Champ géomagnétique (FMV) et Evolution des végétaux: Étude des effets de la GMF Reprise sur Arabidopsis thaliana Développement et Gene Expression

L’objectif global de cette procédure est de produire l’inversion du champ géomagnétique ou GMF avec des bobines Holts de barre contrôlées par une alimentation électrique. En fin de compte, il est démontré que l’inversion du GMF affecte la morphologie et l’expression génique des plantes. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans un domaine de l’évolution des plantes, telles que l’inversion du champ magnétique terrestre pourrait-elle avoir joué un rôle dans l’évolution et l’adaptation des plantes.

Le principal avantage de cette technique est qu’elle peut être utilisée pour tester les effets biologiques potentiels de champs magnétiques faibles dans un organisme modèle simple qui peut être cultivé avec de nombreuses répétitions, le tout dans des conditions contrôlées avec précision. La démonstration de cette procédure sera assurée par Alberto Bocco et un étudiant sous la direction de mon laboratoire, ainsi que Kiara aa. Elle est doctorante dans mon laboratoire et CIA Bertea, qui est professeure associée dans mon groupe.

Pour commencer, allumez les trois alimentations CC qui sont connectées aux trois couples de paires de bobines de Helm Holt et allumez le magnétomètre à trois axes dont la sonde est insérée dans les bobines triaxiales. Allumez l’ordinateur et lancez le logiciel du magnétomètre qui permet de collecter des données à partir du magnétomètre à trois axes. Les alimentations sont également connectées à un ordinateur via une connexion A-G-P-I-B pour le contrôle.

Réglez les tensions des alimentations pour générer le champ magnétique souhaité avec un vecteur de champs magnétiques inversés, comme décrit dans le protocole texte. Placez les graines d’Arabidopsis Aliana écotype Columbia, zéro dans une surface de tube de 1,5 millilitre, stérilisées par traitement avec une solution d’hypochlorite de calcium pendant 10 à 12 minutes à 25 à 28 degrés Celsius avec agitation continue. Ensuite, rincez les graines deux fois avec de l’éthanol à 80 %, suivi d’un lavage avec de l’éthanol à cent pour cent.

Et enfin, un rinçage à l’eau distillée stérile. Préparez un litre de milieu modifié Murrah Shiga et SCOG comme décrit dans le protocole de texte avant la solidification. Versez 80 millilitres de milieu dans chaque assiette de Petri carrée, donc 30 graines stériles sur une assiette.

Scellez ensuite les plaques avec un film cireux. Verniez les plaques horizontalement dans l’obscurité à quatre degrés Celsius pendant deux jours pour potentialiser et synchroniser la germination. Préparez les lampes à vapeur de sodium en recouvrant le projecteur d’une pellicule de gélatine bleue pour réduire la composante rouge des lampes après la vernalisation.

Préparez-vous à exposer les plaques de Pétri à la normale ou à l’inverse. GMF. Exposez les graines dans un environnement climatisé à 22 degrés Celsius en position verticale. Dans des expériences parallèles à la fois à l’extérieur des bobines triaxiales et à l’intérieur des bobines triaxiales.

Sous un horaire de période photo de huit heures, l’obscurité et 16 heures de lumière. Après l’exposition, prenez des photos des boîtes de Pétri pour calculer la longueur des racines et les surfaces des feuilles. Tout d’abord, mesurez le côté de la plaque de Pétri.

Ouvrez ensuite l’image de la plaque de Petri dans le logiciel image J et utilisez l’option de ligne droite pour tracer une ligne qui traverse exactement le côté de la plaque. Dans le menu d’analyse, sélectionnez définir l’échelle et insérez la distance réelle dans la zone de distance connue. Insérez ensuite l’unité de longueur.

Et enfin, cliquez sur l’option globale pour rendre les paramètres disponibles pour toutes les mesures de longueur de racine. Suivez soigneusement la forme de la racine à l’aide de l’outil à main levée. Mesurez la longueur à l’aide de l’option de mesure dans le menu d’analyse.

Continuez à mesurer toutes les racines de l’image et enregistrez le fichier pour une analyse statistique plus approfondie. Pour la zone de feuille du menu de l’image, utilisez l’option d’ajustement, suivie du seuil de couleur, sélectionnez la feuille individuelle et, dans le menu d’analyse, sélectionnez Analyser les particules, enregistrez les mesures individuelles pour l’analyse statistique. Récupérez 30 pousses et 30 racines séparément et congelez-les immédiatement dans de l’azote liquide.

Ensuite, broyez dans de l’azote liquide avec un mortier et un pilon avant d’isoler l’ARN total comme décrit dans le protocole de texte, effectuez toutes les expériences sur un système en temps réel en utilisant le cyber vert Avec ROX comme étalon de charge interne, effectuez la réaction avec un mélange de 25 microlitres. L’utilisation des amorces énumérées dans le protocole textuel comprend des contrôles non transcriptionnels pour surveiller la contamination de l’ADN génomique, ainsi que des contrôles non matriciels. Lire la fluorescence après chaque phase d’agenouillement et d’extension.

Les deux loupes représentent les données recueillies, notamment une courbe d’agenouillement et de dissociation. Accédez à l’écran d’analyse et de configuration et assurez-vous que l’ensemble de données collecté pendant le segment de dissociation de l’expérience est sélectionné. Pour l’analyse de toutes les séries, effectuez une analyse de la courbe de fusion de 55 à 95 degrés Celsius en incluant le segment de dissociation dans le profil thermique.

Utilisez l’écran d’accès à l’écran de la courbe de dissociation via l’onglet résultats. Pour afficher le profil de dissociation. Analysez tous les tracés d’amplification avec le logiciel d’instrument PCR en temps réel.

Pour obtenir les valeurs CT, calibrez et normalisez les niveaux relatifs d’ARN avec le niveau des meilleurs gènes de nettoyage. Accédez à l’écran des tracés d’amplification via l’onglet résultats. Sélectionnez la rampe ou le plateau pour lequel les données doivent être analysées à l’aide de l’écran d’analyse, de sélection et de configuration.

Ensuite, sélectionnez la fluorescence normalisée corrigée de la ligne de base dans le menu Fluorescence du panneau de commandes. Accédez à l’écran de la valeur de l’échantillon de plaque via l’onglet des résultats. Affiche les valeurs CT des puits échantillonnés.

Utilisez quatre gènes de référence différents pour normaliser les résultats de la PCR en temps réel. Sélectionnez le gène le mieux classé à l’aide du logiciel d’analyse et utilisez le gène le plus stable pour la normalisation. Organisez brièvement les données d’entrée sur une feuille Excel avec la première colonne contenant les noms de gènes et la première ligne contenant les noms d’échantillons.

Sélectionnez ensuite le logiciel d’analyse dans la barre de menus. Utilisez la boîte de dialogue pour sélectionner les données d’entrée. Ensuite, vérifiez les noms des échantillons de champ, les noms de gènes et la sortie simple uniquement.

Cliquez sur le bouton Aller Pour effectuer l’analyse, sélectionnez le gène le mieux classé comme gène candidat le plus stable exprimé. Après 10 jours d’exposition, les plantes témoins présentent une longueur de racine significativement plus grande et des folioles plus étendues que les plantes qui ont été exposées à des conditions de GMF inversées après 10 jours d’exposition. L’effet de l’inversion du GMF a été un changement radical dans l’expression génique de tous les gènes testés, y compris le crucifère dans trois protéines de transport du cuivre un et le facteur de transcription sensible à l’oxydoréduction un les barres indiquent l’erreur-type astérisque indiquent des différences significatives entre les plantes exposées à des conditions GMF inversées et normales.

L’effet de l’inversion du GMF n’a induit aucun changement significatif dans l’expression des gènes de pousse. Cependant, une régulation négative drastique a été observée dans l’expression des gènes racinaires des plantes cultivées. Dans des conditions de GMF inverse, ces gènes comprennent thal, aate peroxydase, aate peroxydase, une superoxyde de fer dismutase, une N-A-D-P-H, une oxydase respiratoire, une protéine et un catalyseur trois.

Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée de quelques minutes à aujourd’hui, selon l’expérience requise si elle est correctement réalisée. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne idée de la façon d’inverser ou de modifier le champ géomagnétique et d’effectuer des études morphologiques et génétiques sur les plantes exposées. Lors de cette procédure, il est important d’éliminer toutes les sources de champ magnétique de la région entourée des bobines du casque.

Il est important que les bobines du casque et leurs générateurs ne génèrent pas de chaleur ou de vibrations. L’investigateur doit être mis à l’insu comme condition d’exposition au champ magnétique jusqu’à ce que les données finales aient été enregistrées. Cette technique a permis aux chercheurs en magnétoréception d’explorer l’effet des champs magnétiques sur l’évolution des plantes, le comportement animal et la navigation, ainsi que sur les lignées cellulaires humaines.

À l’avenir, nous espérons réaliser des études similaires en microgravité afin d’évaluer comment l’altération du champ magnétique aura un impact dans les conditions spatiales sur la croissance des plantes. Travailler avec des systèmes qui génèrent de faibles champs magnétiques n’est pas considéré comme dangereux. Cependant, vous devez prendre les précautions normales et vous devez demander l’avis d’un électricien compétent avant de travailler avec des équipements tels que les alimentations électriques des paires de bobines des cales de barre.