Name: Lingettes nasal pour la grippe détection dun virus et lisolement des porcs (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-04T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 59 s
Description: Découvrez une méthode simple et peu stressante pour collecter des écouvillons nasaux chez les porcs afin de détecter et d'isoler les virus de la grippe A. Cette technique améliore la surveillance vétérinaire et encourage la participation des éleveurs.

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Ce travail a été financé en partie par des fonds fédéraux des Centres d’excellence pour la recherche et la surveillance de la grippe (CEIRS), de l’Institut national des allergies et des maladies infectieuses, des Instituts nationaux de la santé, du ministère de la Santé et des Services sociaux, dans le cadre du contrat n°. HHSN272201400006C.

Tous les porcs utilisés pour la collecte des données suivantes ont été protégés en vertu de la Commission institutionnelle soin et l&#39;utilisation des animaux Ohio State University (utilisation animale numéro de protocole 2009A0134-R1). 1. Préparation de transport viral moyen de prélèvement des échantillons et flacons <ol><li> Ajouter 37 g de Brain Heart Infusion à 900 ml d&#39;eau purifiée et bien mélanger avec une barre d&#39;agitation et d&#39;agitateur magnétique tout en chauffant à 70 ° C pour dissoudre complètement la poudre. </li><li> Autoclaver le bouillon à 121 ° C pendant 15 min. Laisser refroidir sur la paillasse jusqu&#39;à ce que le bouillon atteigne la température ambiante. Réfrigérer à 4 ° C pendant la nuit si nécessaire. </li><li> Dissoudre, par mélange avec un barreau d&#39;agitation magnétique, 6,02 g de sel de sodium de pénicilline G et 10 g de sulfate de streptomycine dans 50 ml d&#39;eau purifiée à la température ambiante. Ajouter de l&#39;eau purifiée supplémentaire pour porter le volume total à 100 ml. Filtrer la solution à travers une membrane de 0,22 um de polyéthersulfone dans un flacon stérile. </li><li> Ajouter stérilement la pénicilline filtré et la solution de streptomycine dans le cerveau refroidi Heart Infusion Broth et bien mélanger (barre d&#39;agitation ou turbulence flacon à la main) pour rendre le milieu de transport viral. </li><li> Aseptiquement tester le pH du milieu de transport viral; si nécessaire, ajuster le pH à 7,4 ± 0,2 en utilisant du HCl ou du NaOH. </li><li> Effectuer des tests d&#39;assurance qualité sur le milieu de transport viral en testant pour la grippe A protéine de matrice du virus par RT-PCR, comme décrit par Zhang et Harmon. 22 </li><li> Distribuer 5 ml de milieu de transport viral dans des bouteilles en polyéthylène haute densité stériles avec capacité de 8 ml. Étiqueter les flacons pour une utilisation dans le domaine. </li><li> Conserver les flacons prêts à l&#39;emploi dans cryo-boîtes standards à -20 ° C jusqu&#39;à ce que la collecte de l&#39;échantillon. </li></ol> 2. Collecte des nasale Lingettes de porcs <ol><li> Décongeler le nombre approprié de flacons immédiatement avant le prélèvement des échantillons; un flacon sera nécessaire par porc échantillonnée. Décongélation à mangertempérature dure environ 30 à 45 min. Conserver les flacons décongelés refroidir sur les paquets de glace jusqu&#39;à utilisation. </li><li> Don équipement de protection individuelle approprié que dictées par la situation (par exemple, une combinaison, des couvre-bottes, masque respiratoire, des bouchons d&#39;oreille, etc.). </li><li> Entrez dans la zone de l&#39;animal. Si nécessaire, limiter le cochon à une petite zone mais ne retenir aucune. Ne pas réveiller de repos des animaux. </li><li> Mettez une paire de gants d&#39;examen jetables. Prenez soin de ne pas contaminer les gants par les porcs touchant, des personnes ou des objets inanimés. </li><li> Utilisez une main gantée pour enlever un stériles 5,08 cm x 5,08 cm (2 po. X 2 po.) Coussin de gaze de coton de son emballage. Tampons de gaze stériles doivent être utilisées autant que possible. Tampons de gaze emballées individuellement sont plus faciles à utiliser que ceux enveloppé avec deux tampons de gaze par paquet. </li><li> Maintenez le pad de gaze de coton avec les doigts d&#39;une main exposer autant de la tablette que possible pour l&#39;échantillonnage. </li><li> Essuyez le tampon de gaze sur le museau du porc, en prenantdes précautions supplémentaires pour saisir les narines externes, si possible. Recueillir les sécrétions nasales visibles (environ 1 ml) avec le même tampon de gaze. </li><li> Utilisation de la même main, plier le tampon de gaze sur lui-même pour faciliter le placement dans le flacon contenant le milieu de transport viral. </li><li> Avec l&#39;autre main, retirez le bouchon du flacon et placer la compresse de gaze plié dans le flacon. Reboucher le flacon et agiter le flacon pour assurer le mélange du tampon de gaze et de milieu de transport viral. </li><li> Retirer les gants et les placer dans un récipient approprié. Changer de gants entre chaque porc. </li><li> Vérifiez l&#39;identifiant flacon. Numéro d&#39;identification de porc, l&#39;âge, le sexe, les signes cliniques, et d&#39;autres notes jugées nécessaires par l&#39;enquêteur. </li><li> Réfrigérer les échantillons immédiatement après le prélèvement. Pensez à faire des aliquotes de l&#39;échantillon avant de le congeler afin d&#39;éviter de multiples cycles de gel-dégel. Dès que possible après la collecte, placer les échantillons sur glace sèche pour le transport au laboratoire. Conserver les flacons à -80° C jusqu&#39;à ce que le test est initié. </li></ol> 3. Détection du virus grippal A Nucleic Acid <ol><li> Décongeler les échantillons dans un bain de perles sec 37 ° C pendant 5 min, puis terminer la décongélation les échantillons sur la paillasse à température ambiante pendant 20-30 min. L&#39;addition simultanée de plusieurs flacons à billes entraîne le bain à chauffer; il faut être prudent pour ne pas surchauffer les flacons. </li><li> Retirer 100 pi de milieu de transport viral pour l&#39;extraction de l&#39;ARN. <ol><li> Utiliser un débit élevé (format de plaque à 96 puits) magnétique de la plate-forme de talon pour extraire l&#39;ARN à partir d&#39;un grand nombre d&#39;échantillons. 31 </li></ol></li><li> Utilisation essais de PCR de la transcriptase inverse en temps réel pour la détection rapide de la grippe A de virus. 31 </li></ol> 4. L&#39;isolement du virus grippal A partir Lingettes nasaux <ol><li> Décongeler les échantillons comme décrit ci-dessus à la section 3.1 </li><li> Traiter les échantillons décongelés avec le sulfate de gentamicine (1000ug / ml), de l&#39;amphotéricine B (22,5 pg / ml), et du sulfate de kanamycine (325 ug / ml). </li><li> Inoculer dans Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) des cellules épithéliales comme décrit précédemment. 32 </li></ol>

<ol><li>Ma, W., Kahn, R. E., Richt, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pig+as+a+mixing+vessel+for+influenza+viruses%3A+Human+and+veterinary+implications%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mol.+Genet.+Med%22%5BJournal%5D)">The pig as a mixing vessel for influenza viruses: Human and veterinary implications.</a> J. Mol. Genet. Med. 3 (1), 158-166 (2008).</li>
<li>Nelson, M. I., Vincent, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reverse+zoonosis+of+influenza+to+swine%3A+new+perspectives+on+the+human-animal+interface%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Reverse zoonosis of influenza to swine: new perspectives on the human-animal interface.</a> Trends Microbiol. 23, (2015).</li>
<li>Zhou, N. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+reassortment+of+avian%2C+swine%2C+and+human+influenza+A+viruses+in+American+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Genetic reassortment of avian, swine, and human influenza A viruses in American pigs.</a> J. Virol. 73 (10), 8851-8856 (1999).</li>
<li>Webby, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+swine+H3N2+influenza+viruses+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Evolution of swine H3N2 influenza viruses in the United States.</a> J. Virol. 74 (18), 8243-8251 (2000).</li>
<li>Vincent, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+of+influenza+A+virus+in+swine+worldwide%3A+a+call+for+increased+surveillance+and+research%5BTitle%5D)+AND+%22Zoonoses+Public+Health%22%5BJournal%5D)">Review of influenza A virus in swine worldwide: a call for increased surveillance and research.</a> Zoonoses Public Health. 61 (1), 4-17 (2014).</li>
<li>Karasin, A. I., Olsen, C. W., Anderson, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+characterization+of+an+H1N2+influenza+virus+isolated+from+a+pig+in+Indiana%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Genetic characterization of an H1N2 influenza virus isolated from a pig in Indiana.</a> J. Clin. Microbiol. 38 (6), 2453-2456 (2000).</li>
<li>Zhou, N. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emergence+of+H3N2+reassortant+influenza+A+viruses+in+North+American+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Emergence of H3N2 reassortant influenza A viruses in North American pigs.</a> Vet. Microbiol. 74 (1-2), 47-58 (2000).</li>
<li>Corzo, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+Surveillance+for+Influenza+A+Virus+among+Swine%2C+Midwestern+United+States%2C+2009-2011%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Active Surveillance for Influenza A Virus among Swine, Midwestern United States, 2009-2011.</a> Emerg. Infect. Dis. 19 (6), 954-960 (2013).</li>
<li>Lorusso, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+and+antigenic+characterization+of+H1+influenza+viruses+from+United+States+swine+from+2008%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Gen.+Virol%22%5BJournal%5D)">Genetic and antigenic characterization of H1 influenza viruses from United States swine from 2008.</a> J. Gen. Virol. 92 (Pt 4), 919-930 (2011).</li>
<li>Loving, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+in+pigs+of+inactivated+and+live+attenuated+influenza+virus+vaccines+against+infection+and+transmission+of+an+emerging+H3N2+similar+to+the+2011-2012+H3N2v%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol%22%5BJournal%5D)">Efficacy in pigs of inactivated and live attenuated influenza virus vaccines against infection and transmission of an emerging H3N2 similar to the 2011-2012 H3N2v.</a> J. Virol. 87 (17), 9895-9903 (2013).</li>
<li>Vincent, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+of+inactivated+swine+influenza+virus+vaccines+against+the+2009+A%2FH1N1+influenza+virus+in+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Vaccine%22%5BJournal%5D)">Efficacy of inactivated swine influenza virus vaccines against the 2009 A/H1N1 influenza virus in pigs.</a> Vaccine. 28 (15), 2782-2787 (2010).</li>
<li>Smith, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Origins+and+evolutionary+genomics+of+the+2009+swine-origin+H1N1+influenza+A+epidemic%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Origins and evolutionary genomics of the 2009 swine-origin H1N1 influenza A epidemic.</a> Nature. 459 (7250), 1122-1125 (2009).</li>
<li>Vijaykrishna, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reassortment+of+Pandemic+H1N1%2F2009+Influenza+A+Virus+in+Swine%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Reassortment of Pandemic H1N1/2009 Influenza A Virus in Swine.</a> Science. 328 (5985), 1529(2010).</li>
<li>Ducatez, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+Reassortment+between+Pandemic+%28H1N1%29+2009+and+Endemic+Influenza+Viruses+in+Pigs%2C+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Multiple Reassortment between Pandemic (H1N1) 2009 and Endemic Influenza Viruses in Pigs, United States.</a> Emerg. Infect. Dis. 17 (9), 1624-1629 (2011).</li>
<li>Jhung, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outbreak+of+variant+influenza+A%28H3N2%29+virus+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Clin.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Outbreak of variant influenza A(H3N2) virus in the United States.</a> Clin. Infect. Dis. 57 (12), 1703-1712 (2013).</li>
<li>Vincent, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+an+influenza+A+virus+isolated+from+pigs+during+an+outbreak+of+respiratory+disease+in+swine+and+people+during+a+county+fair+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of an influenza A virus isolated from pigs during an outbreak of respiratory disease in swine and people during a county fair in the United States.</a> Vet. Microbiol. 137 (1-2), 51-59 (2009).</li>
<li>Killian, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+Infection+of+Pigs+and+People+with+Triple-Reassortant+Swine+Influenza+Virus+H1N1+at+a+U.S.+County+Fair%5BTitle%5D)+AND+%22Zoonoses+Public+Health%22%5BJournal%5D)">Simultaneous Infection of Pigs and People with Triple-Reassortant Swine Influenza Virus H1N1 at a U.S. County Fair.</a> Zoonoses Public Health. 60 (3), 196-201 (2013).</li>
<li>Wong, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outbreak+of+influenza+A+%28H3N2%29+variant+virus+infection+among+attendees+of+an+agricultural+fair%2C+Pennsylvania%2C+USA%2C+2011%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Outbreak of influenza A (H3N2) variant virus infection among attendees of an agricultural fair, Pennsylvania, USA, 2011.</a> Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1937-1944 (2011).</li>
<li>Bowman, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+evidence+for+interspecies+transmission+of+H3N2pM%2FH3N2v+influenza+A+viruses+at+an+Ohio+agricultural+fair%2C+July+2012%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Microbes.+Infect%22%5BJournal%5D)">Molecular evidence for interspecies transmission of H3N2pM/H3N2v influenza A viruses at an Ohio agricultural fair, July 2012.</a> Emerg. Microbes. Infect. 1 (10), e33(2012).</li>
<li>Wells, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swine+influenza+virus+infections.+Transmission+from+ill+pigs+to+humans+at+a+Wisconsin+agricultural+fair+and+subsequent+probable+person-to-person+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">Swine influenza virus infections. Transmission from ill pigs to humans at a Wisconsin agricultural fair and subsequent probable person-to-person transmission.</a> JAMA. 265 (4), 478-481 (1991).</li>
<li>Bowman, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Swine-to-human+transmission+of+influenza+A%28H3N2%29+virus+at+agricultural+fairs%2C+Ohio%2C+USA%2C+2012%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Swine-to-human transmission of influenza A(H3N2) virus at agricultural fairs, Ohio, USA, 2012.</a> Emerg. Infect. Dis. 20 (9), 1472-1480 (2012).</li>
<li>Bowman, A. S., Nolting, J. M., Nelson, S. W., Slemons, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subclinical+influenza+virus+A+infections+in+pigs+exhibited+at+agricultural+fairs%2C+Ohio%2C+USA%2C+2009-2011%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Subclinical influenza virus A infections in pigs exhibited at agricultural fairs, Ohio, USA, 2009-2011.</a> Emerg. Infect. Dis. 18 (12), 1945-1950 (2012).</li>
<li>Gray, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influenza+A%28H1N1%29pdm09+Virus+among+Healthy+Show+Pigs%2C+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Influenza A(H1N1)pdm09 Virus among Healthy Show Pigs, United States.</a> Emerg. Infect. Dis. 18 (9), 1519-1521 (2012).</li>
<li>Van Reeth, K., Brown, I. H., Olsen, C. W. Ch. 40, Influenza virus. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVan+Reeth%2C+K+%22Diseases+of+Swine%22">Diseases of Swine</a>. Zimmerman, J. J. , Wiley-Blackwell. 557-571 (2012).</li>
<li>Culhane, M. R., Detmer, S. E. Ch. 21, Sample types, collection, and transport for influenza A viruses of swine. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCulhane%2C+MR+%22Methods+in+Molecular+Biology%22">Methods in Molecular Biology</a>. Spackman, E. Animal Influenza Virus, Methods in Molecular Biology; 1161. 259-263 (2014).</li>
<li>Sheldon, C. C., Sonsthagen, T., Topel, J. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSheldon%2C+CC+%22Animal+Restraint+for+Veterinary+Professionals%22">Animal Restraint for Veterinary Professionals</a>. , Mosby. (2006).</li>
<li>Detmer, S. E., Patnayak, D. P., Jiang, Y., Gramer, M. R., Goyal, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+Influenza+A+virus+in+porcine+oral+fluid+samples%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vet.+Diagn.+Invest%22%5BJournal%5D)">Detection of Influenza A virus in porcine oral fluid samples.</a> J. Vet. Diagn. Invest. 23 (2), 241-247 (2011).</li>
<li>Goodell, C. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Probability+of+detecting+influenza+A+virus+subtypes+H1N1+and+H3N2+in+individual+pig+nasal+swabs+and+pen-based+oral+fluid+specimens+over+time%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Probability of detecting influenza A virus subtypes H1N1 and H3N2 in individual pig nasal swabs and pen-based oral fluid specimens over time.</a> Vet. Microbiol. 166 (3-4), 3-4 (2013).</li>
<li>Romagosa, A., Gramer, M., Joo, H. S., Torremorell, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+of+oral+fluids+for+detecting+influenza+A+virus+in+populations+of+vaccinated+and+non-vaccinated+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Influenza+Other+Respir.+Viruses%22%5BJournal%5D)">Sensitivity of oral fluids for detecting influenza A virus in populations of vaccinated and non-vaccinated pigs.</a> Influenza Other Respir. Viruses. 6 (2), 110-118 (2012).</li>
<li>Edwards, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utility+of+snout+wipe+samples+for+influenza+A+virus+surveillance+in+exhibition+swine+populations%5BTitle%5D)+AND+%22Influenza+Other+Respir.+Viruses%22%5BJournal%5D)">Utility of snout wipe samples for influenza A virus surveillance in exhibition swine populations.</a> Influenza Other Respir. Viruses. 8 (5), 574-579 (2014).</li>
<li>Zhang, J., Harmon, K. M. Ch. 23, RNA extraction from swine samples and detection of influenza A virus in swine by real-time RT-PCR. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZhang%2C+J+%22Animal+Influenza+Virus%22">Animal Influenza Virus</a>. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 277-293 (2014).</li>
<li>Zhang, J., Gauger, P. C. Ch. 22, Isolation of swine influenza virus in cell cultures and embryonated chicken eggs. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZhang%2C+J+%22Animal+Influenza+Virus%22">Animal Influenza Virus</a>. Spackman, E. , Methods in Molecular Biology; 1161. 265-276 (2014).</li>
<li>Bowman, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Inability+to+Screen+Exhibition+Swine+for+Influenza+A+Virus+Using+Body+Temperature%5BTitle%5D)+AND+%22Zoonoses+Public+Health%22%5BJournal%5D)">The Inability to Screen Exhibition Swine for Influenza A Virus Using Body Temperature.</a> Zoonoses Public Health. , (2015).</li>
<li>Prickett, J. R., Kim, W., Simer, R., Yoon, K. J., Zimmerman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oral-fluid+samples+for+surveillance+of+commercial+growing+pigs+for+porcine+reproductive+and+respiratory+syndrome+virus+and+porcine+circovirus+type+2+infections%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Swine+Health+Prod%22%5BJournal%5D)">Oral-fluid samples for surveillance of commercial growing pigs for porcine reproductive and respiratory syndrome virus and porcine circovirus type 2 infections.</a> J. Swine Health Prod. 16 (2), 86-91 (2008).</li>
<li>Prickett, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+Porcine+reproductive+and+respiratory+syndrome+virus+infection+in+porcine+oral+fluid+samples%3A+a+longitudinal+study+under+experimental+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vet.+Diagn.+Invest%22%5BJournal%5D)">Detection of Porcine reproductive and respiratory syndrome virus infection in porcine oral fluid samples: a longitudinal study under experimental conditions.</a> J. Vet. Diagn. Invest. 20 (2), 156-163 (2008).</li>
<li>Pepin, B., Liu, F. F., Main, R., Ramirez, A., Zimmerman, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Collection+of+oral+fluid+from+individually+housed+sows%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Swine+Health+Prod%22%5BJournal%5D)">Collection of oral fluid from individually housed sows.</a> J. Swine Health Prod. 23 (1), 35-37 (2015).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Prélèvement d&#39;échantillons provenant de porcs en utilisant des écouvillons nasaux polyester pointe est avéré utile dans la conduite de la surveillance IAV; Cependant, l&#39;utilisation de la procédure de l&#39;écouvillon nasal entrave les efforts de surveillance en raison de l&#39;utilisation obligatoire de un piège à la retenue. Lingettes nasales représentent un raffinement des techniques porcine actuelles d&#39;échantillonnage pour minimiser le stress sur les personnes et les porcs lors de la collecte de l&#39;éch...

<html> Les virus grippaux A (IAV) provoquent des maladies respiratoires chez de nombreuses espèces, y compris les oiseaux domestiques, les porcs et les humains. En raison de réassortiment du génome IAV segmenté évolution virale rapide peut se produire et de nouvelles souches IAV sortir fréquemment. Les porcs sont une espèce qui peut servir comme une cuve de mélange pour réassortiment des IAV d&#39;espèces hôtes multiples. 1 Il existe actuellement trois principaux sous-types de l&#39;IAV couramment circulant chez les porcs en Amérique du Nord (H1N1, H1N2, H3N2), mais de multiples introductions de VIA de l&#39;homme ont a conduit à une vaste diversité IAV au sein de ces sous-types. 2 évolution rapide des IAV infectant les porcs a été évidente depuis 1998 quand un triple réassorti IAV contenant des segments de gènes provenant de virus humain, aviaire et porcine 3 est répandue chez les porcs aux États-Unis. 4 Le gène interne segments de cette triple réassorti IAV restent très fréquente chez IAV infectant actuellement porcine. 5 &quot;&gt; Dans le monde entier, l&#39;IAV est une cause importante de maladie respiratoire chez les porcs présentant des signes cliniques typiques comprennent la fièvre, anorexie, léthargie, toux, respiration laborieuse, les éternuements, l&#39;écoulement nasal et le gain de poids insuffisant. IAV peut être particulièrement coûteux pour semer fermes où la reproduction échec en raison de la fièvre induite IAV et de porcelets chétifs-né ont été documentés. 6,7 Aux États-Unis, l&#39;IAV est couramment détectée dans les troupeaux de porcs commerciaux et la diversité antigénique et génomique étendue et l&#39;évolution continue entre IAV porcine infecter a entravé le contrôle de cette virus. 11/08 Santé Les préoccupations du public au sujet de l&#39;émergence d&#39;une souche IAV pandémie résultant d&#39;un réassortiment chez le porc ont été réalisé en 2009 quand un IAV porcine lignée contenant des segments de gènes de la lignée porcine nord-américaine triple réassorti et la lignée porcine aviaire de type eurasien causé une pandémie mondiale chez les humains. 12 Le virus pandémique (A (H1N1) pdm09) a depuisréassorti avec des porcs souches endémiques IAV 13,14 et certaines de ces nouvelles souches ont été réassortis transmis en retour à l&#39;homme. 15 La fréquence des événements réassortiment et émergence de nouvelles souches IAV à potentiel pandémique rend la surveillance active des virus circulant chez les porcs IAV impératif, en particulier à l&#39;interface de porc-humain. L&#39;interface de la peste humaine est important pour bi-directionnel de la transmission interespèces de l&#39;IAV. Human-à-porcine transmission se produisant dans la production porcine commerciale est responsable d&#39;une grande quantité de IAV diversité actuellement présent dans la population porcine. Les foires agricoles sont les plus grands paramètres de la mêlage des personnes et des porcs aux États-Unis et sont des sites pour la transmission zoonotique de l&#39;IAV. 15-21 En 2012 connus, lors de l&#39;épidémie de variante H3N2 IAV, 93% des cas signalés à la fréquentation une foire agricole dans les jours précédant l&#39;apparition de la maladie. 15 L&#39;analyse génomiquedes isolats viraux provenant de porcs d&#39;exposition par rapport aux isolats humains confirmé transmission zoonotique. porcine 21 Exposition infectés par IAV souvent ne présentent pas de signes cliniques de la maladie, 21-23 indiquant la nécessité de tests de diagnostic directs. L&#39;échantillonnage des porcs visiblement malades ne suffira pas à réussir à identifier la prévalence IAV chez les porcs et ne peut être invoquée pour identifier de nouvelles souches de l&#39;IAV émergents parmi les porcs. La surveillance active est absolument nécessaire pour la détection des souches émergentes de l&#39;IAV chez le porc et d&#39;évaluer leur menace à la fois pour les porcs et la santé publique. La plupart des activités de surveillance IAV sont volontaires et donc des méthodes peu perturbateurs sont nécessaires. Les trois principales procédures de prélèvement d&#39;échantillons ante mortem pour IAV infecter les porcs sont: écouvillons nasaux, des fluides oraux, et les lingettes nasales. Les recommandations actuelles pour échantillonner porcine individuelle pour détecter liste IAV l&#39;insertion de fibres synthétiques écouvillons dans les narines comme la méthode préféréepour recueillir les sécrétions nasales et les cellules épithéliales. 24,25 Parce que les porcs peuvent essayer d&#39;éviter cette procédure, une équipe de personnel qualifié doit retenir porcs soit manuellement ou avec un piège en fonction de la taille de l&#39;animal. 26 Le processus de retenue est laborieuse pour le personnel et stressant pour les porcs. En outre, l&#39;exposition des porcs sont souvent impliqués dans plusieurs compétitions à une foire de sorte que la perception de stress supplémentaire sur un animal de la concurrence peut faire propriétaires résistant aux efforts de surveillance. Avec probabilités de détection IAV allant de 80-100% dans IAV troupeaux infectés, fluides oraux sont devenus une alternative populaire aux écouvillons nasaux pour la détection moléculaire de l&#39;IAV dans les populations de porcs. 27,28 De plus, les fluides oraux peut offrir une fenêtre plus large de détection IAV que écouvillons nasaux après l&#39;infection initiale. Cependant, l&#39;isolement de l&#39;IAV fluides oraux a été problématique avec seulement 50% des tentatives d&#39;isolement du virus entraînant IAV récupération. 29 Utilisation de lingettes nasales en lieu et place des écouvillons nasaux cours de la surveillance chez les porcs IAV surmonte les limitations décrites ci-dessus. Lingettes nasales ne nécessitent pas l&#39;utilisation d&#39;un piège de retenue et peuvent être effectuées sans stresser les animaux ou les témoins de la procédure. Formation technique minimale est nécessaire pour recueillir des lingettes nasales, ce qui permet aux professionnels non-vétérinaires, y compris les propriétaires de porcs, de recueillir les échantillons de surveillance. Lingettes nasaux ont été précédemment par rapport aux écouvillons nasaux pour la détection et l&#39;isolement des virus de la grippe A et le 30 protocole détaillé pour cette méthode non invasive d&#39;échantillonnage est décrite ci-dessous.

<table><tbody><tr><td>BBL Brain Heart Infusion</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>211059</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline G Sel de sodium</td><td>MP Biomedicals, LLC</td><td>021194537</td><td>1500 u/mg</td></tr><tr><td>Sulfate de streptomycine</td><td>AMRESCO LLC</td><td>0382</td><td></td></tr><tr><td>Gentamicin Solution</td><td>Mediatech, Inc.</td><td>30-005-CR</td><td>50 mg/ml</td></tr><tr><td>Amphotéricine B Solution</td><td>Fisher</td><td>S 24 25</td><td>250 μg/ml</td></tr><tr><td>Sulfate de kanamycine</td><td>Teknova</td><td>K2105</td><td>5000 μg/ml</td></tr><tr><td>TPP Système Rapid Filtermax TPP</td><td>Techno Plastic Products AG&nbsp ;</td><td>99150</td><td></td></tr><tr><td>Nalgen Flacons de diagnostic</td><td>Thermo Scientific</td><td>342002-9025</td><td>PEHD avec fermeture en PP blanc</td></tr><tr><td>Éponge de gaze Dermacea, 8 plis</td><td>Covidien</td><td>441211</td><td>5,08 cm & fois 5,08 cm (2 in. & times ; 2 in)&nbsp ;</td></tr><tr><td>Gants d’examen en nitrile</td><td>Saftey Choice</td><td>19-170-010 (A-D)</td><td></td></tr></tbody></table>

lingettes nasal pour la grippe détection d&#39;un virus et l&#39;isolement des porcs

Nasal Wipes for Influenza A Virus Detection and Isolation from Swine

Surveillance des virus de l&#39;influenza A chez le porc est essentielle à la santé humaine et animale en raison de la grippe A virus évolue rapidement dans les populations de porcs et de nouvelles souches sont continuellement en train d&#39;émerger. Porcine sont en mesure d&#39;être infecté par diverses lignées de virus influenza A qui les rend hôtes importants pour l&#39;émergence et le maintien de la nouvelle grippe A souches de virus. L&#39;échantillonnage des porcs dans divers contextes tels que les fermes commerciales porcs, les foires agricoles et les marchés d&#39;animaux vivants est important de fournir une vue complète des souches actuellement en circulation IAV. L&#39;ante-mortem technique d&#39;échantillonnage de l&#39;étalon-or actuel (collecte des écouvillons nasaux) est un travail intensif car il nécessite la contention physique des porcs. Lingettes nasales impliquent frotter un morceau de tissu à travers le groin du porc avec peu ou pas de retenue de l&#39;animal. Le nasale essuyer procédure est simple à réaliser et ne nécessite pas de personnel avec vétérinaire ou de formation professionnelle de la manipulation des animaux. Wien que légèrement moins sensibles que les écouvillons nasaux, les taux de détection de virus et d&#39;isolement sont suffisants pour faire nasale essuie une alternative viable pour l&#39;échantillonnage de porcs individuels lorsque les méthodes d&#39;échantillonnage faible de stress sont nécessaires. Le protocole de procédure décrit les étapes nécessaires pour recueillir une nasale viable essuyer d&#39;un porc individuel.

L&#39;utilisation réussie de cette méthode donne des résultats RRT-PCR qui, accompagnée de l&#39;utilisation d&#39;un contrôle interne lors de l&#39;extraction de l&#39;ARN et RT-PCR, montrent des échantillons ne contiennent des inhibiteurs de PCR de tout débris de l&#39;environnement ramassé lors de l&#39;échantillonnage. Après inoculation échantillon, puits d&#39;isolement du virus devraient être libres de débris de l&#39;environnement visible de l&#39;échantillon. Il ya un accord raisonnable entre les résultats RRT-P...

Les auteurs présentent un protocole de collecte de lingettes nasales pour porcs afin de détecter et d’isoler les virus de la grippe A.

Lingettes nasal pour la grippe détection d&#39;un virus et l&#39;isolement des porcs

Surveillance for influenza A viruses in swine is critical to human and animal health because influenza A virus rapidly evolves in swine populations and ...

L'objectif général de cette procédure est de recueillir des prélèvements nasaux chez les porcs pour la surveillance du virus de la grippe A, en offrant une alternative peu stressante aux écouvillonnages nasaux. Cette méthode peut améliorer la surveillance et fournir des informations sur les souches de virus de la grippe A circulant chez les porcins, car elle est simple à réaliser et ne nécessite aucune formation spécialisée.Le principal avantage de cette technique est que les échantillons destinés aux tests diagnostiques peuvent être prélevés sur des animaux individuels avec un entravement minimal. Les implications de cette technique vont dans le sens d'une amélioration de la participation aux programmes de surveillance du virus de la grippe A, car une méthode peu stressante est plus attrayante pour les éleveurs de porcs. Bien que cette méthode ait été initialement développée pour être utilisée avec des porcs exposés, elle peut être appliquée à la surveillance virale dans les fermes porcines commerciales, les exploitations agricoles et les marchés d'animaux vivants.Pour commencer, dissoudre d'abord 37 grammes d'infusion cerveau-cœur, ou poudre BHI, dans 900 millilitres d'eau purifi

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Research

Recherche

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie et infection

Cette méthode décrit l'utilisation de système d'imagerie infrarouge à base de colorants pour la détection du virus H1N1 dans broncho-alvéolaire (LBA) des souris infectées avec une sensibilité élevée. Cette méthodologie peut être effectuée dans un 96 - ou 384 puits de plaque, il faut &lt;volume de 10 ul de matériel d'essai et a le potentiel pour le dépistage simultané de plusieurs agents pathogènes.

Méthode de détection à haut débit pour les virus de la grippe

Source : Lenhard, A. et al. Un modèle murin pour la transition de Streptococcus pneumoniae de colonisateur à agent pathogène après une co-infection virale récapitule une maladie aggravée par l’âge. J. Vis. Exp. (2022)Cette vidéo présente un modèle de co-infection chez la souris dans lequel le virus de la grippe déclenche la transition de Streptococcus pneumoniae d’un colonisateur à un agent pathogène. Il décrit les étapes impliquées dans la colonisation bactérienne, l’infection virale et la...

Un modèle murin pour étudier la transition pathogène de Streptococcus pneumoniae après une co-infection virale

Source: Wang, M., et al, Evaluation of T Follicular Helper Cells and Germinal Center Response During Influenza A Virus Infection in Mice. J. Vis. Exp. (2020).This video demonstrates intranasal infection of a mouse with a pathogenic influenza virus to establish a respiratory tract infection. The procedure outlines the administration of the virus into the nasal cavity. The virus enters host cells, replicates, and activates the immune system.

Intranasal Infection of a Mouse with a Pathogenic Influenza Virus

La vidéo montre un test de quantification des virus grippaux A et B. Ce test utilise l’amplification des endonucléases par entaille avec des amorces spécifiques à la grippe et la détection de cibles à l’aide de sondes de balise moléculaire.

Un test moléculaire pour quantifier les virus de la grippe A et B

Nous décrivons un essai rapide, à base moléculaire de la grippe A et B. L'essai détecte la grippe chaque cible dans les 15 minutes en utilisant une amplification isotherme avec des amorces spécifiques de la grippe suivie par la détection de cibles avec des sondes de balises moléculaires. Le dosage et la grippe A B est convivial et nécessaire minimes mains sur le temps d'effectuer.

Rapid Détection moléculaire et différenciation des virus grippaux A et B

test à haut débit d'agents pathogènes à base d'ADN et d'ARN par PCR à l'échelle nanométrique est décrit en utilisant un chien syndromique et le panneau PCR respiratoire équine.

À haut débit de détection de pathogènes dans respiratoires Spécimens animaux par Nanoscale PCR

Cette étude décrit un   à base d'imagerie-dosage micro-neutralisation pour analyser les relations antigéniques entre les virus. Le protocole utilise un scanner à plat et comporte quatre étapes, dont le titrage, titrage quantification, la neutralisation et la neutralisation quantification. Le test fonctionne bien avec un courant circulant de la grippe A (H1N1) pdm09, A (H3N2), et les virus B.

L&#39;optimisation d&#39;un micro-neutralisation quantitative de dosage

Virus de l’influenza (IAVs) sont des agents pathogènes respiratoires humains importants. Pour comprendre le pouvoir pathogène de IAVs et d’effectuer des essais précliniques de nouveau vaccin approches, modèles animaux imitant la physiologie humaine sont nécessaires. Nous décrivons ici les techniques pour évaluer l’IAV pathogenèse, humorale et l’efficacité du vaccin en utilisant un modèle de souris de l’infection.

Études de Virus influenza de type A dans un modèle murin d’Infection

Le présent protocole décrit une nouvelle méthode pour éviter la contamination sanguine dans le liquide de lavage nasal murin (FLN). Comme cette méthode garantit la collecte de NLF sans contamination sanguine, elle permet des détections plus précises des composants immunologiques et de divers agents pathogènes respiratoires.

Prélèvement de liquide de lavage nasal murin sans contamination sanguine

Ce protocole fournit des instructions pour l’administration intranasale de l’IAV et l’analyse en aval des lésions pulmonaires de souris et des modifications transcriptionnelles associées aux types de cellules pulmonaires.

Modélisation de la réparation dysplasique et fonctionnelle de l’alvéole pulmonaire après une infection grippale

Découvrez une méthode simple et peu stressante pour collecter des écouvillons nasaux chez les porcs afin de détecter et d'isoler les virus de la grippe A. Cette technique améliore la surveillance vétérinaire et encourage la participation des éleveurs.

Lingettes nasal pour la grippe détection d'un virus et l'isolement des porcs

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