28 août 2015
Les matériaux polymères superhydrophobes bidimensionnels et tridimensionnels sont préparés par électrofilage ou électropulvérisation de polymères biodégradables mélangés à un polymère à énergie de surface inférieure de composition similaire.
Le but global de l'expérience suivante est de fabriquer des treillis fibreux biodégradables ainsi que des revêtements de nanoparticules ou microparticules à partir de mélanges de polymères biomédicaux, et de régler l'hydrophilie de ces matériaux en faisant varier le mélange de copolymères. Cette approche consiste d'abord à synthétiser des copolymères fonctionnalisables par polymérisation par ouverture de cycle, puis à greffer des chaînes d'hydrocarbure C18. Dans un second temps, les copolymères sont dissous conjointement avec du polycaprolactone ou du lactide coglycoside dans un solvant organique, puis soumis à électrofilage ou électrospray, ce qui donne respectivement des treillis tridimensionnels de microfibres ou des revêtements de nanoparticules/microparticules.
Des études de tensiométrie par angle de contact sont ensuite réalisées sur les mailles et les revêtements afin de comprendre comment le diamètre des fibres, la composition du copolymère et la composition du mélange influencent l'hydrophilie de surface et conduisent à des biomatériaux superhydrophobes. Les résultats montrent que l'hydrophobicité augmente avec la concentration du copolymère dans le mélange électrosfilé, comme déterminé par les mesures d'angle de contact dynamique (avancement et recul de la goutte d'eau). Les implications de cette technique s'étendent à des situations telles que la chimiothérapie, car ces matériaux peuvent servir de dépôts locaux pour la délivrance prolongée d'agents piégés, la libération du médicament associé étant contrôlable par la composition du polymère et la rugosité de surface.
Pour commencer, synthétisez le monomère requis pour l'expérience en suivant les instructions du protocole textuel accompagnant. Ensuite, préchauffez un bain d'huile de silicone à 140 degrés Celsius. Prélevez deux portions de 2,1 grammes chacune de cinq benzyloxy-1,3-dioxane, et ajoutez-les dans deux flacons rondement fondus de 100 millilitres séparés et secs.
Ensuite, peser 5,7 grammes de DL-lactide et l'ajouter à l'un seulement de ces flacons. Placer une barrette aimantée dans chacun des flacons et boucher les flacons avec des bouchons en caoutchouc. Ensuite, peser 240 milligrammes de deux étain H, non huit, dans un petit flacon en forme de poire.
Passer l'azote dans les deux flacons contenant le monomère à l'aide d'un système latéral pendant cinq minutes, puis ajouter 4,24 millilitres d'epsilon-caprolactone dans le flacon contenant uniquement le composé 5-benzyloxy-1,3-dioxan-2-one, sous atmosphère d'azote. Ensuite, appliquer un vide poussé d'environ 300 millitorr pendant 15 minutes afin d'éliminer toute trace d'eau présente dans les trois flacons. Recharger ensuite l'atmosphère des flacons avec de l'azote, puis réappliquer un vide poussé. Répéter ce cycle au total trois fois.
Une fois purgé et sous azote pour la dernière fois, placer les flacons de monomère dans le bain d'huile à 140 degrés Celsius. Ensuite, ajouter 500 microlitres de toluène anhydre au flacon en forme de poire contenant le catalyseur d'étain, tout en étant sous azote, puis environ 100 microlitres de la solution de catalyseur aux mélanges de monomères. Une fois que tous les solides ont fondu, maintenir le mélange à 140 degrés Celsius pendant un maximum de 24 heures.
Ensuite, refroidir le polymère fondu à température ambiante. Une fois refroidi, dissoudre les polymères dans 50 millilitres de dichlorométhane, puis précipiter la solution dans 200 millilitres de méthanol froid. Décanter le surnageant et sécher le polymère restant sous vide poussé.
Conserver les polymères séchés dans le congélateur à moins 20 degrés Celsius jusqu'à utilisation ultérieure. Pour une utilisation ultérieure, dissoudre environ six grammes du polymère dans 120 millilitres de tétrahydrane dans un réacteur d'hydrogénation sous pression élevée. Ajouter ensuite deux grammes d'un catalyseur au palladium sur charbon.
Ensuite, ajoutez de l'hydrogène dans le récipient à l'aide d'un appareil d'hydrogénation. Hydrogénez le récipient à 50 PSI pendant quatre heures. Une fois l'opération terminée, filtrez le catalyseur au carbone de palladium à l’aide d’un lit compacté de terre de diatomée.
Ensuite, concentrer le polymère à environ 50 millilitres sous rotation en présence d'aberration. Précipiter le volume restant dans du méthanol froid. Puis, décantation du surnageant, séchage du résidu sous vide poussé, dissolution du polymère sec avec 1,5 équivalent d'acide stérique dans 500 millilitres de chlorure de méthane anhydre.
Ensuite, ajoutez deux équivalents de DCC et trois éclats de quatre paridine diméthylamino. Agitez une solution du mélange sous azote à température ambiante pendant 24 heures. Éliminez le matériau insoluble par une série de trois filtrations et concentrations répétées.
À la fin, concentrer la solution à 50 millilitres. Précipiter finalement le polymère concentré dans 175 millilitres de méthanol froid et filtrer le polymère à l’aide d’un entonnoir en verre. Puis sécher le polymère sous vide poussé toute la nuit pour l’électrofilage, ou bien dissoudre le polymère toute la nuit à 10 à 40 % dans un mélange de chloroforme et de méthanol à cinq pour un pour le polycaprolactone, ou dans un mélange de tétrahydrofurane et de NN-diméthylformamide à sept pour trois pour le PLGA destiné à l’électrospray.
Préparez les solutions de polymère à une concentration plus faible, comprise entre 2 et 10 %, dans un solvant tel que le chloroforme. Ensuite, chargez environ 4,5 millilitres de la solution dans une seringue en verre munie d'une aiguille de 18 gauge, puis placez la seringue sur la pompe d'infusion. Réglez ensuite le débit de distribution de cette solution à cinq millilitres par heure.
Couvrez la plaque de collecte avec du papier d'aluminium et fixez le papier avec du ruban adhésif le long des bords extérieurs. Branchez le fil d'alimentation haute tension continu à l'extrémité de l'aiguille et reliez la masse au tambour de collecte. En première tentative.
Régler la distance entre la pointe et le collecteur à 15 centimètres afin de couvrir une grande surface. Mettre en marche le tambour collecteur rotatif et translateur à 45 tr/min. Ensuite, démarrer la pompe à seringue et activer la source de haute tension.
À cinq kilovolts, ajustez initialement la tension si nécessaire afin d'obtenir un cône de jet acceptable. Une fois que la pompe à seringue s'arrête, éteignez la source de haute tension, puis la pompe à seringue et le tambour motorisé. Laissez l'enceinte de filage électrostatique continuer à être ventilée pendant au moins 30 minutes.
Ensuite, retirez le polymère collecté du tambour et laissez les solvants résiduels s'évaporer dans une hotte pendant la nuit. Les feuilles de PGLA peuvent être conservées à température ambiante pendant au moins deux semaines, et les feuilles de polycaprolactone peuvent être conservées à température ambiante jusqu'à deux mois. Découpez des bandes de 0,5 centimètre sur trois centimètres du maillage ou du matériau enduit, puis placez la fine bande sur la platine d'un angle de contact.
Utilisez le goniomètre pour dispenser ensuite une goutte d'eau de cinq microlitres à l'aide d'une aiguille de calibre 24 et faites-la entrer en contact avec la surface du matériau. Continuez à ajouter lentement 20 à 25 microlitres supplémentaires d'eau tout en capturant l'image de la goutte. Ceci représente l'angle de mouillage dynamique en progression. Ensuite, retirez lentement cette même goutte tout en capturant simultanément son profil.
Répétez ce processus 10 fois sur plusieurs emplacements distincts de la surface afin de rapporter une valeur moyenne. L’imagerie par MEB révèle que les nappes électrofilées résultent de microfibres enchevêtrées, tandis que les revêtements électrosprayés constituent un ensemble de particules de tailles variables. Les mélanges obtenus par électrofilage et électrospray montrent que la concentration en dopamine du copolymère influence l’hydrophobicité.
De plus, la composition du copolymère influence l'hydrophobicité, une teneur plus élevée en PG C18 entraînant des angles de contact plus importants. Comme illustré ici, l'imbibition en volume de treillis électrofilés immergés peut être suivie de façon non destructive au fil du temps par microtomographie computed. Dans le jeu d'images du haut, le treillis de polycaprolactone pur s'imbibe rapidement, l'eau pénétrant dans le matériau en vrac dès la première journée.
En revanche, le maillage en 30 %P-C-L-P-G-C 18 reste non mouillé pendant plus de 75 jours, l'air demeurant à l'intérieur de la structure massive. Ces résultats illustrent l'importance des matériaux massifs superhydrophobes pour leurs applications en non-mouillage. Une fois maîtrisée, la procédure de chimie polymérique peut être réalisée en seulement trois à quatre jours avec une planification rigoureuse.
En outre, une fois que des paramètres appropriés de filage ou de pulvérisation électrostatique ont été déterminés, la fabrication de mailles et de revêtements particulaires peut être réalisée en une à trois heures, selon l'épaisseur souhaitée pour ces matériaux.
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Cette étude porte sur la fabrication de mailles fibreuses biodégradables et de revêtements de nanoparticules ou de microparticules à l'aide de mélanges de polymères biomédicaux. L'hydrophilie de ces matériaux est ajustée en faisant varier le mélange de copolymères, conduisant à des propriétés superhydrophobes.
Les matériaux polymères superhydrophobes fabriqués par électrofilage ou électrospray permettent un contrôle précis de la mouillabilité, répondant ainsi aux besoins avancés de la recherche et du développement biomédicaux. Ces matériaux offrent des propriétés de surface ajustables et une production échelonnée, influençant directement la conception de dépôts de délivrance de médicaments et d'autres interfaces biomédicales non mouillantes. Leur polyvalence les positionne comme des atouts précieux pour les phases précoces de la découverte et les filières de recherche translationnelle.
Ces méthodes de fabrication et de caractérisation s'intègrent du stade initial de la découverte jusqu'à l'évaluation préclinique des matériaux, soutenant une optimisation itérative et une progression adaptée aux risques.