Name: Bioluminescence imagerie dun modèle animal pour immunocompétentes glioblastome (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Apprenez l'imagerie de bioluminescence in vivo pour surveiller la croissance tumorale intracrânienne chez des modèles murins immunocompétents. Cette méthode utilise des cellules GL261 modifiées à la luciférase pour étudier l'immunothérapie du glioblastome.

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Nous tenons à remercier Rajwant Kaur pour son assistance technique. Nous tenons à remercier Maxwell Tom pour son aide dans la préparation du lentivirus. Ce travail a été soutenu par la chaire Reza et Georgianna Khatib en chirurgie des tumeurs de la base du crâne à l’UCSF, et par le professeur et la chaire Michael J. Marchese à l’Université Northwestern.

Toutes les procédures décrites ci-dessous ont été examinés et approuvés par le Comité de protection des animaux et usage institutionnel à l&#39;Université Northwestern et ont été réalisées dans des conditions stériles. 1. Modification de cellules GL261 avec luciole luciférase Exprimant NOTE: les vecteurs lentiviraux à base de VIH-1 expriment la luciférase de luciole (Fluc) sous le contrôle du promoteur du virus de la rate formant foyer (SFFV). Le gène rapporteur optique a été cloné dans le vecteur plasmidique pHRSIN-CSGW-dlNotI. <ol><li> Maintenir 293-T des cellules dans du milieu d&#39;Eagle modifié par Dulbecco (DMEM) supplémenté avec 10% de sérum bovin fœtal (FBS) et des cellules de GL261 dans du milieu RPMI supplémenté avec 10% de FBS et 1% de pénicilline-streptomycine à 37 ° C dans une atmosphère humidifiée contenant 95 % d&#39;air et 5% de dioxyde de carbone (CO 2). </li><li> Lorsque la culture de cellules 293-T atteint 80% de confluence dans un flacon T-75, laver les cellules une fois avec du phosphate solution saline tamponnée (PBS) sans Ca2 + et Mg2 +, incuber les cellules avec 3 ml de trypsine (0,05%) à 37 ° C pendant 5 min, trituré avec une pipette de 5 ml en maintenant le ballon légèrement incliné et collecter toutes les cellules du fond du flacon. Transférer le 3 ml de suspension de cellules traitées à la trypsine dans un tube conique de 15 ml et ajouter 7 ml de milieu RPMI chair (un total de 10 ml de la suspension cellulaire). </li><li> Mélanger la suspension de cellules et avec une pipette 5 ml. Prendre 100 ul de la suspension cellulaire à partir du tube et compter le nombre de cellules en utilisant un hémocytomètre. Pour ce faire, mélanger 100 pi de la suspension de cellules avec 300 ul de solution de bleu trypan et insérer 2 ul du mélange dans un hémocytomètre. Comptez le nombre de cellules sans coloration bleue de quatre points de vue différents sous un microscope. La moyenne du nombre de cellules de chaque vue, que ce nombre représente 10 4 cellules / ml. </li><li> Pendant ce temps, centrifuger le tube contenant la suspension cellulaire à 300 g pendant 7 min. Aspirer les médias et remettre en suspension les culots de cellules avec du milieu RPMI frais pour faire une suspension de cellules de GL261 à une densité de 1,0 x 10 6 / ml. Seed 2,5 x 10 6 cellules GL261 avec 2,5 ml de milieu RPMI dans un flacon T-175 avec 27,5 ml de DMEM (jour 1). </li><li> Après 24 heures, remplacer le milieu avec 20 ml de DMEM frais (jour 2). </li><li> Pour produire le vecteur lentiviral, mélanger 54 ul réactif de transfection avec 2 ml DMEM dépourvu de sérum pendant 5 min. Ajouter 3 pg de gag-pol, 3 ug de virus de la stomatite vésiculaire G enveloppe (VSV-G), et 4,5 ug de Fluc (pSIN-Fluc) dans le DMEM avec un réactif de transfection, et incuber pendant 20 min à température ambiante. Déposer le mélange d&#39;ADN dans toute la fiole T-293 (T-175) et incuber à 37 ° C dans une chambre humidifiée contenant 95% d&#39;air et 5% de CO 2 pendant 48 heures (jour 2). </li><li> Ajouter 10 ml de DMEM frais à 24 h après la transfection (volume total de milieu de culture cellulaire 293-T devrait être d&#39;environ 30 ml) (jour 3). </li><li> Pour diviser les cellules GL261 dans unPlaque de 24 puits, laver les cellules une fois avec PBS sans Ca2 + et Mg2 +, incuber les cellules avec 5 ml de trypsine (0,05%) à 37 ° C pendant 5 min, trituré avec une pipette de 5 ml en tenant le ballon légèrement incliné , recueillir toutes les cellules du fond du flacon, et compter les cellules via hémocytomètre comme dans l&#39;étape 1.2. Pendant ce temps, centrifuger le tube à 300 g pendant 7 min. Aspirer les médias et remettre en suspension les culots de cellules avec du milieu RPMI frais pour faire une suspension de cellules de GL261 à une densité de 2,5 x 10 4 / ml. Seed 2,5 x 10 4 cellules GL261 avec 1 ml de milieu RPMI dans une plaque de 24 puits (jour 3). </li><li> Recueillir 30 ml du surnageant avec 10 ml lentiviral pipette à partir de la fiole T-293 (T-175) à 48 h après la transfection et la transfère le surnageant dans 50 ml de tube conique. Aspirer le surnageant 30 ml d&#39;lentiviral via une seringue de 50 ml, à travers un filtre à seringue de 0,22 um, et aliquoter le surnageant viral dans des aliquotes de 1 ml par jour (4). </li><li> Remplacer les 1 ml de RPMI milieu dans la plaque de cellules GL261 (24 puits) avec 1 ml du surnageant lentiviral et incuber à 37 ° C dans une chambre humidifiée (jour 4). </li><li> Après 48 h d&#39;infection lentivirale, remplacer le milieu avec 1 ml de RPMI frais (jour 6). </li><li> Après 24 heures, répéter l&#39;infection lentiviral des cellules GL261 (jour 7). </li><li> Après la 2 e 48 h d&#39;infection lentivirale, remplacer le milieu avec 1 ml de RPMI frais (jour 9). </li><li> Continuer à cultiver les cellules de luciférase GL261 modifié (qui sera désigné sous le nom de cellules GL261.luc) et développer la culture de cellules dans un flacon T-75. </li><li> Lorsque la culture cellulaire GL261.luc atteint 70% de confluence dans un flacon T-75, récolter les cellules par trypsinisation et compter par hémocytomètre comme à l&#39;étape 1.2. Plaque la cellule GL261.luc dans une plaque de 24 puits à des densités diplômés (1,0 x 10 6, 5,0 x 10 5, 2,5 x 10 5, 1,0 x 10 5, 5,0 x 10 4, 2,5 x 10 4 cellules / puits) et incuber à 37 ° C dans un humidichambre fiée contenant 95% d&#39;air et 5% de CO 2 pendant 3 heures. </li><li> Mesurer cellulaire activité de la luciférase par rapport à la luciférase U-87 MG (U87.luc) des cellules à l&#39;aide de l&#39;imagerie par bioluminescence (figure 1) modifié. <ol><li> Démarrez le logiciel d&#39;image (cliquez icône sur le bureau) et initialiser le système d&#39;imagerie (cliquez sur le bouton &quot;Initialiser&quot;). L&#39;initialisation démarre automatiquement et peut prendre plusieurs minutes pour le système check-up et la caméra refroidir à -90 ° C. </li><li> Ajouter 25 pl de luciférine (D-Luciferin sel de potassium, 150 mg / kg) dans chaque puits. </li><li> Incuber les cellules avec luciférine pendant 1 min à température ambiante et de l&#39;image de la plaque pendant 10 sec. Pour configurer le système d&#39;imagerie, sélectionnez &quot;luminescent&quot;, &quot;10 sec&quot; temps d&#39;exposition, et binning &quot;Medium&quot;. Placer la plaque de 24 puits sur la station d&#39;imagerie et cliquez sur le bouton &quot;Acquérir&quot; pour démarrer l&#39;image. </li><li> Après l&#39;image est acquise avec succès, vous verrez une fenêtre d&#39;image et un outil palette à l&#39;écran. Cliquez sur &quot;Roi (régions d&#39;intérêt) Outils» et sélectionnez 6 x 4 à partir de l&#39;icône de la fente. Créer 6 x 4 fentes pour couvrir la zone de signal sur l&#39;image de la plaque de 24 puits et cliquez sur l&#39;onglet mesures (crayon icône). Observez une fenêtre avec une table de mesures de ROI comme unité de photons par seconde par stéradian par centimètre carré (photons / s / sr / cm 2). </li><li> Utilisation U87.luc cellules, préalablement à jour avec la même lentivirus utilisé ici pour la modification de GL261 11, en ​​tant que témoin pour l&#39;évaluation de l&#39;activité luciférase dans les cellules transduites GL261.luc. </li></ol></li></ol> 2. Essai de prolifération in vitro <ol><li> Lorsque les cultures de cellules GL261 et GL261.luc atteignent 70% de confluence dans un flacon T-75, récolter les deux lignes de cellules par trypsinisation et comptées comme à l&#39;étape 1.2, et de cellules de la plaque dans une plaque à 96 puits à une densité de 1500 cellules dans 80 ul de milieu RPMI par puits en utilisant une pipette multicanaux pour réduire le temps et l&#39;erreur de pipetage. Seed chaque lignée cellulaire dans 20 puits au total. Pour limiter l&#39;évaporation dans les puits peuplées par les cellules, remplissez puits vides avec 100 pi de milieu RPMI frais. </li><li> Évaluer la prolifération cellulaire en utilisant un dosage de prolifération cellulaire colorimétrique. Ici, nous utilisons le dosage de prolifération de cellules MTS. En utilisant une pipette à canaux multiples, ajouter 20 ul de réactif MTS dans chaque puits de la plaque à 96 puits contenant des cellules. </li><li> Incuber la plaque à 37 ° C dans une chambre humidifiée contenant 95% d&#39;air et 5% de CO 2 pendant 3 heures. Mesurer l&#39;absorbance à 490 nm en utilisant un lecteur de microplaques. Ceci est répété aux jours 1, 2, 4, et 7, après étalement. Pour normaliser les valeurs d&#39;absorbance, les valeurs de chaque jour sont divisées par les valeurs correspondantes obtenues à jour une (Figure 2). </li></ol> 3. cellules tumorales Implantation Remarque: Autoclaver tous les équipements. Préparer zone chirurgicale par pulvérisation d&#39;un désinfectant (solution de chlorhexidine à 2%) et couvrir avec absorbent rideaux. Afin de maintenir des conditions stériles, porter des gants chirurgicaux stériles pendant la chirurgie, et de diviser la zone chirurgicale en deux zones par un ruban de couleur. Zone 1 est étiqueté &quot;Clean&quot; et contient des fournitures stérilisées; Zone 2 est étiqueté &quot;Dirty&quot; et contient des matériaux utilisés. <ol><li> Avant la chirurgie d&#39;animal, préparer une suspension de cellules pour l&#39;injection intracrânienne. Cellules de récolte d&#39;une confluence de 70% T-75 flacon par traitement à la trypsine et de compter les cellules via hémocytomètre comme dans l&#39;étape 1.2, et faire une suspension de cellules à une densité de 1,0 x 10 5 cellules / ul dans une solution saline équilibrée de Hanks sans Ca 2+ et Mg2 + (HBSS). </li><li> Anesthésier les souris avec une injection intraperitoneale de 200 ul de mélange contenant 100 mg / kg de kétamine et 10 mg / kg de xylazine dans une solution saline à 0,9%. Pour confirmer anesthésie appropriée, pincer le bout de la souris. Si la souris est complètement sous anesthésie, la souris ne devrait pas répondre au stimulus. </li><li> Administrer 0,1 mg / kg de buprénorphine par injection sous-cutanée à soulager la douleur post-opératoire. </li><li> Rasez le haut de la tête de l&#39;animal à l&#39;aide de tondeuses et propre avec un applicateur coton-tige trempé dans une solution de chlorhexidine à 2%. Appliquer une pommade oculaire à maintenir une lubrification adéquate pendant la chirurgie. </li><li> Faire une incision sagittale environ 1 cm de long sur l&#39;os pariéto-occipitale l&#39;aide d&#39;un scalpel stérile. Pour visualiser le bregma, essuyez la surface du crâne avec un applicateur coton-tige imbibé d&#39;une solution de peroxyde d&#39;hydrogène à 3%. </li><li> Percer le crâne avec une aiguille 25 G stérile pour faire un petit trou de 3 mm à la droite de la bregma et juste derrière la suture coronale. </li><li> Pour veiller à ce que intracrânienne site d&#39;injection est à une profondeur de 3 mm du crâne, couper 3 mm hors de l&#39;extrémité pointue d&#39;une pointe de pipette 20 ul aide de ciseaux et d&#39;insérer une seringue dans l&#39;embout de pipette. </li><li> Insérer la seringue perpendiculairement au trou précédemment créée, et injecter lentement le sus des cellules tumoralespension contenant 3,0 x 10 5 cellules dans 3 ul HBSS, sur une période de 1 min. Laissez l&#39;aiguille en place pendant une minute, puis retirer lentement l&#39;aiguille. </li><li> Badigeonner le crâne avec le coton-tige trempé dans l&#39;applicateur 3% de peroxyde d&#39;hydrogène et la solution de chlorhexidine à 2%. Séchez la surface du crâne avec le coton-applicateur à bout. Découpez la cire osseuse stérile d&#39;environ 3 mm 3 en taille et en fixer la cire d&#39;os sur le côté de la fin de la coton-applicateur à bout. Appliquez la cire osseuse pour couvrir le trou avec le coton-applicateur à bout. </li><li> Dessinez le chaque côté du cuir chevelu ainsi que sur le crâne à l&#39;aide de pinces, et l&#39;agrafer pour fermer la plaie. Nettoyer la plaie avec un coton-tige trempé dans une solution de chlorhexidine à 2%. </li><li> Surveiller toutes les souris post-opératoire jusqu&#39;à ce qu&#39;ils deviennent ambulatoire et de conserver une activité normale. Typiquement, le temps de récupération est d&#39;environ 30 min. Ne retournez pas les souris à la cage avec les autres animaux jusqu&#39;à ce qu&#39;ils aient complètement récupéré de l&#39;anesthésie. </li></ol><ol><li> Vaporisez une quantité généreuse de désinfectant (solution de diméthyle de chlorure d&#39;ammonium à 0,05%) sur une serviette en papier propre. Utilisez la serviette en papier imbibé de désinfectant pour essuyer soigneusement la feuille noire, cônes de nez et diviseur intérieur de la chambre d&#39;imagerie où les animaux seront en contact avec l&#39;appareil. Essuyez soigneusement toutes les surfaces avec une serviette en papier sec. Répétez cette fois de plus et attendre 5 min. </li><li> Initialisation de la station d&#39;imagerie comme dans l&#39;étape 1.14.1. </li><li> Anesthésier les souris avec un mélange de 300 ul contenant 200 ul de kétamine / xylazine et 100 pl de luciférine (D-luciférine, sel de potassium 150 mg / kg) par injection intraperitoneale. </li><li> Attendre 10 minutes après l&#39;injection et de confirmer si les souris sont complètement sous anesthésie en pinçant la queue. Pour configurer le système d&#39;imagerie, sélectionnez &quot;luminescent&quot;, &quot;Auto&quot; temps d&#39;exposition, et binning &quot;Medium&quot;. Placez les souris sur la stati d&#39;imageriele et cliquez sur le bouton &quot;Acquérir&quot; pour démarrer l&#39;image. Assurez-vous que le temps après l&#39;injection est compatible avec chaque session d&#39;imagerie. </li><li> Après l&#39;image est acquise avec succès, une fenêtre d&#39;image et de la palette d&#39;outils devraient apparaître. Cliquez sur &quot;Outils de ROI&quot; et sélectionnez &quot;automatique&quot; de l&#39;icône de cercle. Pour définir ROI, encercler la zone de signal sur l&#39;image, puis prendre des mesures de ROI comme unité de photons / s / SR / cm 2. </li><li> Prendre les souris hors de la chambre de formation d&#39;image et surveiller les souris jusqu&#39;à ce qu&#39;ils deviennent ambulant et conserver une activité normale. Typiquement temps de récupération est d&#39;environ 15 min. Ne retournez pas les souris à la cage avec les autres animaux jusqu&#39;à ce qu&#39;ils aient complètement récupéré de l&#39;anesthésie. </li><li> Surveiller la croissance tumorale par imagerie par bioluminescence deux fois par semaine jusqu&#39;à ce que les animaux présentent les symptômes suivants: perte de poids (perte de plus de 20% par rapport au poids avant l&#39;implantation), inappétence (anorexie complète pendant 24 heures), et le manque de purposefu soutenuel réponse à des stimuli douce (de faible tentative de se lever), date à laquelle ils doivent être euthanasiés. Euthanasier animaux présentant ces symptômes en utilisant une chambre de CO 2 suivie d&#39;une dislocation cervicale. <ol><li> La place souris dans la chambre de l&#39;euthanasie (ne pas surpeuplé la chambre) et afflux compressés CO 2 pour 5-6 min. Observez que tous les animaux sont inconscience et ne respire pas après environ 5 min. </li><li> Prenez les souris hors de la chambre. Assurez-vous que le cœur ne bat pas en sentant la poitrine entre votre pouce et l&#39;index et vérifier qu&#39;il n&#39;y a pas de réflexe de clignement. </li><li> Retenez la souris dans une position couchée sur une surface plane et de saisir l&#39;arrière du cou à la base du crâne avec une main et base de la queue avec votre pouce et l&#39;index de l&#39;autre main. </li><li> Retenez la tête et tirez rapidement la queue arrière. Assurez-vous que le crâne est séparée de la première vertèbre cervicale en utilisant votre pouce et l&#39;index. </li></ol></li><li> Normealize valeurs de luminescence pour chaque jour contre les lectures correspondantes obtenues au premier jour de l&#39;imagerie par bioluminescence comme à l&#39;étape 2.3 (figure 3A). </li><li> Pour l&#39;analyse statistique, de générer des courbes de survie à l&#39;aide de l&#39;estimateur de Kaplan-Meier 12 et comparer les différences entre les courbes de survie en utilisant un test du log-rank 13. </li></ol>

<ol><li>Clark, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurosurgical+management+and+prognosis+of+patients+with+glioblastoma+that+progresses+during+bevacizumab+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Neurosurgical management and prognosis of patients with glioblastoma that progresses during bevacizumab treatment.</a> Neurosurgery. 70 (2), 361-370 (2012).</li>
<li>Stupp, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiotherapy+plus+concomitant+and+adjuvant+temozolomide+for+glioblastoma%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Radiotherapy plus concomitant and adjuvant temozolomide for glioblastoma.</a> N Engl J Med. 352 (10), 987-996 (2005).</li>
<li>Grossman, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Survival+of+patients+with+newly+diagnosed+glioblastoma+treated+with+radiation+and+temozolomide+in+research+studies+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Survival of patients with newly diagnosed glioblastoma treated with radiation and temozolomide in research studies in the United States.</a> Clin Cancer Res. 16 (8), 2443-2449 (2010).</li>
<li>Sughrue, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunological+considerations+of+modern+animal+models+of+malignant+primary+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Immunological considerations of modern animal models of malignant primary brain tumors.</a> J Transl Med. 7 (84), (2009).</li>
<li>Ausman, J. I., Shapiro, W. R., Rall, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+chemotherapy+of+experimental+brain+tumors%3A+development+of+an+experimental+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Studies on the chemotherapy of experimental brain tumors: development of an experimental model.</a> Cancer Res. 30 (9), 2394-2400 (1970).</li>
<li>Zagzag, D., Zhong, H., Scalzitti, J. M., Laughner, E., Simons, J. W., Semenza, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+hypoxia-inducible+factor+1alpha+in+brain+tumors%3A+association+with+angiogenesis%2C+invasion%2C+and+progression%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer%22%5BJournal%5D)">Expression of hypoxia-inducible factor 1alpha in brain tumors: association with angiogenesis, invasion, and progression.</a> Cancer. 88 (11), 2606-2618 (2000).</li>
<li>Cha, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic%2C+contrast-enhanced+perfusion+MRI+in+mouse+gliomas%3A+correlation+with+histopathology%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">Dynamic, contrast-enhanced perfusion MRI in mouse gliomas: correlation with histopathology.</a> Magn Reson Med. 49 (5), 848-855 (2003).</li>
<li>Ksendzovsky, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+of+immunosuppressive+mechanisms+in+a+mouse+glioma+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurooncol%22%5BJournal%5D)">Investigation of immunosuppressive mechanisms in a mouse glioma model.</a> J Neurooncol. 93 (1), 107-114 (2009).</li>
<li>Biollaz, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Site-specific+anti-tumor+immunity%3A+differences+in+DC+function%2C+TGF-beta+production+and+numbers+of+intratumoral+Foxp3%2B+Treg%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Immunol%22%5BJournal%5D)">Site-specific anti-tumor immunity: differences in DC function, TGF-beta production and numbers of intratumoral Foxp3+ Treg.</a> Eur J Immunol. 39 (5), 1323-1333 (2009).</li>
<li>El Andaloussi, A., Han, Y., Lesniak, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolongation+of+survival+following+depletion+of+CD4+%2B+CD25%2B+regulatory+T+cells+in+mice+with+experimental+brain+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Prolongation of survival following depletion of CD4 + CD25+ regulatory T cells in mice with experimental brain tumors.</a> J Neurosurg. 105 (3), 430-437 (2006).</li>
<li>Dinca, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioluminescence+Monitoring+of+Intracranial+Glioblastoma+Xenograft+Response+to+Primary+and+Salvage+Temozolomide+Therapy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosurg%22%5BJournal%5D)">Bioluminescence Monitoring of Intracranial Glioblastoma Xenograft Response to Primary and Salvage Temozolomide Therapy.</a> J. Neurosurg. 107 (3), 610-616 (2007).</li>
<li>Kaplan, E. L., Meier, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-parametric+estimation+from+incomplete+observations%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Stat.+Assoc%22%5BJournal%5D)">Non-parametric estimation from incomplete observations.</a> J. Am. Stat. Assoc. 53, 457-481 (1958).</li>
<li>Peto, R., Peto, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Asymptotically+efficient+rank+invariant+procedures%5BTitle%5D)+AND+%22J.+R.+Stat.+Soc.+Ser.+A.+Stat.+Soc%22%5BJournal%5D)">Asymptotically efficient rank invariant procedures.</a> J. R. Stat. Soc. Ser. A. Stat. Soc. 135, 185207(1972).</li>
<li>Armitage, P., Berry, G., Matthews, J. N. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aArmitage%2C+P+%22Statistical+Methods+in+Medical+Research%22">Statistical Methods in Medical Research</a>. , 4th ed, Blackwell Science. Oxford. (2001).</li>
<li>Newcomb, E. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+combination+of+ionizing+radiation+and+peripheral+vaccination+produces+long-term+survival+of+mice+bearing+established+invasive+GL261+gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">The combination of ionizing radiation and peripheral vaccination produces long-term survival of mice bearing established invasive GL261 gliomas.</a> Clin Cancer Res. 12 (15), 4730-4737 (2006).</li>
<li>Pellegatta, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurospheres+enriched+in+cancer+stem-like+cells+are+highly+effective+in+eliciting+a+dendritic+cell-mediated+immune+response+against+malignant+gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Res%22%5BJournal%5D)">Neurospheres enriched in cancer stem-like cells are highly effective in eliciting a dendritic cell-mediated immune response against malignant gliomas.</a> Cancer Res. 66 (21), 10247-10252 (2006).</li>
<li>Clark, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stable+luciferase+expression+does+not+alter+immunologic+or+in+vivo+growth+properties+of+GL261+murine+glioma+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Stable luciferase expression does not alter immunologic or in vivo growth properties of GL261 murine glioma cells.</a> J Transl Med. 12, 345-34 (2014).</li>
<li>Abdelwahab, M. G., Sankar, T., Preul, M. C., Scheck, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+implantation+with+subsequent+3D+in+vivo+bioluminescent+imaging+of+murine+gliomas%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Intracranial implantation with subsequent 3D in vivo bioluminescent imaging of murine gliomas.</a> J Vis Exp. (57), e3403(2011).</li>
<li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+intracranial+brain+tumor+xenografts+with+subsequent+analysis+of+tumor+growth+and+response+to+therapy+using+bioluminescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging.</a> J Vis Exp. (41), (2010).</li>
<li>Baumann, B. C., Dorsey, J. F., Benci, J. L., Joh, D. Y., Kao, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stereotactic+intracranial+implantation+and+in+vivo+bioluminescent+imaging+of+tumor+xenografts+in+a+mouse+model+system+of+glioblastoma+multiforme%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Stereotactic intracranial implantation and in vivo bioluminescent imaging of tumor xenografts in a mouse model system of glioblastoma multiforme.</a> J Vis Exp. (67), (2012).</li>
</ol>

Il n’y a aucun conflit d’intérêts à divulguer.

GL261 cellules de gliome murin, lorsqu&#39;il est implanté par voie intracrânienne dans immunocompétentes syngénique souris C57BL / 6, offrent plusieurs avantages par rapport aux modèles de xénogreffe d&#39;animaux de gliome humain. Beaucoup de tumeurs xénogreffées poussent comme des lésions encapsulés qui ne récapitulent pas exactement la maladie humaine invasive. En revanche, GL261 tumeur démontre non seulement l&#39;invasion dans le cerveau adjacent, mais aussi la néovascularisation, figures de mitose, et une nécrose profonde 7. Plus important encore lorsque l&#39;on étudie l&#39;immunologie tumorale ou des stratégies immunothérapeutiques 15, 16, les souris C57BL / 6 conserve un système immunitaire intact 8. Des études antérieures ont montré une expression robuste de la cytokine immunosuppressive TGF-β et des tumeurs intracrâniennes contenir des cellules T-réglementaires immunosuppresseurs glioblastome humain semblables à 9, 10. La technique simple décrite ici permet une expression stable de la luciférase par les cellules GL261. Nous avons récemment rapporté Similaire in vitro et in vivo de la croissance des cellules par rapport aux cellules GL261.luc de GL261, en ​​plus des caractéristiques histologiques de la tumeur et les cellules immunitaires similaires infiltrer 17. Les cellules expriment de manière stable la luciférase GL261.luc qui catalyse l&#39;oxydation de la luciférine de substrat pour convertir l&#39;énergie chimique photons et donc lumière détectable. Luciferin peut être administré sans danger aux animaux et traverse la barrière hémato-encéphalique après l&#39;injection intrapéritonéale ou intraveineuse. Chez les petits animaux de recherche tels que les souris, la bioluminescence peut être détectée à l&#39;extérieur d&#39;une manière non-invasive 11. Par conséquent, la croissance tumorale peut être évaluée en série sans avoir besoin de sacrifice des animaux ou coûteux IRM ou tomodensitométrie. Les étapes critiques dans le protocole impliquent, non seulement la transduction lentivirale, mais aussi vérification de l&#39;expression stable de la luciférase in vitro avant de commencer toutes les expériences in vivo. La perte de transduction peut require infection lentivirus répétition. L&#39;introduction d&#39;un gène de résistance à un antibiotique dans le vecteur d&#39;expression peut également être utilisé pour sélectionner pour l&#39;expression de la luciférase. Technique méticuleuse est nécessaire pour l&#39;implantation intracrânienne de placer reproductible un nombre important de cellules dans une localisation anatomique précise pour permettre une comparaison des différents groupes de traitement. Une différence majeure entre l&#39;étude en cours et des études antérieures de cellules exprimant la luciférase GL261 est l&#39;utilisation d&#39;une technique main libre pour l&#39;implantation de cellules par rapport à l&#39;utilisation d&#39;un cadre stéréotaxique 18. Nous avons déjà démontré des résultats d&#39;implantation cohérentes avec la technique de 19 main libre. L&#39;avantage de la technique de la main libre est la possibilité d&#39;effectuer des analyses à haut débit de différents agents de traitement. Dans nos mains, nous pouvons implanter environ 60 animaux en 1 h. Après avoir maîtrisé la technique, les futures applications de la technique sont illimitées. Comme GL261 demonstrAtes élevés mitoses et la croissance rapide de la tumeur similaire à glioblastome humain, les traitements anti-prolifératifs peuvent être évalués. De même, les thérapies anti-invasives et anti-angiogéniques peuvent être utilisés comme les tumeurs du GL261 sont invasifs et angiogénique. La prudence devrait être utilisé pour évaluer l&#39;effet des agents chimiothérapeutiques, visant des cibles humaines. Par rapport aux études précédentes utilisant des xénogreffes de glioblastome humain exprimant la luciférase 20, cela serait considéré comme une limitation de notre modèle. En outre, l&#39;effet des stratégies d&#39;immunothérapie de la croissance de la tumeur peut être étudiée dans le modèle xénogreffé GL261.

Le gliome malin est la tumeur cérébrale humaine la plus fréquente et la plus mortelle. Même lorsqu’il est traité par résection chirurgicale maximale, radiothérapie et chimiothérapie, la survie médiane reste de 15 à 20 mois dans les principaux centres de référence pour les tumeurs cérébrales1, 2, 3. La forme la plus agressive de gliome malin, le glioblastome, est caractérisée par des figures mitotiques, une néovascularisation, une invasion dans le cerveau adjacent et une nécrose pseudopalissadante. Les xénogreffes orthotopiques de tumeurs cérébrales utilisant des cellules tumorales cérébrales humaines ont joué un rôle essentiel dans la recherche en neuro-oncologie et ont facilité l’application préclinique pour l’essai de nouveaux agents, avant l’entrée dans les essais cliniques sur l’homme. Alors que la plupart des modèles de xénogreffes humaines récapitulent de nombreuses caractéristiques de la maladie humaine, une limitation fondamentale de tous les systèmes de modèles de xénogreffes humaines est l’utilisation d’animaux immunodéficients4. 
L’absence d’une réponse intacte de l’hôte modifie clairement la croissance tumorale tant en termes de morphologie tumorale que d’efficacité de la greffe. Bien que certaines hypothèses soient acceptables dans l’interprétation des résultats des modèles xénogreffés, il est difficile d’obtenir des conclusions pertinentes dans le domaine de l’évaluation thérapeutique. Certaines caractéristiques biologiques fondamentales sont susceptibles d’être similaires chez les animaux immunodéficients et immunocompétents, mais d’autres, telles que l’inflammation associée à la tumeur, l’invasion des tissus, la réponse aux blessures, sont probablement très différentes. En revanche, GL261 est une lignée cellulaire de gliome murin induite chimiquement qui récapitule avec précision le gliome lorsqu’il est implanté dans le cerveau de souris syngéniques C57BL/6 immunocompétentes5. Semblable à la maladie humaine, la croissance tumorale intracrânienne conduit rapidement et de manière reproductible à des symptômes neurologiques et à la mort de l’animal6-10. 
La croissance tumorale sous-cutanée peut être mesurée directement. La croissance tumorale intracrânienne ne peut être mesurée qu’avec des sacrifices d’animaux ou avec des études d’imagerie coûteuses. L’expression stable de l’enzyme luciférase permet une imagerie de bioluminescence intracrânienne non invasive et rentable11. La bioluminescence des cellules GL261 transfectées par la luciférase est bien corrélée avec la croissance tumorale intracrânienne. Nous avons récemment comparé directement GL261 à des cellules GL261 modifiées par la luciférase et n’avons démontré aucune différence dans la croissance et l’invasion in vitro, le profil immunologique des cytokines, la survie in vivo des souris porteuses d’une tumeur intracrânienne C57BL/6 ou l’infiltrat de cellules immunitaires. Cette technique est applicable aux études précliniques sur le glioblastome qui impliquent une surveillance non invasive de la croissance tumorale.

<table><tbody><tr><td>D-Luciférine, Sel de potassium</td><td>Or Biotechonologie</td><td>LUCK-100</td><td>Stocker à l’abri de la lumière</td></tr> Image <tr><td>vivante</td><td>Logiciel Pied à coulisse Sciences de la vie</td><td>Contact pour devis</td><td>aucun</td></tr><tr><td>Xenogen Lumina</td><td>Caliper Sciences de la vie</td><td>Contact pour devis</td><td></td></tr><tr><td>aucun 24-well ; Culture tissulaire standard ; </td><td>Falcon</td><td>à</td> fond plat 353047 <td></td></tr><tr><td>CellTiter 96 AQueous One Solution Cell Dosage de la prolifération cellulaire&nbsp ;</td><td>Promega</td><td>G3582</td><td>aucun</td></tr><tr><td>Synergy 2 Lecteur multimode</td><td>BioTek</td><td>Contact pour devis</td><td>aucun</td></tr><tr><td>Plaque de dosage 96 puits, Plaque noire, Fond transparent avec couvercle, Culture tissulaire Tretaed</td><td>Coster</td><td>3603</td><td>aucun</td></tr><tr><td>Ketaset</td><td>Pfizer</td><td>NDC 0856-2013-01</td><td>Substance témoin</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>23076-35-9</td><td>aucun</td></tr><tr><td>28G Aiguille (avec seringue)</td><td>Fisher&nbsp ; &nbsp ;</td><td>22-004-270</td><td>AKA Seringue à insuline</td></tr><tr><td>2 % Chlorhexidine</td><td>Fisher</td><td>NC9756995</td><td>AKA " Nolvasan"</td></tr><tr><td>3 % Peroxyde d’hydrogène</td><td>Fisher</td><td>H312P-4</td><td>Conserver à l’abri de</td></tr><tr><td>la lumière Pommade ophtalmique</td><td>Cardinal Health</td><td>1272830</td><td>AKA " Larmes d’Akwa"</td></tr><tr><td>25G 1 1/2 aiguille</td><td>BD Becton Dickinson</td><td>305127</td><td>aucun</td></tr><tr><td>Scalpels jetables</td><td>Feather</td><td>2975</td><td>No. 21</td></tr><tr><td>Gauze</td><td>Fisher</td><td>22028563</td><td>Autoclave avant utilisation</td></tr><tr><td>Coussin chauffant</td><td>Dunlap</td><td>HP950</td><td>aucun</td></tr><tr><td>Agrafeuse pour la peau, Agrafes, Dissolvant</td><td>Stoelting</td><td>59020</td><td>aucun</td></tr><tr><td>PDI Alchol Prep Pads</td><td>Fisher</td><td>23-501-711</td><td>aucun</td></tr><tr><td>Reflex 7 mm Wound Clips 100 pack</td><td>Brain Tree Scientific, INC</td><td>203 1000</td><td>Autoclave avant utilisation</td></tr><tr><td>Reflex 7 mm Wound Clip Applier</td><td>Brain Tree Scientific, INC</td><td>204 1000</td><td>Autoclave avant utilisation</td></tr><tr><td>Reflex 7 mm Wound Clip Remover</td><td>Brain Tree Scientific, INC</td><td>205 1000</td><td>none</td></tr><tr><td>Écouvillon à bout rond à extrémité unique avec manche en bois</td><td>Qosmedix</td><td>10107</td><td>Autoclave avant utilisation</td></tr><tr><td>Solution saline équilibrée de Hanks sans Ca2+ et Mg2+ (HBSS)</td><td>Gibco</td><td>14170-112</td><td>aucun</td></tr><tr><td>Seringue Hamilton</td><td>Hamilton</td><td>80300</td><td>aucun</td></tr><tr><td>FuGENE 6 Réactif de transfection</td><td>Promega</td><td>E2961</td><td>aucun</td></tr><tr><td>Cire d’os</td><td>Appareil Harvard</td><td>599864</td><td>aucun</td></tr></tbody></table>

bioluminescence imagerie d&#39;un modèle animal pour immunocompétentes glioblastome

Bioluminescence Imaging of an Immunocompetent Animal Model for Glioblastoma

Contrairement aux modèles animaux de xénogreffes de gliome humain couramment rapportés, les xénogreffes de gliome murin GL261 récapitulent presque toutes les caractéristiques cliniques et histopathologiques pertinentes de la maladie humaine. Lorsque les cellules GL261 sont implantées par voie intracrânienne chez des souris syngéniques C57BL/6, le modèle présente l’avantage supplémentaire de maintenir un microenvironnement immunitaire intact. L’expression stable de la luciférase dans les cellules GL261 permet une surveillance non invasive et rentable de la croissance tumorale intracrânienne. Nous avons récemment démontré que l’expression de la luciférase dans les cellules GL261 n’affecte pas les propriétés de croissance tumorale, l’expression immunomodulatrice des cytokines des cellules tumorales, l’infiltration des cellules immunitaires dans la tumeur ou la survie globale des animaux porteurs de la tumeur intracrânienne. Par conséquent, il semble que le modèle de gliome de luciférase GL261 puisse être utile dans l’étude de nouvelles modalités chimiothérapeutiques et immunothérapeutiques. Nous rapportons ici la technique permettant de générer une expression stable de la luciférase dans les cellules GL261 et comment étudier la croissance in vitro et in vivo des cellules tumorales par imagerie par bioluminescence.

GL261 cellules ont été infectées avec des lentivirus contenant la luciférase tel que décrit ci-dessus dans les étapes 1. In vitro imagerie par bioluminescence montre robuste expression à des niveaux similaires dans le témoin positif U87.luc lignée cellulaire de glioblastome humain de la luciférase (figure 1). Comme prévu, les cellules non infectées GL261 démontrent aucune expression fond de la luciférase. Cette étape est simple, mais essentiel pour effectuer avant de poursuivre des études en utilisant la lignée cellulaire infectée pour confirmer l&#39;expression de la luciférase stable. Expression de la luciférase après l&#39;implantation intracrânienne. Avant l&#39;implantation intracrânienne, nous avons démontré aucune différence dans le taux de croissance in vitro de GL261.luc par rapport aux cellules de GL261 (figure 2). Pour la croissance intracrânienne et l&#39;analyse de survie, les cellules ont été injectées dans le brains de souris C57BL / 6 que par le protocole de l&#39;étape 3. La croissance tumorale chez les souris portant des tumeurs GL261.luc été analysés en série pour l&#39;imagerie par bioluminescence en utilisant le protocole et l&#39;étape 4 ont montré une croissance tumorale détectable (Figure 3A). Les souris portant des tumeurs rapidement et uniformément devenues moribondes GL261.luc et ont été euthanasiés. Surtout, il n&#39;y a aucune différence dans la survie globale entre GL261.luc et GL261 tumeur animaux portant (figure 3B). In vivo l&#39;imagerie par bioluminescence peut donc être utilisé pour surveiller la réponse aux traitements de glioblastome expérimentales. La croissance tumorale rapide et fiable et la survie globale à court peuvent produire de grandes quantités de données dans un relativement court laps de temps. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/53287/53287fig1.jpg" /> Figure 1. L&#39;activité de luciférase dans des cellules GL261.luc. U87.luc, cellules GL261.luc et GL261 (contrôle négatif) ont été étalées à des densités de1,0 x 10 6, 5,0 x 10 5, 2,5 x 10 5, 1,0 x 10 5, 5,0 x 10 4 et 2,5 x 10 4 cellules / puits de gauche à droite. Luminescence (photons / s / sr / cm 2) a été mesurée par la station d&#39;imagerie de lumières. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53287/53287fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquez ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/53287/53287fig2.jpg" /> Figure 2. expression de la luciférase n&#39;a aucune incidence sur la prolifération des cellules GL261. GL261.luc cellules ne provoquent pas un différence de prolifération MTS comme démontré par analyse de prolifération cellulaire. Le graphique montre multiplication, par rapport au jour 1, tel que déterminé par la comparaison de la valeur moyenne d&#39;absorbance (moyenne ± SEM) au point de thespecified à la valeur moyenne au jour 1 de temps (valeurs -test t non appariés pour les comparaisonsentre chaque lignée cellulaire: P = 0,7796) 14. Les barres d&#39;erreur représentent les valeurs moyennes (moyenne ± SEM) à partir d&#39;échantillons en quadruple sur chaque jour. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53287/53287fig2large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/53287/53287fig3.jpg" /> Figure 3. luciférase expression affecte pas la dose sur la croissance in vivo de la tumeur et la survie des animaux. (A) la surveillance de la bioluminescence démontre la croissance progressive de la tumeur intracrânienne GL261.luc dans C57BL / 6. (B) de Kaplan-Meier analyse de survie montre aucune différence dans la survie globale pour les souris implantées avec des cellules intracrânienne GL261 (trait plein) ou GL261.luc (ligne pointillée).S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Les cellules de gliome GL261 fournissent un modèle animal immunocompétent utile du glioblastome. Les objectifs de ce protocole sont de démontrer des techniques appropriées pour surveiller la croissance tumorale intracrânienne à l’aide de l’imagerie de bioluminescence in vivo, et de vérifier l’utilité des cellules GL261 modifiées par la luciférase pour l’étude de l’immunologie tumorale et des approches immunothérapeutiques pour le traitement du glioblastome.

Bioluminescence imagerie d&#39;un modèle animal pour immunocompétentes glioblastome

In contrast to commonly reported human glioma xenograft animal models, GL261 murine glioma xenografts recapitulate nearly all relevant clinical and ...

L'objectif général de ce protocole est de démontrer les techniques appropriées pour surveiller la croissance tumorale et la croissance de tumeurs intracrâniennes à l'aide de l'imagerie bioluminescente in vivo, afin de vérifier l'utilité de la modification par luciférase des cellules tumorales murines GL261. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans l'étude de l'immunologie tumorale et des approches immunothérapeutiques, notamment pour déterminer si la modification par stress affecte la prolifération des cellules GL261 et leur croissance in vivo.Le principal avantage de cette technique est que la modification des cellules tumorales GL261 par la luciférase permet une surveillance non invasive de leur croissance et de leur réponse au traitement in situ. Lorsque la culture cellulaire GL261 exprimant la luciférase atteint une confluence de 70 % dans un flacon T75, récoltez les cellules par trypsination. Comptez les cellules, puis transférez-les dans une plaque de 24 puits à des densités croissantes.Après trois heures dans un incubateur de culture cellulaire, ouvrez le logiciel d'imagerie bioluminescente et initialisez le système d'imagerie. Lorsque la caméra aura atteint moins 90 degrés Celsius, réglez le logiciel d'imagerie sur le mode Luminescent avec un temps d'exposition de 10 secondes et un Binning moyen. Incubez ensuite les cellules avec 25 microlitres de luciférine par puits pendant une minute à température ambiante, puis placez la plaque sur la station d'imagerie.Sélectionnez Acquérir pour commencer l'acquisition d'images. Lorsqu'une image a été correctement obtenue, une fenêtre d'image et une palette d'outils apparaîtront. Cliquez sur les outils de régions d'intérêt et sélectionnez 6 par 4 à partir de l'icône de fente.Couvrez la zone du signal avec une grille de 6 par 4 fentes, puis sélectionnez l'icône de crayon dans l'onglet Mesures. Une fenêtre affichant un tableau des mesures de la région d'intérêt en unités de photons par seconde par stéradian par centimètre carré apparaîtra. Pour réaliser un test de prolifération in vitro, récoltez les cultures cellulaires comme vient de l'être démontré lorsque celles-ci atteignent une confluence de 70 %.Et utilisez une pipette multipuits pour placer les cellules tumorales dans 20 puits chacun d'une plaque de 96 puits à raison de 1,5 × 10³ cellules par 80 microlitres de milieu RPMI par puits. Pour limiter l'évaporation des cultures cellulaires, remplissez les puits vides environnants avec 100 microlitres de milieu RPMI frais. Ensuite, afin d'évaluer la prolifération cellulaire, ajoutez 20 microlitres de réactif MTS dans chaque puits contenant des cellules.Et incuber la plaque à 37 degrés Celsius et 5 % de dioxyde de carbone. Après trois heures, utiliser un lecteur de microplaques pour mesurer l'absorbance à 490 nanomètres. Pour normaliser les valeurs d'absorbance, diviser les valeurs obtenues chaque jour par les lectures correspondantes obtenues au jour un.Le jour de l'implantation, suspendre 1 × 10⁵ cellules par microlitre dans du HBSS sans calcium ni magnésium à partir d'une culture de cellules tumorales à 70 % de confluence. Ensuite, après avoir confirmé le niveau approprié de sédation par une pincée du orteil, raser le sommet de la tête de chaque animal expérimental. À l'aide d'un applicateur en coton, nettoyer chaque crâne avec de la chlorhexidine à 2 %.Appliquez ensuite un lubrifiant sur les yeux de chaque souris. Utilisez maintenant un scalpel stérile pour pratiquer une incision sagittale d’environ 1 centimètre de long au-dessus de l’os pariétal occipital du premier animal. Nettoyez à nouveau la surface du crâne avec du peroxyde d’hydrogène à 3 % en notant le bregma apparent.Ensuite, à l’aide d’une aiguille stérile de 25 g, percer un trou de 3 millimètres dans le crâne à droite du bregma et juste derrière la suture coronale. Pour garantir une profondeur d’injection appropriée, utiliser des ciseaux pour couper 3 millimètres de l’extrémité effilée d’une pipette de 20 microlitres, puis insérer une seringue Hamilton de 26 g dans l’embout jusqu’à ce que 3 millimètres de l’aiguille dépassent à l’extrémité de l’embout. Introduire l’aiguille dans le trou pratiqué dans le crâne et injecter lentement 3 microlitres de 3 fois 10 à la puissance 5 cellules tumorales sur une période d’une minute.Laisser l'aiguille en place pendant une minute supplémentaire, puis la retirer lentement. Remplacer l'os exposé par une solution de peroxyde d'hydrogène à 3 % et de chlorhexidine à 2 %. Ensuite, après avoir séché le crâne avec un nouvel applicateur en coton, découper un morceau de cire osseuse stérile de 3 millimètres carrés et fixer la cire à l'extrémité nue d'un applicateur en coton.Couvrir le site d'injection avec la cire osseuse. Ensuite, utiliser une pince pour rabattre chaque côté du cuir chevelu par-dessus la cire. Après la fermeture de la plaie et l'administration de l'analgésie postopératoire appropriée, répéter la procédure pour chaque animal expérimental.Pour imager la croissance de la tumeur intracrânienne, commencez par initialiser la station d'imagerie comme vient de l'être démontré. Ensuite, après avoir confirmé le niveau approprié de sédation par une pincée de la queue, configurez les paramètres du système d'imagerie comme vient de l'être démontré, à l'exception du choix de « Auto » pour le temps d'exposition.Lorsque le système d'imagerie est prêt, placer les souris sur la station d'imagerie et sélectionner Acquérir pour obtenir des images de l'expression de la luciférase. Une fois l'image correctement acquise, sélectionner l'Outil de zone d'intérêt dans la barre d'outils et Auto à partir de l'icône circulaire. Entourer les zones de signal afin de définir les régions d'intérêt, puis obtenir les mesures de ces régions en unités de photons par seconde, par stéradian et par centimètre carré.Enfin, retirez les souris de la chambre d'imagerie et surveillez les animaux porteurs de tumeurs jusqu'à ce qu'ils soient complètement récupérés. L'imagerie bioluminescente in vitro de cellules GL261 infectées par un lentivirus contenant la luciférase présente une expression robuste de la luciférase, similaire aux niveaux de luciférase exprimés par une lignée cellulaire de contrôle positive de glioblastome humain U87MG exprimant la luciférase. Comme prévu, les cellules GL261 non infectées n'affichent aucune expression de fond de la luciférase.Avant l'implantation intracrânienne, aucune différence concernant les taux de croissance in vitro des lignées cellulaires GL261 luciférase et GL261 n'est observée. Comme le montre l'imagerie bioluminescente sérielle réalisée sur des animaux ayant reçu une injection intracrânienne de tumeur, les cellules tumorales exprimant la luciférase GL261 présentent également un taux de croissance rapide et constant in vivo, sans différence significative des taux de survie entre les groupes expérimentaux porteurs de tumeur. Une fois maîtrisée, cette technique peut permettre d'imaginer jusqu'à 25 souris par heure, si elle est correctement exécutée.Après son développement, cette technique améliore la capacité de l'imagerie bioluminescente à surveiller efficacement la croissance de la tumeur GL261 in vivo, approfondissant ainsi l'étude des réponses immunothérapeutiques dans des modèles murins immunocompétents.

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Dans cette vidéo, nous décrivons la tomographie moléculaire par fluorescence ou FMT pour l’imagerie in vivo de xénogreffes de glioblastome marquées par des protéines fluorescentes dans des modèles murins. Cette technique est utile pour élucider les effets des thérapies antitumorales au niveau moléculaire.

Tomographie moléculaire à fluorescence : une technique d’imagerie pour l’imagerie in vivo de xénogreffes de glioblastome marquées par des protéines fluorescentes dans un modèle murin

Source : Clark, A.J., et al. Imagerie par bioluminescence d’un modèle animal immunocompétent pour le glioblastome. J. Vis. Exp. (2016)Cette vidéo fait la démonstration de l’imagerie par bioluminescence pour suivre la progression du glioblastome dans un modèle murin immunocompétent, en utilisant des cellules tumorales exprimant la luciférase et la luciférine pour quantifier la croissance tumorale de manière non invasive.

Imagerie par bioluminescence d’un modèle murin immunocompétent pour le glioblastome

Nous avons établi un modèle de glioblastome orthotopique corticale chez la souris pour intravitale microscopie à deux photons qui récapitule les contraintes biophysiques normalement en jeu au cours de la croissance de la tumeur. Une fenêtre en verre chronique remplaçant le crâne au-dessus de la tumeur permet le suivi de la progression de la tumeur au cours du temps par microscopie à deux photons.

Un modèle de souris orthotopique glioblastome maintien contraintes physiques et parenchyme cérébral Convient pour intravitale deux microscopie biphotonique

Orthotopique injection intracrânienne des cellules tumorales a été utilisée dans la recherche sur le cancer pour étudier la biologie de tumeur de cerveau, progression, évolution et réponse thérapeutique. Nous présentons ici la tomographie moléculaire de xénogreffes tumorales, à fluorescence qui fournit une imagerie intravitale en temps réel et la quantification d’une tumeur de masse dans des modèles précliniques de glioblastome.

Fluorescence moléculaire tomographie pour l’imagerie In Vivo des xénogreffes de glioblastome

Nous présentons une nouvelle approche pour la microscopie à deux photons de l’administration tumorale de nanoparticules d’oxyde de fer marquées par fluorescence au glioblastome dans un modèle murin.

Microscopie intravitale à deux photons du glioblastome dans un modèle murin

La barrière hémato-encéphalique est un obstacle important à l’administration de traitements pour le glioblastome, une maladie pour laquelle il n’existe aucun remède. Ici, nous rapportons une nanoplateforme thérapeutique d’oxyde de fer guidée par l’image in vivo qui peut contourner cette barrière physiologique en raison de sa taille et s’accumuler dans la tumeur.

Livraison de nanoparticules d’une charge utile d’oligonucléotide dans un modèle animal de glioblastome multiforme

Le glioblastome est une forme dévastatrice de cancer primitif du cerveau, et la thérapie thermique interstitielle au laser apparaît comme une alternative prometteuse à la résection chirurgicale conventionnelle pour le glioblastome inopérable. Ce protocole décrit un modèle murin préclinique optimisé qui peut être utilisé pour étudier les effets du traitement ou les traitements adjuvants et combinatoires.

Un modèle murin immunocompétent pour la thérapie thermique interstitielle au laser du glioblastome

Apprenez l'imagerie de bioluminescence in vivo pour surveiller la croissance tumorale intracrânienne chez des modèles murins immunocompétents. Cette méthode utilise des cellules GL261 modifiées à la luciférase pour étudier l'immunothérapie du glioblastome.

Bioluminescence imagerie d'un modèle animal pour immunocompétentes glioblastome

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