Name: Utilisation de cellules Caco-2 à étudier Lipid Transport par lintestin (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-08-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: Découvrez le transport lipidique intestinal avec des cellules Caco-2 en tant que modèle in vitro. Cette méthode permet d'isoler et d'analyser les lipoprotéines par ultracentrifugation sur gradient de densité.

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Ce travail a été soutenu par le Seed Grant Award du California Northstate University College of Pharmacy (à AMN). Les auteurs tiennent à remercier le California Northstate University College of Pharmacy d’avoir couvert les frais de publication de cet article, et George Talbott pour son aide dans la révision de ce manuscrit.

1. Maintien des cellules Caco-2 <ol><li> Utilisation plats réguliers de culture tissulaire <ol><li> Décongeler les cellules Caco-2 à partir d&#39;un flacon congelé en plaçant le flacon dans un bain d&#39;eau à 37 °, et tout de suite les ajouter à une boîte de culture tissulaire de 10 cm contenant 10 ml de milieu de croissance (sérum bovin fœtal préchauffé à 15% (FBS ) dans du milieu Eagle modifié de Dulbecco (DMEM)). <ol><li> Lorsque les cellules Caco-2 ont atteint 50-70% de confluence, les diviser 1: 6 par incubation des cellules avec 3 ml de 0,05% de trypsine / 0,53 mM d&#39;acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) à 37 ° C jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient détachés (15 min) . Pour éviter l&#39;agglutination des cellules, mélanger les cellules à plusieurs reprises par pipetage doux. Ajouter 0,5 ml des cellules trypsinisées à une boîte de culture tissulaire de 10 cm contenant 10 ml de milieu de culture préchauffé. </li></ol></li><li> Secouer doucement les plats à plusieurs reprises dans une direction vers l&#39;avant et vers l&#39;arrière suivie d&#39;une direction vers la gauche et vers la droite. Évitez les plats tourbillonnantcar il peut conduire à une dispersion de cellules inégales. </li><li> Placez les plats sur une surface plane dans un incubateur à 37 ° de fourni avec 5% de CO 2. Des surfaces inclinées peuvent également résulter en une dispersion de cellules inégales. </li><li> Modifiez les milieux de croissance d&#39;une journée après le début de l&#39;incubation. </li><li> Surveiller les cellules et enregistrer le jour où ils atteignent la confluence. Il faudra environ 1 semaine pour que les cellules atteignent la confluence de la journée, ils sont divisés. </li><li> Changer le milieu de croissance deux fois par semaine avant que les cellules atteignent la confluence. Une fois que les cellules ont atteint la confluence, modifier les milieux de croissance tous les autres jours. Après que les cellules sont 7-jours post-confluentes, changer le milieu de croissance quotidienne. Remarque: Les cellules sont prêtes pour les expériences quand ils sont 13 jours post-confluentes (figure 1). Puisque les cellules finiront par devenir moins efficace dans la production de lipoprotéines, utiliser des cellules qui sont entre 13 à 17 jours post-confluentes 8. Passez à l&#39;étape 3 sur la façon de mener l&#39;expérience.</li></ol></li><li> Utilisation du système de membrane perméable <ol><li> Ensemencer les cellules Caco-2 dans l&#39;insert de membrane perméable tel que décrit à l&#39;étape 1.1.1.1. ci-dessus. Évitez d&#39;utiliser des cellules à partir d&#39;un flacon congelé parce que leur croissance cellulaire est normalement plus lent (période de récupération). En bref, ajouter 0,5 ml des cellules trypsinisées à la chambre apicale (compartiment supérieur) contenant 10 ml de milieu de culture préchauffé. En outre, ajouter 10 ml de milieu de croissance préchauffé à la chambre basolatérale (compartiment inférieur). Remarque: Pour la meilleure pratique, ajouter les milieux de croissance à la chambre apicale d&#39;abord, puis à la chambre basolatérale. Lorsque vous retirez les anciens médias, retirez le support basolatérale devant les médias apical. Évitez piquer la membrane de polycarbonate comme il peut rompre la membrane. </li><li> En raison de la visibilité de la cellule pauvres à travers la membrane de polycarbonate, ensemencer les cellules Caco-2 dans un plat régulière de culture de tissu avec une densité similaire, et utiliser ce plat de juger de la confluence des cellules. </li><li> Suivez steps 1.1.2-1.1.6 ci-dessus. </li></ol></li></ol> 2. La surexpression Gene <ol><li> En utilisant l&#39;approche régulière de transfection <ol><li> Ensemencer les cellules Caco-2 sur une boîte de culture de tissu comme décrit dans 1.1.1.1.-1.1.4 ci-dessus. Remarque: Lorsque les cellules sont environ 40-50% de confluence, ils sont prêts à être transfectées. </li><li> Ajouter 67 ul du réactif de transfection de 472 ul du milieu de sérum réduit dans un tube de microcentrifugation. Eviter le contact du réactif de transfection non-dilué avec la paroi du tube. </li><li> Ajouter 23 pg de pLL3.7 protéine fluorescente verte améliorée (eGFP) 9 dans le réactif de transfection / réduit mélange des médias de sérum. </li><li> Incuber le mélange pendant 20 min à température ambiante. </li><li> Remplacer le milieu de croissance des cellules Caco-2 avec 8 ml de 10% de FBS dans du DMEM. </li><li> Ajouter le mélange / réactif de transfection d&#39;ADN médias / réduite de sérum goutte à goutte à l&#39;antenne. </li><li> Secouer doucement les plats à plusieurs reprises dans un avant et backward direction suivie par une direction vers la gauche et vers la droite. </li><li> Placer le plat dans le 37 ° C incubateur. </li><li> Remplacez le support dans le plat avec 10 ml de milieu de croissance par jour après le début de l&#39;incubation. </li><li> Surveiller l&#39;expression des gènes. <ol><li> Surveiller l&#39;expression des gènes sans 4 &#39;, 6-diamidino-2-phénylindole (DAPI). En utilisant un microscope à fluorescence, déterminer le pour cent de cellules qui sont en vert. Le pourcentage représente l&#39;efficacité de transfection. </li><li> Surveiller l&#39;expression génique avec DAPI. <ol><li> Laver les cellules avec une solution saline tamponnée phosphate (PBS) à trois reprises. </li><li> Fixer les cellules par addition de 10 ml de formaldehyde à 4% dans du PBS (10 minutes d&#39;incubation à la température ambiante). </li><li> Laver les cellules avec du PBS à trois reprises. </li><li> Incuber les cellules dans l&#39;obscurité pendant 15 min à température ambiante avec 8 ml de PBS contenant 1 500: 1, DAPI% de BSA, 0,01% de digitonine. </li><li> Laver les cellules avec du PBS à trois reprises. </li><li> Uchanter un microscope à fluorescence, déterminer le nombre de cellules qui sont vert / bleu par rapport à ceux qui sont bleu (panneau supérieur Figure 2). Le pourcentage calculé représente l&#39;efficacité de transfection. </li></ol></li></ol></li></ol></li><li> Utilisation du système de surexpression 10 lentivirus <ol><li> Seed humaines embryonnaires de rein (HEK), les cellules 293T dans une boîte de culture tissulaire de 15 cm (10% de FBS dans du DMEM que leur milieu de croissance). Remarque: Lorsque les cellules sont environ 60-70% de confluence, ils sont prêts à être transfectées. </li><li> Ajouter 162 ul de réactif de transfection à 1133 ul de médias de sérum réduit dans un tube de microcentrifugeuse 11. Eviter le contact du réactif de transfection non-dilué avec la paroi du tube. </li><li> Ajouter 24 pg de pLL3.7 eGFP (ou un autre produit d&#39;assemblage), 15,6 ug de l&#39;élément de réponse Rev (RRE), 6,0 ug de REV, et 8,4 pg du vésiculeuse glycoprotéine du virus de la stomatite (VSVG) dans le réactif de transfection / réduqué mélange des médias de sérum. </li><li> Incuber le mélange pendant 20 min à température ambiante. </li><li> Remplacez le support de croissance avec 16 ml de 10% de FBS dans du DMEM. </li><li> Ajouter le mélange / réactif de transfection d&#39;ADN médias / réduite de sérum goutte à goutte à l&#39;antenne. </li><li> Secouer doucement les plats à plusieurs reprises dans une direction vers l&#39;avant et vers l&#39;arrière suivie d&#39;une direction vers la gauche et vers la droite. Il est normal de voir quelques-unes des cellules HEK293T détachés à ce point. </li><li> Placer le plat dans l&#39;incubateur. </li><li> Après 24 heures d&#39;incubation, remplacez les médias dans le plat avec 25 ml de milieu de croissance. </li><li> Le lendemain, recueillir le milieu de croissance contenant le lentivirus (première collecte). </li><li> Répétez l&#39;étape 2.2.10 de recueillir plus de lentivirus (la deuxième collecte). </li><li> Mutualiser la première et la deuxième collection, et enlever les débris cellulaires par centrifugation (2500 g pendant 5 min). </li><li> Filtrer la collection avec un filtre sur flacon jetable (0,45 um pores), etconcentrer le virus par centrifugation la collection à 31 400 g pendant 2 heures à température ambiante (JA-20 rotor). Marquer le fond du tube de centrifugation où la pastille se trouve. Décanter le surnageant, et de laisser le tube inversé à température ambiante pendant environ 15 min. </li><li> Remettre en suspension le culot contenant le virus avec 100 ul de PBS 1X. Éviter les bulles. </li><li> Stocker le virus concentrée à -80 ° C. Éviter les cycles de gel-dégel. </li><li> Déterminer la quantité optimale de virus nécessaire pour transduire les cellules Caco-2 par titrage. Pour réduire les coûts, utiliser une plaque de 24 puits (0,3 ml de milieu de croissance / puits) à la place d&#39;une boîte de 10 cm de culture de tissus pour le titrage. <ol><li> Ajouter des quantités croissantes du virus concentré (0, 1, 2, 5, 10, 25, et 50 ul / puits) additionné de polybrène (concentration finale = 5 pg / ml) à 40-70% de la confluence des cellules Caco-2. Agiter la plaque de 24 puits doucement comme décrit dans 1.1.2. </li><li> Surveiller l&#39;expression de gène (étape 2.1.10.) (Figure 2 bas4 panneaux). </li></ol></li><li> Étant donné que l&#39;expression de transgène est généralement soutenue, maintenir les cellules transduites pour des expériences futures et surveiller en permanence leur expression des gènes (étape 1.2.10.). </li></ol></li></ol> 3. Stimuler la sécrétion des lipoprotéines <ol><li> Utilisation de la boîte de culture de tissu régulière <ol><li> Préparer un mélange lipidique par mélange 100X 50 mg d&#39;acide oléique, 40 mg de lécithine et 48 mg de taurocholate de sodium. Porter le volume à 900 pl avec du PBS (suffisant pour 8 plats). Vortexer le mélange lipidique vigoureusement. </li><li> Ajouter 900 ul du mélange lipidique 100X dans 89,1 ml de milieu de croissance. Mélanger et filtrer les médias contenant des lipides. Les concentrations finales (1 x) d&#39;acide oléique, la lécithine, et le taurocholate de sodium sont de 2,0 mM, 1,36 mM et 1,0 mM, respectivement. </li><li> Ajouter 10 ml d&#39;un milieu contenant le lipide aux cellules. </li><li> Incuber les cellules avec le support contenant des lipides pendant 4 heures dans un 37° C incubateur. </li><li> Laver les cellules avec du PBS à trois reprises. </li><li> Ajouter 10 ml de milieu de croissance pour les cellules afin de recueillir la sécrétion des lipoprotéines. </li><li> Incuber pendant 2 heures dans un incubateur à 37 ° C. </li><li> Recueillir les médias contenant des lipoprotéines. </li></ol></li><li> Utilisation du système de membrane perméable <ol><li> Suivre les étapes 3.1.1-3.1.2 pour préparer le mélange de lipides. </li><li> Ajouter 10 ml d&#39;un milieu contenant le lipide à la chambre apicale et 10 ml du milieu de culture à la chambre basolatérale. </li><li> Incuber pendant 4 heures dans un incubateur à 37 ° C. Recueillir les médias contenant des lipoprotéines dans la chambre basolatérale. </li></ol></li></ol> 4. Isolement des lipoprotéines (Figure 3) <ol><li> Retirer les débris cellulaires à partir du support contenant des lipoprotéines par centrifugation (2000 xg pendant 5 min). </li><li> Décanter les médias dans un tube de 50 ml. </li><li> Ajouter 5,95 g de chlorure de sodium pour les médias. </li><li> Si le SAmple sera analysée par le TEM, ajouter une protéase tablette de cocktail inhibiteur de maintenir l&#39;intégrité des lipoprotéines. </li><li> Porter le volume à 23 ml avec de l&#39;eau (1,2 g / ml de solution de NaCl densité). </li><li> Dissoudre les solutés complètement. </li><li> Décanter la totalité de la solution dans un tube d&#39;ultracentrifugation polycarbonate. </li><li> Superposer délicatement la solution de densité de 1,2 g / ml avec 0,5 ml d&#39;eau (1,0 g / ml densité). </li><li> Équilibrer le tube en poids et pas en volume. </li><li> Charger doucement les tubes dans le rotor de T865. </li><li> Faites tourner les échantillons dans l&#39;ultracentrifugation à 429 460 g pendant 24 heures à 4 ° C. </li><li> Immédiatement isoler le top 0,5 ml de solution par pipetage doux. Garder le tube aussi immobile que possible. </li></ol> 5. Analyse TEM <ol><li> Préparer 5 ml d&#39;acide phosphotungstique 2% (p / v) et ajuster le pH à 6,0. </li><li> Filtrer l&#39;acide phosphotungstique à 2% d&#39;un filtre à seringue (taille des pores: 0,2 um). </li><li> Déposer 20 ul de l&#39;échantillon de lipoprotéine sur un plat stérile. </li><li> Déposer 20 ul de l&#39;acide phosphotungstique à 2% filtrée à côté de l&#39;échantillon sur le même plat. </li><li> Laissez tomber doucement une grille d&#39;EM avec le côté mat reposant sur l&#39;échantillon. </li><li> Incuber à température ambiante pendant 1 min. </li><li> Tapoter doucement le côté de la grille EM sur un papier filtre pour retirer l&#39;échantillon de la grille. </li><li> Laissez tomber doucement la grille de EM avec le côté mat reposant sur l&#39;acide phosphotungstique à 2%. </li><li> Incuber à température ambiante pendant 1 min. </li><li> Tapoter doucement le côté de la grille EM sur un papier filtre pour éliminer l&#39;acide phosphotungstique de la grille. </li><li> Utilisation d&#39;un TEM, capturer les images des lipoprotéines (figure 4). </li></ol>

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</ol>

L’auteur n’a rien à divulguer.

Dans ce document, les deux systèmes qui peuvent être utilisés pour maintenir les cellules Caco-2 sont décrits, à savoir, la boîte de culture de tissu normal et la membrane perméable. Les avantages de l&#39;utilisation du système de membrane perméable comprend la séparation de la apical et basolatéral des compartiments, et la capacité à incuber le mélange de lipides et de recueillir la sécrétion des lipoprotéines en même temps. Cependant, les inserts de membrane perméable sont chers, et leur membrane en polycarbonate ne ...

Des études sur l&#39;absorption intestinale des graisses alimentaires, les médicaments et les vitamines et solubles dans les lipides peuvent être conduites in vivo en utilisant un modèle de la fistule lymphatique 1-4. Cependant, les techniques chirurgicales sont impliqués non seulement difficile, mais aussi coûteux. Bien que in vivo approches basées sur l&#39;analyse des fèces peuvent être utilisés, ils sont principalement utilisés pour déterminer l&#39;absorption pour cent par le tractus gastro-intestinal 2,5. Le modèle in vitro décrit dans le présent document est plus rentable, et les techniques impliquées sont sans doute moins difficile. Des études de modification génétique sont également plus économique et moins de temps lorsqu&#39;ils sont effectuées en utilisant ce modèle in vitro. Depuis matières solubles dans les lipides qui sont prises par les entérocytes sont emballés dans les lipoprotéines 6,7, l&#39;efficacité de ce modèle in vitro pour produire des lipoprotéines est crucial. Les deux intestina principalel lipoprotéines sont chylomicrons et les lipoprotéines de très faible densité (VLDL). Les chylomicrons, lipoprotéines définies comme ayant 80 nm ou plus de diamètre, sont fabriqués strictement par l&#39;intestin grêle quand lipides sont présents en abondance dans la lumière gastro-intestinale. Comme ils sont les plus grands lipoprotéines, chylomicrons sont vraisemblablement les transporteurs de lipides les plus efficaces. Ce modèle in vitro, qui est capable de produire des chylomicrons 8, peut être utilisé pour étudier l&#39;absorption de graisse alimentaire, la vitamine liposoluble absorption par l&#39;intestin, et la biodisponibilité orale du médicament lipophile. La présence de molécules solubles dans les lipides, des vitamines, des médicaments ou dans la fraction de lipoprotéine est un indicateur de leur absorption par l&#39;intestin grêle. Comme indiqué précédemment, ce modèle peut être utilisé pour améliorer la biodisponibilité des médicaments par voie orale lipophile 6. Ce document décrit comment cellules Caco-2 devraient être maintenus dans la membrane perméable ou plats réguliers de culture de tissus, la façon dont les mi lipidiquesxture pour stimuler la production de lipoprotéines doit être préparé, la façon dont le système d&#39;expression de lentivirus peut être utilisé pour réaliser une surexpression efficace, et la façon dont les lipoprotéines isolées doit être analysé.

<table><tbody><tr><td>DMEM</td><td>VWR</td><td>16750-112</td><td>Préchauffez le milieu de croissance dans une boîte de culture tissulaire individuelle avant d’ajouter</td></tr><tr><td>des cellules FBS</td><td>Fisher</td><td>3600511</td><td>Nous n’inactivons pas à la chaleur notre sérum</td></tr><tr><td>Trypsine</td><td>VWR</td><td>45000-660</td><td>Les cellules peuvent être lavées avec du PBS avant le traitement à la trypsine.</td></tr><tr><td>Système de membrane perméable</td><td>Fisher</td><td>7200173</td><td>Boîte de 10 cm, taille des pores de 3 mm, membrane en polycarbonate</td></tr><tr><td>Boîte de 10 cm</td><td>Fisher</td><td>08-772-E</td><td>Boîte de culture tissulaire</td></tr> de <tr><td>15 cm</td><td>Fisher</td><td>08-772-24</td><td>Boîte de culture tissulaire Plaque de culture tissulaire</td></tr><tr><td>24 puits</td><td>Fisher</td><td>12565163</td><td>Plaque de culture tissulaire</td></tr><tr><td>Réactif de transfection à base de lipides</td><td>Fisher</td><td>PRE2691</td><td>Peut être remplacé par un autre réactif de transfection</td></tr><tr><td>Milieu sérique réduit</td><td>Invitrogen</td><td>11058021</td><td>Pour la transfection</td></tr><tr><td>pLL3.7 eGFP</td><td>Addgene</td><td>11795</td><td><a href="https://www.addgene.org/11795/">https://www.addgene.org/11795/</a></td></tr><tr><td>Filtre pour bouteille</td><td>Fisher</td><td>9761120</td><td>pores de 0,45 mm</td></tr><tr><td>Polybrene</td><td>Fisher</td><td>NC9840454</td><td>10 mg/ml</td></tr><tr><td>d’acide oléique</td><td>Sigma</td><td>01383-5G</td><td>Prévenir le cycle de gel-dégel</td></tr><tr><td>Lécithine</td><td>Fisher</td><td>IC10214625</td><td>Lécithine d’œuf&nbsp ;</td></tr><tr><td>Taurocholate de sodium</td><td>Fisher</td><td>NC9620276</td><td>Produit abandonné ; numéro de catalogue alternatif : 50-121-7956</td></tr><tr><td>Comprimé cocktail inhibiteur de protéase (sans EDTA)</td><td>Fisher</td><td>5892791001</td><td>Utilisé principalement pour les échantillons nécessitant une analyse TEM</td></tr><tr><td>Tube ultracentrifuge en polycarbonate</td><td>Fisher</td><td>NC9696153</td><td>Le réutiliser plusieurs fois fera s’effondrer le tube</td></tr><tr><td>Couvercle pour tube ultracentrifuge</td><td>Fisher</td><td>NC9796914</td><td>Un outil est nécessaire pour retirer le tube/couvercle du rotor</td></tr><tr><td>Seringue</td><td>Fisher</td><td>50-949-261</td><td>Filtre à</td></tr><tr><td>seringue</td> jetable <td>Fisher</td><td>09-719C</td><td>Taille des pores = 0,2 mm ; nylon</td></tr><tr><td>Acide phosphotungstique</td><td>Fisher</td><td>AC208310250</td><td>Pour préparer de l’acide phosphotungstique à 2 %, pH 6,0</td></tr><tr><td>Pince à épiler</td><td>Fisher</td><td>50-238-62</td><td>Extra fine et pointes fortes</td></tr><tr><td>Formvar/grille carbone</td><td>Fisher</td><td>50-260-34</td><td>Formvar/grille carrée en film carbone 400 Cuivre</td></tr></tbody></table>

utilisation de cellules caco-2 à étudier lipid transport par l&#39;intestin

Using Caco-2 Cells to Study Lipid Transport by the Intestine

Les études sur l’absorption des graisses alimentaires sont généralement réalisées à l’aide d’un modèle animal équipé d’une canule lymphatique. Bien que ce modèle animal soit largement accepté comme le modèle in vivo de l’absorption des graisses alimentaires, les techniques chirurgicales impliquées sont difficiles et coûteuses. La manipulation génétique du modèle animal est également coûteuse et prend du temps. Le modèle alternatif in vitro est sans doute plus abordable, permet de gagner du temps et est moins difficile. Il est important de noter que le modèle in vitro permet aux chercheurs d’examiner les entérocytes en tant que système isolé, réduisant ainsi la complexité inhérente au modèle de l’organisme entier. Cet article décrit comment les cellules de carcinome du côlon humain (Caco-2) peuvent servir de modèle in vitro pour étudier le transport des entérocytes des lipides, des médicaments liposolubles et des vitamines. Il explique le bon entretien des cellules Caco-2 et la préparation de leur mélange lipidique ; Et il aborde en outre l’option précieuse d’utiliser le système de membrane perméable. Étant donné que les cellules Caco-2 différenciées sont polarisées, le principal avantage de l’utilisation du système de membrane perméable est qu’il sépare le compartiment apical du compartiment basolatéral. Par conséquent, le mélange lipidique peut être ajouté dans le compartiment apical tandis que les lipoprotéines peuvent être collectées dans le compartiment basolatéral. De plus, l’efficacité du système d’expression du lentivirus dans la régulation positive de l’expression génique dans les cellules Caco-2 est discutée. Enfin, cet article décrit comment confirmer l’isolement réussi des lipoprotéines intestinales par microscopie électronique à transmission (MET).

Figure 1 affiche post-confluentes cellules Caco-2 normales de 13 jours. L&#39;apparition de structures en forme de dôme et des gouttelettes lipidiques intracellulaires sont caractéristiques de Caco-2 différenciées des cellules. Lorsque les cellules Caco-2 ne sont pas dispersés aussi pendant les semis, ils vont agglutiner et proliférer dans certaines zones du plat; et il y aura quelques zones dans le plat sans cellules. Tourbillonnement et en plaçant le plat sur une surface inclinée doit être évitée. Il ...

< classe p = 'jove_content'> cellules Caco-2 peuvent servir de modèle in vitro pour étudier le transport des lipides par les entérocytes et les médicaments/vitamines liposolubles. Le système membranaire perméable sépare le compartiment apical du compartiment basolatéral, tandis que le système d’expression du lentivirus offre une méthode efficace de surexpression génique. L’isolement des lipoprotéines est confirmé par TEM.

Utilisation de cellules Caco-2 à étudier Lipid Transport par l&#39;intestin

Studies of dietary fat absorption are generally conducted by using an animal model equipped with a lymph cannula. Although this animal model is widely ...

L'objectif général de cette procédure est d'étudier le transport de molécules liposolubles par l'intestin. Cela est réalisé en plaçant d'abord des cellules Caco-2 différenciées dans un insert à membrane perméable. Ensuite, les cellules Caco-2 sont incubées avec un mélange lipidique et la sécrétion de lipoprotéines est stimulée.Ensuite, les lipoprotéines sont isolées en utilisant une ultracentrifugation sur gradient de densité de chlorure de sodium. Enfin, les lipoprotéines isolées sont contrastées négativement à l'acide phosphotungstique. En définitive, une analyse de la taille des particules est utilisée pour montrer l'abondance relative des chylomicrons par rapport aux lipoprotéines de très basse densité.Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur le transport des lipides alimentaires par l'intestin, elle peut également être appliquée à d'autres systèmes, comme la détermination de la biodisponibilité de médicaments lipophiles administrés par voie orale. Après avoir mis en œuvre la surexpression génique et le suivi conformément au protocole décrit, maintenir les deux cellules KCO présentant une surexpression du gène. À l’aide de cellules ayant atteint une confluence

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Cette vidéo présente une technique in vitro pour évaluer la biodisponibilité du fer dans des sources alimentaires complexes. La technique combine la simulation de la digestion humaine avec l’absorption du fer par des cellules Caco-2 différenciées. La formation de ferritine intracellulaire agit comme un marqueur de l’absorption cellulaire du fer.

Essai biologique sur cellules Caco-2 : une méthode in vitro pour mesurer la biodisponibilité du fer dans des sources alimentaires complexes

De nombreuses applications thérapeutiques nécessitent un transport sûr et efficace des transporteurs de drogue et leurs cargaisons à travers les barrières cellulaires dans le corps. Cet article décrit une adaptation des méthodes établies pour évaluer la vitesse et le mécanisme de transport de nanovecteurs de médicaments (NCS) à travers les barrières cellulaires, telles que la gastro-intestinale (GI) épithélium.

Modèles et méthodes pour évaluer le transport des Drug Delivery Systems à travers les barrières cellulaires

Nous décrivons un protocole in vitro de co-culture gut microbiome et villosités intestinales pendant une période prolongée en utilisant un système microphysiological humain gut-on-a-chip.

Co-culture de la vie microbiome avec Microengineered Human Intestinal Villi dans un Gut-on-a-Chip microfluidique périphérique

Nous décrivons des méthodes simples pour étudier la régulation du transporteur de la sérotonine intestinale fonction (SERT) et d' expression en utilisant un modèle in vitro de cellules de culture de cellules Caco-2 cultivées en 3D et un modèle ex vivo de l' intestin de souris. Ces méthodes sont applicables à l'étude d'autres transporteurs épithéliaux.

Méthodes pour l&#39;étude épithéliale Transport Fonction Protein et expression dans Natif Intestin et Caco-2 cellules cultivées en 3D

Nous présentons un protocole afin d’étudier la diaphonie entre Caco-2 X-ray-irradiés et les cellules mononucléées du sang périphérique (PBMC). Le protocole commence par irradiation de Caco-2 et de la mise en place de la co-culture avec PBMC ; par la suite, trans-épithéliales résistance électrique est régulièrement mesurée 48 tache h et occidentale exécutée en Caco-2 et PBMC.

Une méthode de culture mixte d’enquêter sur les interférences entre les rayons x irradiés PBMC et cellules Caco-2

Deux méthodes sont présentées ici, afin de déterminer la fonction de barrière intestinale. Un compteur épithélial (v/ohm) est utilisé pour la mesure de la résistance transépithéliale des épithéliums cultivées directement dans les puits de culture de tissus. Chez les souris, la méthode de gavage FITC-dextran est utilisée pour déterminer la perméabilité intestinale in vivo.

In Vitro et In Vivo des approches pour déterminer la perméabilité des cellules épithéliales intestinales

Ce protocole décrit un test pour la caractérisation de la formation de gouttelettes lipidiques (LD) dans les organoïdes intestinaux humains lors de la stimulation avec des acides gras. Nous discutons de la façon dont cet analyse est utilisé pour la quantification de la formation de LD, et comment il peut être utilisé pour le dépistage à haut débit pour les médicaments qui affectent la formation de LD.

Un test basé sur la fluorescence pour la caractérisation et la quantification de la formation de gouttelettes lipidiques chez les organoïdes intestinaux humains

Le bioessai sur cellules Caco-2 pour la biodisponibilité du fer (Fe) représente une approche rentable et polyvalente pour évaluer la biodisponibilité du Fe dans les aliments, les produits alimentaires, les suppléments, les repas et même les régimes alimentaires. Rigoureusement validé par les études humaines, il représente l’état de l’art pour les études de biodisponibilité du Fe.

Le bioessai sur cellules Caco-2 pour la mesure de la biodisponibilité du fer alimentaire

Test de sensibilité visuelle chez les lézards en utilisant un paradigme de conditionnement opérant, qui emploie la lecture vidéo de points aléatoires kinematograms et générés par ordinateur invertébrés.

Test sensibilité visuelle à la vitesse et la direction du mouvement chez les lézards

Générées par ordinateur en utilisant des stimuli du dragon Jacky comme un modèle.

Computer-Generated Stimuli modèle animal

Découvrez le transport lipidique intestinal avec des cellules Caco-2 en tant que modèle in vitro. Cette méthode permet d'isoler et d'analyser les lipoprotéines par ultracentrifugation sur gradient de densité.

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