Name: Purification de souris vaisseaux cérébraux (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-11-10T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 32 s
Description: Découvrez une méthode de purification des vaisseaux cérébraux chez la souris par centrifugation lente et filtration, sans anticorps ni souches transgéniques. Cette technique préserve l'intégrité structurale pour l'étude de la barrière hémato-encéphalique.

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1. Les solutions et matériaux <ol><li> Préparer des solutions de navires d&#39;isolement: B1, ajouter 1,5 ml de HEPES 1M à 150 ml de HBSS; B2, ajouter 3,6 g de dextrane à 20 ml de B1; B3, ajouter 1 g de BSA pour 100 ml de B1. </li><li> Modifier le porte-filtre en coupant le fond de la partie supérieure de vissage. </li><li> Préparer des solutions de immunocoloration: solution de fixation, 4% de paraformaldehyde dans PBS pH 7,4; Perméabilisation / solution de blocage, diluer du sérum de chèvre à 5% de Triton X100 et à 0,25% dans du PBS pH 7,4. Remarque: La fixation dépend du type d&#39;anticorps primaires utilisés. </li></ol> 2. Dissection Nota: Des conditions stériles ne sont pas nécessaires, à moins que les navires sont utilisés à des fins de culture de cellules. <ol><li> Préparer un bêcher de 150 ml avec 20 ml de B1. Garder sur la glace et couvrir avec du parafilm pour éviter la contamination de l&#39;air. </li><li> Profondément anesthésier la souris sous une capuche avec une petite serviette de papier trempé dans 1 ml d&#39;isoflurane pur qui est int ajoutéso la cage. L&#39;anesthésie est vérifiée par l&#39;absence de réaction à un pincement de l&#39;orteil. Tuez la souris par dislocation cervicale. Remarque: Ces étapes sont réalisées en conformité avec les réglementations nationales et institutionnelles. </li><li> Facultatif: Procédez perfusion intracardiaque avec 20 ml de PBS 1x pour éliminer le contenu de sang 24. </li><li> Section de la peau avec un scalpel à partir du cou au nez et retirez. Retirer tous les poils contaminantes avec PBS 1x. </li><li> Pour ouvrir le crâne, d&#39;abord insérer des ciseaux en avant vers le bulbe olfactif, et ouvrir les ciseaux pour rompre le crâne en deux parties. </li><li> Retirez délicatement le cerveau à l&#39;aide d&#39;une spatule de cerveau. Disséquer les plexus choroïde des ventricules latéraux comme ils contaminer le vaisseau sanguin préparation 38. NOTE: En option: La préparation finale contiendra parenchyme et les méninges navires. Dans le cas contraire on le souhaite, des méninges peuvent être décollée suivant le mode opératoire décrit par 38. </li><li> Transfert le cerveau dans le bécher contenant une solution de B1 sur la glace. Jusqu&#39;à 8 cerveaux peuvent être traités ensemble. </li></ol> 3. Homogénéisation des tissus du cerveau <ol><li> L&#39;utilisation de deux scalpels, manuellement et battre vigoureusement le cerveau dans la solution de B1 par la suite l&#39;obtention de petits morceaux d&#39;environ 2 mm. </li><li> Homogénéiser la préparation avec un homogénéisateur Dounce automatisée, effectuant 20 coups à 400 tpm. Assurez-vous que le tube de verre est maintenue dans de la glace et que la partie supérieure de la douncer est en solution lors du déplacement de haut en bas, de manière à éviter la formation de poches d&#39;air. Si plusieurs échantillons sont préparés, lavez la douncer avec de l&#39;eau ionisée entre chaque homogénéisation. </li></ol> Purification 4. navire <ol><li> Transfert de l&#39;homogénat dans un tube en plastique de 50 ml et procéder à la centrifugation à 2000 g pendant 10 min à 4 ° C. Une grande interface blanche (la plupart du temps de la myéline) se forme sur le dessus de la pastille de la cuve (rouge si aucune perfusion a été effectuée). </li><li> Jeter le surnageant. Le culot de la cuve et l&#39;interface blanc resteront attachés ensemble. Ajouter 20 ml de solution de B2 glacée et agiter le tube manuellement et vigoureusement pendant 1 min. </li><li> Passez à la deuxième centrifugation à 4400 g pendant 15 min à 4 ° C. La myéline va maintenant former une couche blanche dense à la surface du surnageant. </li><li> Détacher soigneusement la couche de myéline des parois du tube en tenant le tube et le faisant tourner lentement pour permettre au surnageant de passer le long des parois. Jeter la myéline avec le surnageant. Le culot contenant les vaisseaux reste attaché au fond du tube. </li><li> Tamponnez la paroi intérieure du tube avec un papier absorbant enroulé autour d&#39;un 5 ml en plastique pipette et retirer tous les fluides résiduels, évitez de toucher le culot de navire. Garder le tube à l&#39;envers sur un papier absorbant pour drainer tout liquide restant. </li><li> Suspendre le culot dans 1 ml de solution de B3 glacée par pipetage de haut en bas avec des pointes à faible liaison, keeping le tube sur la glace, puis ajouter encore 5 ml de solution de B3. Assurez-vous que les navires sont dispersés autant que possible et ne forment pas d&#39;agrégats. </li></ol> 5. Filtration <ol><li> Préparer un bêcher sur de la glace avec 30 ml d&#39;une solution d&#39;B3 glacée. Couvrir avec du parafilm pour éviter la contamination de l&#39;air. </li><li> Placer un filtre à mailles de 20 um sur un porte-filtre modifié sur le sommet d&#39;un flacon de Becker et équilibrer en appliquant 10 ml de solution d&#39;B3 glacée. </li><li> Verser la préparation de la cuve du filtre et rincer les récipients avec 40 ml de solution d&#39;B3 glacée. </li><li> Récupérer le filtre à l&#39;aide des pinces propres et plonger immédiatement dans le bêcher contenant la solution de B3. Détachez les navires de la filtre en le secouant doucement. </li><li> Verser le contenu du bêcher dans un tube en plastique de 50 ml et on centrifuge à 2000 g pendant 5 min à 4 ° C. </li><li> Note: Alternativement, la suspension par les vaisseaux du cerveau de l&#39;étape 4.6 peut être filtré sur un filtre de 100 um mesh.Dans ce cas, les grands navires sont préférentiellement retenues sur le filtre tandis que le flux continu contient microvaisseaux (principalement capillaires), qui sont ensuite filtrés sur un filtre de 20 um mesh comme ci-dessus. </li><li> Reprendre le culot de microvaisseaux dans 1 ml de solution de B3 glacée et le transférer à la pipette dans un tube Eppendorf de 1,5 ml. Centrifuger à 2000 g pendant 5 min à 4 ° C. </li></ol> 6. Fixation, Perméabilisation et le blocage <ol><li> Les navires de transfert par pipetage dans 0,2 ml tubes PCR contenant du PBS en utilisant un 1,0 ml faible pointe de liaison. Veillez à ne pas toucher les navires, car ils peuvent adhérer à la partie extérieure de la pointe. Effectuez toutes les étapes suivantes sous un microscope binoculaire. </li><li> Pour chacune des modifications moyennes suivantes, laisser les tubes sur la glace jusqu&#39;à ce que les navires ont atteint le fond, et la pipette sur la plupart des liquides en utilisant les embouts de pipettes gel chargement longs et chose. </li><li> Retirer la plupart des PBS et ajouter 200 ul de solution de fixation.Suspendre les navires en agitant doucement et incuber pendant 20 min à température ambiante. </li><li> Introduire à la pipette sur la solution de fixateur et le remplacer avec 200 pi de PBS 1x (premier lavage), incuber pendant 5 min à température ambiante et répétez cette étape 3 fois. Chaque fois, vérifier que les navires ont correctement coulé au fond des tubes et pipettes sur PBS 1x, assurant que les navires ne sont pas touchés. </li><li> Après le dernier lavage, remplacer 1x PBS par le / la solution de blocage de perméabilisation et incuber 1 heure à température ambiante, la remise en suspension des vaisseaux en secouant délicatement de temps en temps. </li></ol> 7. Immunocoloration <ol><li> Remplacer la solution de perméabilisation / blocage avec le mélange d&#39;anticorps primaires (voir les références des anticorps utilisés ici et dilutions dans les matériaux modèle de tableau) dilué dans le / la solution de blocage de perméabilisation, et incuber à 4 ° CO / N. </li><li> Après 3 lavages en PBS à la température ambiante, incuber les vaisseaux avec le mélange d&#39;anticorps secondaire dilué dans du PBS pendant 2 heuresà la température ambiante. </li><li> Remarque: nous vous recommandons vivement d&#39;effectuer une coloration nucléaire avec Hoechst (1: 2000) ou DAPI (1: 2000) afin de distinguer les navires de contaminants possible poils ou de poussières sous le microscope. </li><li> Après 3 lavages dans du PBS, remettre en suspension les récipients dans 50 ul de PBS. </li></ol> 8. Montage et Observation <ol><li> Préparer une pointe avec un capillaire de verre siliconé: couper une pointe de pipette P200 aide d&#39;un scalpel et d&#39;ajuster le capillaire à l&#39;intérieur. Le volume approximatif du capillaire est de 40 ul. </li><li> Transférer les navires sur une lame de verre à l&#39;aide du capillaire de verre siliconé et retirer délicatement le liquide avec un morceau de papier absorbant. </li><li> Appliquer une seule goutte de milieu de montage sur les navires et maintenez une lamelle à 45º permettant la baisse de répandre le long du bord de la barbotine. Laissez aller au large de la lamelle et laisser moyen de se propager lentement. Laissez sécher O / N à la température ambiante à l&#39;abri de la lumière. Les navires peuvent être observées sous un Déessent microscope confocal. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La barrière hémato-encéphalique régule le passage de substances physiologiques dans et hors du système nerveux central et le protège contre des substances potentiellement nocives présentes dans le sang. Elle intervient dans plusieurs pathologies du système nerveux central, incluant les maladies neurodégénératives 2 et 28 tumeurs du cerveau. Le très faible perméabilité de la BHE entrave également le passage d&#39;agents thérapeutiques ciblant les cellules neuronales et le développement de méthodes qui ont l&#3...

Le bon fonctionnement du système nerveux central (SNC) nécessite un environnement extracellulaire très réglementé, et ses besoins métaboliques sont énormes par rapport à d&#39;autres organes 1. Le CNS est aussi extrêmement sensibles à un large éventail de produits chimiques, généralement inoffensifs pour les organes périphériques, mais à elle, neurotoxique. Pour assurer un fonctionnement correct, la majeure partie du système vasculaire du SNC »forme une barrière endothéliale; la barrière hémato-encéphalique (BHE), qui commande l&#39;écoulement des molécules et des ions ainsi que le passage des cellules immunitaires entre le sang et le cerveau, ce qui maintient approprié homéostasie 2, mais en limitant également l&#39;entrée de médicaments thérapeutiques, les traitements entravant ainsi de troubles neurologiques 3. Au niveau cellulaire, le BBB est principalement soutenue par de vastes jonctions serrées entre les cellules endothéliales, l&#39;expression polarisée des transporteurs d&#39;efflux et un taux de transcytose très faible 4. Propriétés et fonctions de la BHE sont essentiellement induites par NEighboring 4 cellules. En particulier, les péricytes jouent un rôle important dans l&#39;induction et le maintien de la BHE 5,6. Être cellules contractiles, péricytes régulent également le flux sanguin 7 comme les cellules musculaires lisses entourant les grands navires. Enfin, les astrocytes, les principales cellules gliales du cerveau, envoient de grandes procédés mentionnés endfeet autour de la majeure partie du système vasculaire du cerveau 8 et moduler Bureau intégrité et la quiescence immunitaire 9, le transfert de metabolites de neurones 10, et induire le couplage étroit entre l&#39;activité neuronale et le flux sanguin 11,12. La possibilité d&#39;étudier les propriétés moléculaires et cellulaires du système vasculaire cérébral est crucial de mieux caractériser sa contribution à la physiologie du cerveau et de la physiopathologie. Pour aborder cette question, les stratégies visant à isoler le système cérébro-vasculaire du cerveau ont été développées, qui permettent pour la préparation de fragments des vaisseaux du cerveau intactes. Cerebral navire purification a d&#39;abord été décrite en utilisant les encéphales 13 et améliorée et adaptée à d&#39;autres espèces, en particulier les rongeurs 14. Dans cette dernière étude, l&#39;utilisation de filtres de taille variable a été introduit pour séparer les vaisseaux cérébraux pour des fractions enrichies dans des récipients de diamètres différents. Fait intéressant, dans ces préparations, les cellules endothéliales ont gardé leurs propriétés métaboliques 15, la fonctionnalité de transporteur et de polarisation 16 17. Ici, nous décrivons en détail ce protocole et démontrent en outre que les navires isolés conservent la plupart de leur dans les structures in situ. Les cellules endotheliales restent liés par des jonctions serrées et entourés par une membrane basale continue. Péricytes et les cellules musculaires lisses restent attachés à la couche endothéliale, ainsi que des membranes d&#39;astrocytes périvasculaires. Cependant, les astrocytes, les cellules de la microglie, les neurones et les oligodendrocytes sont éliminés. Enfin, nous décrivons une procédure pour effectuer immunocoloration sur les vaisseaux cérébraux isolés. </p&gt; Jusqu&#39;à présent, la plupart des études moléculaires et cellulaires du système vasculaire cérébral concernant ont été effectués sur les cellules des vaisseaux cérébraux purifiés dissociées en utilisant des souches de souris journaliste cellulaires spécifiques ou des procédures sur la base de 18,19 immunocoloration-tri cellulaire. Bien que ces techniques permettent l&#39;isolement de populations de cellules vasculaires cérébraux presque purs, des cellules isolées perdent totalement leur morphologie in situ et les interactions, qui à son tour, affecte grandement leurs propriétés moléculaires et cellulaires. Le protocole décrit ici, ce qui permet l&#39;isolement de fragments cérébrovasculaires entières sans avoir besoin d&#39;anticorps spécifiques ou les taches de souris transgéniques, offre une bonne alternative comme la structure globale des vaisseaux cérébraux isolés est conservée, ainsi, de diminuer répercussions sur leurs propriétés moléculaires. Vaisseaux isolés pourraient ensuite être utilisés pour l&#39;étude de l&#39;activité des gènes, la synthèse des protéines et de la réglementation à la BBB comme récemment décrit 20,21 </sup&gt;. Enfin, par rapport à microdissection laser 22,23 Le présent Protocole est peu coûteux, facile à réaliser et rapidement adaptable pour tout laboratoire.

<table><tbody><tr><td>Broyeur de tissus Taille C</td><td>Thomas scientific</td><td>3431E25</td><td></td></tr><tr><td>centrifugeuse 5415&nbsp ; R</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>centrifuge 5810 R</td><td>Eppendorf</td><td>5811000320</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope modulaire haute performance</td> Le système compact <td>Leica</td><td>MZ6</td><td></td></tr><tr><td>offre des pointes Leica LED1000</td><td>Leica</td><td>LED1000</td><td></td></tr> à <tr><td>faible liaison de haute qualité (P1000)</td><td>Sorenson BioScience</td><td>14200T</td><td></td></tr><tr><td>Swinnex 47 mm porte-filtre PP 8/pk</td><td>Millipore</td><td><a href="http://www.millipore.com/catalogue/itemdetail.do?id=SX0004700">SX0004700</a></td><td></td></tr><tr><td>Disque filtrant en nylon Hydrophile 20 &micro ; m 47 mm 100/Pk</td><td>Millipore</td><td><a href="http://www.millipore.com/catalogue/itemdetail.do?id=NY2004700">NY2004700</a></td><td></td></tr><tr><td>Disque filtrant en nylon Hydrophile 100 &micro ; m 47 mm 100/Pk</td><td>Millipore</td><td><a href="http://www.millipore.com/catalogue/itemdetail.do?id=NY1H04700">NY1H04700</a></td><td></td></tr>Standard <tr><td>Wall Borosilicate Tubing</td><td>Sutter Instrument</td><td>B150-86-7.5</td><td></td></tr><tr><td>Lames de microscope</td><td>Thermo Scientific</td><td>1014356290F</td><td></td></tr><tr><td>Lames de couverture, Épaisseur 1</td><td>Thermo Scientific</td><td>P10143263NR1</td><td></td></tr><tr><td>0,2 ml Tubes à paroi mince et capuchon bombé</td><td>Thermo Scientific</td><td>AB-0266</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp ; PARAFILM M (cylindre 4 po. & fois 125 pi)</td><td>Sigma</td><td>P7793-1EA</td><td></td></tr><tr><td>HBSS, sans calcium, sans magnésium, sans rouge phénol</td><td>Life technology</td><td><a href="https://www.lifetechnologies.com/order/catalog/product/14175129">14175-129</a></td><td></td></tr><tr><td>HEPES (1M)</td><td>Life technology</td><td>15630056</td><td></td></tr><tr><td>Dextran de Leuconostoc spp. Mr ~70,000</td><td>Sigma</td><td>31390</td><td></td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine</td><td>Sigma</td><td>A2153</td><td></td></tr><tr><td>10x PBS</td><td>Euromedex</td><td>ET330</td><td></td></tr><tr><td>16 % Formaldéhyde (p/v), sans méthanol&nbsp ;</td><td>Thermo Scientific</td><td>28908</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>X100</td><td></td></tr><tr><td>bisBenzimide H 33342 trichlorhydrate (Hoechst)</td><td>Sigma</td><td>14533</td><td></td></tr><tr><td>Milieu de montage Fluoromount-G</td><td>Southern Biotech</td><td>0100-01</td><td></td></tr><tr><td>Isolectine GS-IB4 de Griffonia simplicifolia, conjugué Alexa Fluor 488 ; Dilution 1/100</td><td>Life technology</td><td>I21411</td><td></td></tr><tr><td>Agrin (lapin) ; dilution 1/400</td><td>aimablement fournie par le Dr Markus A Ruegg</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti ZO-1 (souris, clone 1A12)</td><td>Life technology</td><td>33-9100</td><td>dilution 1:500</td></tr><tr><td>Anti Smooth Muscle Actin (souris, clone 1A4)</td><td>Sigma</td><td>A2547</td><td>&nbsp ; dilution 1:500</td></tr><tr><td>Anti GFAP (souris, clone GA5)</td><td>Sigma</td><td>G3893</td><td>&nbsp ; dilution 1:500</td></tr><tr><td>Anti AQP4 (lapin)</td><td>Sigma</td><td>A5971</td><td>&nbsp ; dilution 1:500</td></tr><tr><td>Anti Cx43 (souris, clone&nbsp ; 2)</td><td>BD Biosciences</td><td>610061</td><td>&nbsp ; dilution 1:500</td></tr><tr><td>Anti Olig2 (lapin)</td><td>Millipore</td><td>AB9610</td><td>&nbsp ; dilution 1:200</td></tr><tr><td>Anti NF-M (souris)</td> <td>fourni par le Dr Beat M. Riederer, Université de Lausanne, Suisse.</td><td>&nbsp ; dilution 1:10</td><td></td></tr><tr><td>Anti Iba1 (lapin)</td><td>Wako</td><td>019-19741</td><td>&nbsp ; dilution 1:400</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 Chèvre Anti-souris IgG (H+L)</td><td>Technologie de vie</td><td>d’anticorps A11029</td><td>&nbsp ; dilution 1:2 000</td></tr><tr><td>Anticorps secondaire anti-IgG (H+L) de chèvre, conjugué Alexa Fluor 488</td><td>Technologie de vie</td><td>A11034</td><td>&nbsp ; dilution 1:2 000</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 555 Chèvre Anti-souris IgG (H+L)</td><td>Technologie de vie</td><td>d’anticorps A21424</td><td>&nbsp ; dilution 1:2 000</td></tr><tr><td>Anticorps secondaire IgG (H+L) anti-Rabbit IgG (H+L), conjugué Alexa Fluor 555</td><td>Technologie Life</td><td>A21429</td><td>&nbsp ; dilution 1:2 000</td></tr></tbody></table>

purification de souris vaisseaux cérébraux

Purification of Mouse Brain Vessels

Dans le cerveau, la majeure partie du système vasculaire est constituée d&#39;une barrière sélective, la barrière hémato-encéphalique (BHE) qui régule l&#39;échange des molécules et des cellules du système immunitaire entre le cerveau et le sang. En outre, l&#39;énorme demande métabolique neuronale nécessite un règlement d&#39;instant en instant de la circulation sanguine. Notamment, des anomalies de ces réglementations sont les caractéristiques étiologiques de la plupart des pathologies du cerveau; y compris un glioblastome, un accident vasculaire cérébral, l&#39;oedème, l&#39;épilepsie, les maladies dégénératives (ex: la maladie de Parkinson, la maladie d&#39;Alzheimer), les tumeurs cérébrales, ainsi que des affections inflammatoires telles que la sclérose en plaques, la méningite et dysfonctionnements cérébraux induite par le sepsis. Ainsi, la compréhension des événements de signalisation modulant la physiologie vasculaire cérébral est un défi majeur. Beaucoup de perspicacité dans les propriétés cellulaires et moléculaires des différents types de cellules qui composent le système vasculaire cérébral peut être acquise à partir de la culture ou de la cellule primaire de tri du tissu cérébral fraîchement dissociée. cependant,propriétés telles que la polarité cellulaire, la morphologie et les relations intercellulaires ne sont pas maintenus dans de telles préparations. Le protocole que nous décrivons ici est conçu pour purifier des fragments des vaisseaux du cerveau, tout en maintenant l&#39;intégrité structurelle. Nous montrons que des vaisseaux isolés constitués de cellules endothéliales scellées par des jonctions serrées qui sont entourés par une membrane basale continue. Pericytes, cellules musculaires lisses, ainsi que les astrocytes périvasculaires membranes de endfeet restent attachés à la couche endothéliale. Enfin, nous décrivons comment effectuer des expériences de immunocoloration sur les vaisseaux cérébraux purifiés.

Ici, nous décrivons un protocole permettant l&#39;isolation mécanique des vaisseaux du cerveau 14. La figure 1 résume les principales étapes de cette technique. L&#39;architecture des vaisseaux cérébraux est complexe et comprend plusieurs types de cellules, à savoir, les cellules endotheliales scellées par des jonctions serrées et les pericytes, entourés par les cellules musculaires lisses, et les procédés pour les pieds 9 astrocyte. Ainsi, suite à l&#39;isolement...

Nous décrivons un protocole permettant la purification du compartiment vasculaire du cerveau de la souris. Les vaisseaux cérébraux isolés comprennent des cellules endothéliales reliées par des jonctions serrées et entourées d’une lame basale continue, des péricytes, des cellules musculaires lisses vasculaires, ainsi que des membranes astrogliales périvasculaires.

Purification de souris vaisseaux cérébraux

In the brain, most of the vascular system consists of a selective barrier, the blood-brain barrier (BBB) that regulates the exchange of molecules and ...

L'objectif général de cette procédure est de purifier le compartiment vasculaire du cerveau de la souris tout en préservant son intégrité structurelle, en utilisant une série de centrifugations lentes et de filtrations, sans nécessiter d'anticorps spécifiques ni de souches transgéniques. De nombreux efforts ont été déployés pour développer des techniques permettant des études cellulaires, moléculaires et pharmacologiques de la barrière hémato-encéphalique. L'absence d'étapes de séparation, de gradients, de colonnes ou de centrifugation à haute vitesse rend la purification des vaisseaux cérébraux par cette procédure très simple, rapide et peu coûteuse.Les vaisseaux cérébraux resteront structurellement intacts, avec les cellules endothéliales scellées par des jonctions serrées et entourées par les parasites basolatéraux, la plupart des cellules musculaires vasculaires et les membranes astrocytaires périvasculaires. Ce protocole peut aider à répondre à des questions clés concernant la fonction du compartiment vasculaire de la BCE et permettre l'étude de sa composition moléculaire. La démonstration de la procédure sera assurée par un postdoctorant de l'équipe de Martin Coen S. Avant de commencer la procédure, découpez le fond de la partie supérieure filetée du porte-filtre.Ensuite, utilisez un scalpel pour inciser la peau du cou de la souris jusqu'au nez et tirez la peau vers l'arrière. Lavez le crâne avec du PBS pour éliminer les poils contaminants, puis insérez une paire de ciseaux dans le crâne en avant des bulbes olfactifs. Ouvrez les ciseaux pour fracturer le crâne en plusieurs parties et retirez le cerveau à l’aide de la spatule.Ensuite, disséquez le plexus choroïde des ventricules latéraux et transférez le cerveau dans un bécher de 150 millilitres contenant 20 millilitres de solution B un sur de la glace. Puis, utilisez deux scalpels pour hacher vigoureusement le cerveau en fragments de tissu de deux millimètres, et utilisez un homogénéisateur automatique descendant pour homogénéiser le tissu pendant 20 allers-retours à 400 tr/min sur de la glace. Pour purifier les vaisseaux, transférez l'homogénat dans un tube en plastique de 50 millilitres et centrifugez la suspension de tissu.Dans une centrifugeuse à rotor oscillant, une grande interface blanche composée principalement de myéline se formera au-dessus du culot dans le récipient. Jetez le surnageant à 20 millilitres de solution B deux glacée, puis agitez vigoureusement le tube pendant une minute. Après une seconde centrifugation, la myéline formera une couche blanche dense à la surface du surnageant.Faites tourner lentement le tube pour permettre à la solution B deux de s'écouler le long de la paroi lors de la vidange, puis jetez la myéline avec le surnageant. Utilisez ensuite une pipette en plastique enveloppée dans du papier absorbant pour éliminer tout liquide résiduel des parois du tube. Veillez à ne pas toucher le culot et retournez le tube à l’envers sur de la glace.Ensuite, resuspendez le culot dans un millilitre de solution B3 glacée, puis ajoutez cinq millilitres supplémentaires de solution B3 en veillant à ce que les vaisseaux ne forment pas d'agrégats. Placez maintenant un filtre en nylon de 20 microns au-dessus d’un flacon Büchner et équilibrez le filtre avec 10 millilitres de solution B3 glacée. Versez la préparation de vaisseaux sur le filtre et rincez soigneusement les vaisseaux avec 40 millilitres supplémentaires de solution B3 glacée.Ensuite, utilisez des pinces propres pour transférer immédiatement le filtre dans un bécher contenant 30 millilitres de solution B trois fraîche, et agitez doucement les récipients contenant le filtre. Versez le contenu du bécher dans un tube en plastique de 50 millilitres. Ensuite, après une centrifugation, remettez en suspension le culot dans un millilitre de solution B trois glacée avant la coloration immunologique.Transférez les vaisseaux dans des tubes PCR de 0,2 millilitre et placez les tubes sur de la glace jusqu’à ce que le sédiment tissulaire se dépose au fond des tubes. Ensuite, utilisez des pointes de chargement de gel pour aspirer la majeure partie du liquide. Puis, insérez une capillaire en verre silanisée de 40 micromètres dans une pointe de pipette P200, et utilisez la capillaire pour transférer les vaisseaux sur une lame de verre ; une fois que les vaisseaux sont bien déposés, retirez soigneusement le liquide à l’aide d’un morceau de papier absorbant.Ensuite, déposez une seule goutte de milieu de montage sur les vaisseaux et appliquez une lamelle à un angle de 45 degrés, en laissant le milieu de montage s'étendre le long du bord du verre jusqu'à ce que la lamelle soit en place. Sur cette image, une marquage RIN continu autour des cellules endothéliales nerveuses peut être observé, confirmant la rétention de la lame basale sur les vaisseaux purifiés. Des composants des jonctions serrées endothéliales, tels que ZO-1, sont également détectés sur les vaisseaux purifiés.De plus, les marquages par NG deux et par l'actine des cellules musculaires lisses indiquent respectivement la rétention de parasites intacts et de cellules musculaires lisses vasculaires. Les protéines membranaires astrogliales périvercutaires connexion 43 et aquaporine quatre sont également détectées à la surface des vaisseaux purifiés, démontrant la rétention supplémentaire des membranes des astrocytes périvercutaires au cours du processus de purification. Toutefois, seules des fibres positives pour la GFAP dispersées et courtes sont observées sur les vaisseaux isolés, révélant que les corps cellulaires des astrocytes ne sont pas co-purifiés. Seules quelques fibres neuronales restent attachées aux vaisseaux.De même, les cellules positives pour IBA un et oli deux ne sont pas non plus détectées, ce qui confirme que les microglies et les oligodendrocytes ne sont pas co-purifiés. Nous recommandons vivement de retirer le plexus choroïde actuel avant l'homogénéisation du cerveau, car nous l'avons identifié comme une source potentielle de contamination, de travailler dans un espace propre et d'éviter toute contamination par les cheveux et la poussière, étant donné que les anticorps présentent une forte affinité non spécifique pour ces matériaux.Il est également important de toujours effectuer une coloration nucléaire. Il est possible d'éliminer les cellules sanguines des vaisseaux purifiés en réalisant une perfusion intracardiaque au PBS avant l'extraction des vaisseaux. Nous avons réussi à extraire des airs et des protéines de vaisseaux purifiés par cette procédure, tant à partir de palettes de vaisseaux fraîchement préparées que congelées.Nous avons également utilisé des sondes fluorescentes et la microscopie confocale pour étudier la fonction de transport endothélial ex vivo des vaisseaux. Nous vous souhaitons bonne chance dans vos expériences.

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Dans cet article, nous présentons une technique simple, pratique pour la coulée vasculaire cérébral qui est facile à réaliser et peut être utilisé à l'image de l'arbre vasculaire du cerveau de souris adulte.

Moulage cérébrovasculaire de la souris adulte pour l&#39;imagerie 3D et l&#39;analyse morphologique

Cette vidéo démontre l'isolement des vaisseaux intacts du cerveau d'une souris qui constituent la barrière hémato-encéphalique (BHE) avec les neurones et les cellules gliales. Les vaisseaux isolés peuvent être utilisés comme modèle in vitro pour étudier leur rôle dans le maintien de l’homéostasie cérébrale.

Isolement des vaisseaux cérébraux de souris : un protocole pour isoler les vaisseaux intacts d’un échantillon de cerveau murin

Cette vidéo montre l’isolement des capillaires à partir de cerveaux porcins frais. Le processus consiste à éliminer les méninges, à isoler la matière grise du tissu cérébral, à homogénéiser et à filtrer la matière grise pour isoler les capillaires, et enfin à utiliser la digestion enzymatique pour purifier davantage les capillaires.

Purifier les capillaires d’un cerveau porcin

Cette vidéo montre une méthode pour isoler les péricytes cérébraux du cerveau d’une souris. Les cellules isolées sont cultivées dans des milieux spécifiques aux péricytes pour favoriser la prolifération des péricytes.

Isolement et culture de péricytes cérébraux de souris

Cette vidéo montre une méthode pour isoler les tubes endothéliales du parenchyme cérébral de souris. Grâce à une combinaison de digestion enzymatique et de dissociation mécanique, le processus produit un tube intact avec des cellules endothéliales.

Préparation de tubes endothéliales cérébraux à partir d’artérioles parenchymateuses de souris

Les cellules endothéliales microvasculaires cérébrales (BMEC) sont interconnectées par des protéines jonctionnelles spécifiques formant une barrière hautement régulée séparant le sang et le système nerveux central (SNC), ce que l’on appelle la barrière hémato-encéphalique (BHE). L’isolement des cellules endothéliales microvasculaires cérébrales primaires murines, comme nous l’avons vu dans ce protocole, permet des études in vitro détaillées de la BHE.

Isolement de cellules primaires murins cerveau endothéliales microvasculaires

Nous décrivons ici un protocole reproductible pour isoler le cercle de souris de Willis.

Protocole pour Isoler le Cercle de souris de Willis

Nous présentons un protocole pour l'extraction des péritéytes cérébraux murines. Basé sur une extraction de périyte orientée vers l'enrichissement sans antibiotiques, ce protocole est un outil précieux pour les études in vitro offrant une pureté élevée et un rendement élevé, diminuant ainsi le nombre d'animaux expérimentaux utilisés.

Une méthode de sortie élevée pour isoler les péricartétes cérébraux de la souris

La préparation intensive de « tubes » endothéliaux cérébraux intacts de souris à partir d’artérioles parenchymateuses cérébrales est illustrée pour étudier la régulation du flux sanguin cérébral. De plus, nous démontrons les forces expérimentales de ce modèle d’étude endothéliale pour l’imagerie par fluorescence et la mesure électrophysiologique des principales voies de signalisation cellulaire, y compris les changements dans le potentiel intracellulaire [Ca2+] et membranaire.

Isolement et analyse fonctionnelle de l’endothélium artériolaire du parenchyme cérébral de souris

Nous démontrons l’induction chimique de la dilatation des gros vaisseaux sanguins chez la souris comme modèle pour l’étude de la dysfonction cérébrovasculaire, qui peut être utilisé pour la modélisation de la démence vasculaire et de la maladie d’Alzheimer. Nous démontrons également la visualisation du système vasculaire en injectant un composé de caoutchouc de silicone et en fournissant un guidage visuel clair pour mesurer les changements dans la taille des vaisseaux sanguins.

Une approche visuelle pour induire la dolichoectasie chez la souris afin de modéliser le dysfonctionnement cérébrovasculaire médié par les grands vaisseaux

Découvrez une méthode de purification des vaisseaux cérébraux chez la souris par centrifugation lente et filtration, sans anticorps ni souches transgéniques. Cette technique préserve l'intégrité structurale pour l'étude de la barrière hémato-encéphalique.

Purification de souris vaisseaux cérébraux

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