.

Ingénierie à base de fibrine constructions de tissu de myofibroblastes et application des contraintes et de déformation à Provoquer Organisation cellulaire et collagène (Re)

Dans ce travail, nous présentons une technique de fabrication rapide de tissus vasculaires vivants par culture directe de collagène, de cellules musculaires lisses et de cellules endothéliales. De plus, un nouveau protocole pour la caractérisation mécanique des tissus vasculaires modifiés est décrit.

Ingénierie 3D cellularisé collagène Gels pour la régénération tissulaire vasculaire

Nous présentons une méthode pour le dépôt microfluidique de génipine et de fibronectine sur des substrats PDMS, permettant une viabilité prolongée des tissus denses en cellules musculaires lisses vasculaires. Cette méthode de fabrication tissulaire est combinée à la technologie précédente de couche mince musculaire vasculaire pour mesurer la contractilité vasculaire au cours de l’évolution temporelle de la maladie.

Microfluidique génipine dépôt Technique de la culture avancée de microélectrodes vasculaires musculaires Thin Films

Le collagène est une composante essentielle de l'ECM, et fournit des indices essentiels pour plusieurs processus cellulaires allant de la migration vers la différenciation et la prolifération. Pourvu ici est un protocole pour l'intégration des cellules dans les hydrogels de collagène 3D, et une technique plus avancée pour générer des matrices de collagène randomisées ou alignées à l'aide de microcanaux PDMS.

Préparation de la 3D collagène Gels et microcanaux pour l&#39;étude des interactions 3D<em&gt; In Vivo</em

Ce manuscrit présente un procédé de moulage par injection pour concevoir des microvaisseaux qui récapitulent les propriétés physiologiques de l'endothélium. Le procédé à base microfluidique crée des réseaux vasculaires 3D de brevet avec conditions, adaptable telles que le débit, la composition cellulaire, la géométrie, et les gradients biochimiques. Le procédé de fabrication et des exemples d'applications possibles sont décrites.

Micromodelage et l&#39;Assemblée des microvaisseaux 3D

Cet article fournit des méthodes détaillées pour fabriquer et caractériser un dispositif microfluidique pneumatiquement actionnant pour la compression de chondrocyte.

Une plate-forme microfluidique pour stimuler les chondrocytes avec compression dynamique

Le but de ce protocole est d’expliquer et de démontrer le développement d’un modèle microfluidique tridimensionnel (3D) de tissu cardiaque humain fortement aligné, composé de cardiomyocytes dérivés de cellules souches co-cultivés avec des fibroblastes cardiaques (CFs) dans un hydrogel biomimétique et à base de collagène, pour des applications dans l’ingénierie tissulaire cardiaque, le criblage de drogue, et la modélisation de maladie.

Développement de tissu cardiaque humain organisé en 3D au sein d’une plate-forme microfluidique

Ce protocole démontre l’utilisation d’un canal microfluidique avec une géométrie changeante le long de la direction d’écoulement du fluide pour générer une déformation d’extension (étirement) afin d’aligner les fibres dans un hydrogel de collagène 3D (&lt;250 μm d’épaisseur). L’alignement résultant s’étend sur plusieurs millimètres et est influencé par la vitesse de déformation extensionnelle.

Hydrogels de collagène 3D Microtechnique avec alignement de fibres à longue portée

Ici, nous présentons un protocole pour fabriquer un dispositif microfluidique unique à deux couches pour étudier la régulation électromécanique de l’homéostasie du tissu épithélial. L’appareil applique des courants électriques physiologiques statiques perpendiculaires au plan tissulaire, ce qui a un impact sur l’adhésion, la prolifération et l’extrusion entre les cellules. L’imagerie de cellules vivantes et les mesures de contraintes mécaniques révèlent les mécanismes de ces processus.

Révéler le contrôle électromécanique de l’homéostasie tissulaire à l’aide d’un dispositif microfluidique à deux couches

Découvrez le dépôt couche par couche de collagène dans des dispositifs microfluidiques pour stabiliser les phénotypes cellulaires d'hépatocytes. Cette méthode améliore les modèles de tissus en ingénierie.

Couche par couche dépôt de collagène dans les dispositifs microfluidiques pour Microbroyeur stabilisation

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