Name: Utilisation Sensillum simple enregistrement pour détecter les réponses olfactive Neuron des punaises de lit à écomones (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-18T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 55 s
Description: Découvrez l'enregistrement de sensillum unique pour étudier les réponses neuronales olfactives des punaises de lit aux odorants. Cette méthode précise aide à développer des stratégies de lutte antiparasitaire efficaces.

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Le projet a été soutenu par les subventions AAES 461Hatch/Multistate Grants ALA08-045 et ALA015-1-10026 à N.L.

1. Préparation des instruments, Solutions stimuli, et les punaises de lit <ol><li> Préparer une solution de KNO 2 à 50% (p / v) dans un flacon de 20 ml. </li><li> Aiguiser deux microélectrodes de tungstène dans une solution de KNO 2 à 5 V par immersion répétée des électrodes en tungstène dans et hors de la solution. <ol><li> Environ aiguiser le fil de tungstène par immersion d&#39;environ 10 mm du fil de tungstène dans et hors de la solution de KNO 2 à la vitesse de 2 trempettes / sec pendant environ 5 min, ce qui peut consommer beaucoup de l&#39;extrémité avant du fil de tungstène. </li><li> Délicatement aiguiser l&#39;électrode par trempage d&#39;environ 1 mm de l&#39;extrémité du fil dans et hors de la solution à la vitesse de 2 trempettes / sec pendant au moins 1 min afin de faire un point de l&#39;électrode fine et forte. Vérifier le diamètre de pointe de l&#39;électrode sous le microscope fréquemment jusqu&#39;à ce qu&#39;il atteigne 0,2-0,5 um, qui devrait être assez fine pour perforer la cuticule des punaises de lit sensille olfactif. Note: Bien que forte manuellementcement de l&#39;électrode, la vitesse d&#39;immersion du fil de tungstène dans la solution de KNO 2 ne soit pas constante tout le temps. Avec plus de pratique, il est beaucoup plus facile de garder une vitesse relativement constante dans aiguiser l&#39;électrode. Le temps d&#39;affûtage est également incertaine en fonction de la finesse de l&#39;électrode devrait être. Ici, une pointe d&#39;électrode avec le diamètre de ~ 0,2 um est suffisant pour percer à travers le sensille olfactif. </li></ol></li><li> Diluer chacune des stimuli chimiques dans le diméthylsulfoxyde (DMSO) à partir du composé pur à une concentration initiale de 1:10 v / v comme solution de stock. Créer une série de dilutions décimal selon le nombre de doses nécessaires à l&#39;essai, de nouveau avec du DMSO, à partir de chacune des solutions mères de chacun des produits chimiques. Ici, utiliser 10% (+) - β-pinène et l&#39;eucalyptol. </li><li> Placez les jours à jeun ou sept post-alimentation punaises de lit adultes (hommes ou femmes) de la Ft. Dix colonie (un don du Dr Haynes dans Université du Kentucky) pour être utilisé dans til expérimenter dans une boîte de Pétri. Remarque: Il n&#39;y a pas le nombre exact pour les punaises placés dans la boîte de Pétri. Il peut être un peu ou beaucoup. </li></ol> 2. Bed Bug Antennes Préparation <ol><li> Anesthésier les punaises de lit sur la glace (2-3 min). </li><li> Fixer à la fois les antennes et les corps de l&#39;insecte sur une lamelle de microscope avec du ruban adhésif double face et retirer les jambes avec des ciseaux fins. </li><li> Utilisez une petite épingle à toucher doucement les antennes afin de les coller sur la bande de façon constante. </li><li> Reste la lamelle contre une petite boule (~ 1 cm de diamètre) de cire dentaire pour faciliter la manipulation et de l&#39;ajuster à un angle approprié (~ 90 °) pour l&#39;électrode d&#39;enregistrement (Figure 1). </li><li> Une fois fixé, placez la punaise de lit sous un microscope stéréo, allumer la source de lumière froide et d&#39;ajuster l&#39;intensité de l&#39;éclairage jusqu&#39;à ce que l&#39;antenne est présenté clairement, et de se concentrer le microscope sur la deuxième flagelle de l&#39;antenne de punaises de lit à fort grossissement (720X) . Note: L&#39;intensité de l&#39;éclairage utilisé dans l&#39;expérience est quantifiée pas, qui dépend de la façon dont vraiment les yeux de l&#39;expérimentateur sentent l&#39;intensité d&#39;éclairement. </li></ol> 3. Sensillum simple enregistrement <ol><li> Connecter le préamplificateur (10X) avec le dispositif de commande d&#39;acquisition de signaux, qui est relié à l&#39;ordinateur pour l&#39;enregistrement et la visualisation du signal. Allumez l&#39;ordinateur et lancer le logiciel, par exemple, AutoSpike32 et cliquez sur le mode &quot;Record&quot; dans la barre de menu. Ensuite, choisissez la «vague» de manière à commencer à enregistrer les signaux d&#39;ondes. Remarque: Une ligne plate allant de la gauche vers la droite de l&#39;écran à plusieurs reprises devrait maintenant être visible. Ici, la fenêtre d&#39;enregistrement dure 40 secondes. L&#39;enregistrement d&#39;onde max est de 10 sec. Taux d&#39;échantillonnage choisi est 96000 et le taux d&#39;échantillonnage numérique est 240. Il est compensée 0% et aucun filtrage, aucune rectification pour les signaux d&#39;enregistrement. Tous ces paramètres dans le logiciel peuvent être modifiés selon les besoins. </li> &lt;li&gt; Activer le haut-parleur relié au préamplificateur, qui est utilisé pour présenter le mode de tonification pour les réponses neuronales de sensille antennaire. </li><li> Insérez l&#39;électrode de référence dans l&#39;abdomen de la punaise de lit stabilisé. Remarque: L&#39;électrode de référence a été tenu par un support en métal magnétique attaché à l&#39;air-table. </li><li> Après l&#39;électrode de référence a été connecté à l&#39;abdomen de la punaise de lit, de déplacer l&#39;électrode d&#39;enregistrement, qui est connecté au préamplificateur et manipulée par un micromanipulateur, vers l&#39;extrémité postérieure de l&#39;antenne de la punaise. </li><li> Lorsque l&#39;électrode d&#39;enregistrement est en contact avec l&#39;extrémité droite de l&#39;antenne, mettez sur le microscope et de localiser l&#39;électrode à faible grossissement. </li><li> Ajuster l&#39;électrode d&#39;enregistrement alors que le grossissement augmente progressivement jusqu&#39;à ce que à la fois l&#39;électrode et la sensille antennaire sont dans le même plan et clairement visible sous le microscope. Remarque: En ce moment, le microscope est d&#39;habitudeLy au plus fort grossissement. </li><li> Insérez l&#39;électrode d&#39;enregistrement dans l&#39;arbre de l&#39;sensille utilisant le micromanipulateur et aller un peu plus loin si le bruit de fond est élevé par rapport au potentiel d&#39;action. </li><li> Une fois que les potentiels d&#39;action claires sont observées à partir de la sensille enregistré, remplir une micropipette avec 10% (+) - β-pinène. Utiliser la micropipette pour déposer 10 ul aliquote de 10% (+) - β-pinène sur une bande de papier filtrant (~ 3 x 15 mm) placé à l&#39;intérieur d&#39;une pipette Pasteur en verre. <ol><li> Branchez la pipette chargée à la sortie du tube d&#39;écoulement d&#39;impulsion du contrôleur de relance et de placer la pointe de la pipette dans le petit trou dans le tube orientée vers l&#39;antenne. </li></ol></li><li> Lorsque toutes ces connexions se sont stabilisés, appuyer sur la pédale du contrôleur de relance pour offrir une bouffée de 0,5 secondes de relance (0,5 L / min) dans le flux d&#39;air humidifié continue. L&#39;enregistrement des potentiels d&#39;action sera lancé simultanément lorsque le footswitch est déprimé. Le processus d&#39;enregistrement sera la dernière pendant 10 secondes à partir du 1 sec avant la stimulation. </li><li> Comptez le nombre de potentiels d&#39;action hors ligne pendant deux périodes de 500 ms, un avant et un après la stimulation. Soustraire tout changement dans le taux de pic au cours de la 500 ms après la stimulation de l&#39;activité spontanée enregistrée au cours des 500 msec précédentes et de convertir les chiffres dans l&#39;échelle conventionnelle de pointes / s en les multipliant par 2. </li></ol> 4. Remplacement de stimulation dans la SSR <ol><li> Une fois que la pédale de commande a été déclenchée, 10% fournir la (+) - β-pinène à la pipette sur le lit bug antennes et enregistrer la réponse à cette substance odorante spécifique pendant 10 s, après quoi la pipette est retirée. </li><li> Étiqueter une autre nouvelle pipette avec le 0,001% eucalyptol à tester. Placer un petit morceau de papier filtre sur lequel 10 pl de la relance a été appliqué, dans la nouvelle pipette. </li><li> Attendez 2-5 min jusqu&#39;à ce que le stimulus est complètement VAPORIzed dans la pipette de verre. Attacher la pipette sur la sortie du tube d&#39;écoulement par impulsions. </li><li> Insérer la pointe de la pipette dans le petit trou du tube orientée vers l&#39;antenne. Appuyer sur la pédale et commencer l&#39;enregistrement de 10 secondes. </li><li> Débrancher la pipette et préparer une autre pipette avec 0,01% de l&#39;eucalyptol. </li><li> Testez tout le reste des doses de l&#39;eucalyptol (de 0,001% à 10%) sur le sensilla antennaire d&#39;observer les réponses dose-dépendante. Test depuis le plus dilué aux doses les moins diluer. </li></ol>

<ol><li>Bartonicka, T., Gaisler, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seasonal+dynamics+in+the+numbers+of+parasitic+bugs+%28Heteroptera%2C+Cimicidae%29%3A+a+possible+cause+of+roost+switching+in+bats+%28Chiroptera%2C+Vespertilionidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Parasitol+Res%22%5BJournal%5D)">Seasonal dynamics in the numbers of parasitic bugs (Heteroptera, Cimicidae): a possible cause of roost switching in bats (Chiroptera, Vespertilionidae).</a> Parasitol Res. 100 (6), 1323-1330 (2007).</li>
<li>Thomas, I., Kihiczak, G. G., Schwartz, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bed+bug+bites%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Dermatol%22%5BJournal%5D)">Bed bug bites: a review.</a> Int J Dermatol. 43 (6), 430-433 (2004).</li>
<li>Anderson, A. L., Leffler, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bed+bug+infestations+in+the+news%3A+a+picture+of+an+emerging+public+health+problem+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22J+Environ+Health%22%5BJournal%5D)">Bed bug infestations in the news: a picture of an emerging public health problem in the United States.</a> J Environ Health. 70 (9), 24-27 (2008).</li>
<li>Boase, C. Bed bugs (Hemiptera: Cimicidae): an evidence-based analysis of the current situation. Sixth international conference on urban pests. OOK-Press Kft. Robinnson, W., Bajomi, D. Budapest, Hungary, , (2008).</li>
<li>Doggett, S. L., Geary, M. J., Russell, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Resurgence+of+bed+bugs+in+Australia%3A+with+notes+on+their+ecology+and+control%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Health%22%5BJournal%5D)">The Resurgence of bed bugs in Australia: with notes on their ecology and control.</a> Environ Health. 4 (2), 30-38 (2004).</li>
<li>Ter Poorten, M. C., Prose, N. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+return+of+the+common+bedbug%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr+Dermatol%22%5BJournal%5D)">The return of the common bedbug.</a> Pediatr Dermatol. 22 (3), 183-187 (2005).</li>
<li>Yoon, K. S., Kwon, D. H., Strycharz, J. P., Craig, S., Lee, S. H., Clark, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochemical+and+molecular+analysis+of+deltamethrin+resistance+in+the+common+bed+bug+%28Hemiptera%3A+Cimicidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Entomol%22%5BJournal%5D)">Biochemical and molecular analysis of deltamethrin resistance in the common bed bug (Hemiptera: Cimicidae).</a> J Med Entomol. 45 (6), 1092-1101 (2008).</li>
<li>Wang, L., Xu, Y., Zeng, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resurgence+of+bed+bugs+%28Hemiptera%3A+Cimicidae%29+in+mainland+China%5BTitle%5D)+AND+%22Fla+Entomol%22%5BJournal%5D)">Resurgence of bed bugs (Hemiptera: Cimicidae) in mainland China.</a> Fla Entomol. 96 (1), 131-136 (2013).</li>
<li>Haynes, K. F., Potter, M. F. Recent progress in bed bug management. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHaynes%2C+KF+%22Advanced+technologies+for+managing+insect+pests%22">Advanced technologies for managing insect pests</a>. Ishaaya, I., Palli, S. R., Horowitz, A. R. , Springer. New York. 269-278 (2013).</li>
<li>Carey, A. F., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+olfaction+from+model+systems+to+disease+control%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci%22%5BJournal%5D)">Insect olfaction from model systems to disease control.</a> Proc Natl Acad Sci. 108 (32), 12987-12995 (2011).</li>
<li>Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odorant+reception+in+insects%3A+roles+of+receptors%2C+binding+proteins%2C+and+degrading+enzymes%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Entomol%22%5BJournal%5D)">Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes.</a> Annu Rev Entomol. 58, 373-391 (2013).</li>
<li>Den Otter, C. J., Behan, M., Maes, F. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+cell+response+in+female+Pieris+brassicae.+%28Lepidoptera%3A+Pieridae%29+to+plant+volatiles+and+conspecific+egg+odours%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Single cell response in female Pieris brassicae. (Lepidoptera: Pieridae) to plant volatiles and conspecific egg odours.</a> J Insect Physiol. 26 (7), 465-472 (1980).</li>
<li>Levinson, H. Z., Levinson, A. R., Muller, B., Steinbrecht, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+of+sensilla%2C+olfactory+perception%2C+and+behavior+of+the+bed+bug%2C+Cimex+lectularius.%2C+in+response+to+its+alarm+pheromone%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Structural of sensilla, olfactory perception, and behavior of the bed bug, Cimex lectularius., in response to its alarm pheromone.</a> J Insect Physiol. 20 (7), 1231-1248 (1974).</li>
<li>Harraca, V., Ignell, R., Löfstedt, C., Ryne, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+antennal+olfactory+system+of+the+bed+bug+%28Cimex+lectularius%29%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Senses%22%5BJournal%5D)">Characterization of the antennal olfactory system of the bed bug (Cimex lectularius).</a> Chem Senses. 35 (3), 195-204 (2010).</li>
<li>Liu, F., Haynes, K. F., Appel, A. G., Liu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antennal+olfactory+sensilla+responses+to+insect+chemical+repellents+in+the+common+bed+bug%2C+Cimex+lectularius%5BTitle%5D)+AND+%22J+Chem+Ecol%22%5BJournal%5D)">Antennal olfactory sensilla responses to insect chemical repellents in the common bed bug, Cimex lectularius.</a> J Chem Ecol. 40 (6), 522-533 (2014).</li>
<li>Olson, J. F., Moon, R. D., Kells, S. A., Mesce, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphology%2C+ultrastructure+and+functional+role+of+antennal+sensilla+in+off-host+aggregation+by+the+bed+bug%2C+Cimex+lectularius%5BTitle%5D)+AND+%22Arthropod+Struct+Dev%22%5BJournal%5D)">Morphology, ultrastructure and functional role of antennal sensilla in off-host aggregation by the bed bug, Cimex lectularius.</a> Arthropod Struct Dev. 43 (2), 117-122 (2014).</li>
<li>Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30 (2), 537-552 (2001).</li>
<li>Qiu, Y. T., Loon, J. J. A., Takken, W., Meijerink, J., Smid, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Olfactory+coding+in+antennal+neurons+of+the+malaria+mosquito%2C+Anopheles+gambiae%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Senses%22%5BJournal%5D)">Olfactory coding in antennal neurons of the malaria mosquito, Anopheles gambiae.</a> Chem Senses. 31 (9), 845-863 (2006).</li>
<li>Ghaninia, M., Ignell, R., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+classification+and+central+nervous+projections+of+olfactory+receptor+neurons+housed+in+antennal+trichoid+sensilla+of+female+yellow+fever+mosquito%2C+Aedes+aegypti%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Functional classification and central nervous projections of olfactory receptor neurons housed in antennal trichoid sensilla of female yellow fever mosquito, Aedes aegypti.</a> Eur J Neurosci. 26 (6), 1611-1623 (2007).</li>
<li>Hill, S. R., Hanson, B. S., Ignell, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+antennal+trichoid+sensilla+from+female+southern+house+mosquito%2C+Culex+quinquefasciatus+Say%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Senses%22%5BJournal%5D)">Characterization of antennal trichoid sensilla from female southern house mosquito, Culex quinquefasciatus Say.</a> Chem Senses. 34 (3), 231-252 (2009).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La technique Sensillum simple enregistrement a été largement utilisé dans le test des réponses neuronales des insectes tels que les mouches des fruits, les moustiques et les punaises de lit à différents stimuli chimiques dans l&#39;environnement. Ces stimuli chimiques sont souvent dissous et dilués dans un solvant commun, afin de préparer différentes doses de traitements. Cependant, différents solvants peuvent produire assez différentes vitesses de libération pour les stimuli. Des études antérieures sur certains insecte...

La punaise de lit commun Cimex lectularius L (Hemiptera: Cimicidae), comme ectoparasites temporaire, est un insecte suceur de sang obligatoire, ce qui signifie leur survie, le développement et la reproduction ont besoin de sources de sang provenant d&#39;hôtes, y compris les humains et les animaux 1,2. Bien que la transmission du virus a été rarement rapportée dues à C. lectularius, la nuisance due aux piqûres générée par une infestation affecte sérieusement hôtes à la fois physiquement et psychologiquement 3. L&#39;introduction et l&#39;utilisation généralisée des insecticides chimiques, en particulier le DDT, abaissé le risque d&#39;infestations et à la fin des années 1950, les infestations étaient à un niveau tellement bas qu&#39;ils ne sont plus une préoccupation publique sérieuse. Cependant, un certain nombre de facteurs possibles ont conduit à la résurgence des populations de punaises de lit dans le monde entier, tels que l&#39;utilisation réduite d&#39;insecticides, une baisse de la sensibilisation du public, augmentation de l&#39;activité voyager, et le développement de la résistance aux insecticides 4-9. &lt;/ p&gt; Signaux chimiques dans l&#39;environnement sont détectés et reconnus par des insectes à travers les organes olfactifs telles que des antennes et des palpes maxillaires. Le sensilles olfactives sur les antennes des insectes jouent un rôle crucial dans la détection de ces signaux chimiques. Les molécules chimiques entrent dans la cuticule des antennes à travers les pores sur la surface de la cuticule. Odorant protéines de liaison dans la lymphe bind antennaire à ces molécules chimiques et les transporter sur les récepteurs olfactifs 10. Les récepteurs olfactifs et leur co-récepteur à partir du canal d&#39;ions cationique non sélectif sur la membrane neuronale, qui sera dépolarisée une fois que ces molécules chimiques sont reconnus par les 11 récepteurs olfactifs. L&#39;unité d&#39;enregistrement sensille (RSS) a été développé pour détecter le changement extracellulaire dans le potentiel d&#39;action provoqué par l&#39;application de stimuli soit non chimiques ou chimiques. En insérant une électrode d&#39;enregistrement dans la lymphe sensille et une électrode de référencedans une autre partie du corps d&#39;insectes (habituellement soit les yeux composés ou l&#39;abdomen), la cadence de tir des neurones en réponse à des stimuli 12 peut être enregistré. Les changements dans le nombre de pointes représentent la sensibilité de l&#39;insecte à des stimuli spécifiques. Stimuli chimiques des différentes identités et la concentration vont susciter différentes réactions de neurones, avec des taux de tir et structures temporelles, et peuvent donc être utilisées pour étudier le processus de codage de l&#39;insecte à des produits chimiques spécifiques. Pour la punaise de lit commun, les deux formes sexuelles partagent le même modèle de sensilles olfactives sur les antennes: neuf rainurée sensilla cheville C, 29 cheveux comme E (E1 et E2) sensilles, et une paire chacun des Dα, Dß, Dγ lisse cheville sensilla 13,14. Comme plusieurs neurones ont été identifiés dans chaque type de sensille, il est pas facile de distinguer les potentiels de différents neurones logés dans le même sensille d&#39;action, donc pour cette expérience, la totanuméros de L de potentiels d&#39;action ont été comptabilisés hors ligne pour une période de 500 ms avant et après stimulation. Le nombre de potentiels d&#39;action après stimulation a ensuite été soustrait du nombre de potentiels d&#39;action avant la stimulation et multiplié par deux afin de quantifier les changements dans le taux d&#39;allumage de chaque individu dans sensille pointes par seconde 15.

<table><tbody><tr><td>Fil de tungstène</td><td>A-M SYSTEMS</td><td>#716500</td><td>Utilisé pour la préparation de l’électrode</td></tr><tr><td>KNO2</td><td>Sigma</td><td>#310484</td><td>Utilisé pour l’affûtage du fil de tungstène</td></tr><tr><td>Alimentation AC</td><td>BK Precision</td><td>1653A</td><td>Fourniture de la tension dans l’affûtage du fil de tungstène</td></tr><tr><td>Leica Z6 APO Microscope</td><td>Leica</td><td>10447424</td><td>Utilisé pour l’observation de la sensille sur les antennes</td></tr><tr><td>Contrôleur Simulus</td><td>Syntech</td><td>CS-55</td><td>Utilisé pour le contrôle de l’application de stimulus</td></tr><tr><td>Contrôleur d’acquisition USB 4 canaux</td><td>Syntech</td><td>IDAC-4</td><td>Affichage en temps réel à l’écran de tous les signaux avant et pendant l’enregistrement</td></tr><tr><td>Source lumineuse</td><td>SCHOTT</td><td>A20500</td><td>Fourniture de sources lumineuses pour l’observation</td></tr><tr><td>Micromanupulateur</td><td>Leica</td><td>115378</td><td>Utilisé pour les petits mouvements de électrode</td></tr><tr><td>Haut-parleur</td><td>Juster</td><td>95a</td><td>Connecté avec le contrôleur d’acquisition IDAC-4 et fournissant le son pour le signal</td></tr><tr><td>Support magnétique</td><td>Narishige</td><td>GJ-1</td><td>Utilisé pour maintenir l’électrode de référence, la punaise de lit stabilisée et le tube de distribution de stimulus</td></tr><tr><td>TMC Table d’isolation des vibrations</td><td>TMC</td><td>63-500</td><td>Utilisé pour isoler les vibrations des équipements</td></tr><tr><td>Coverslip</td><td>Tedpella</td><td>2225-1</td><td>Utilisé pour tenir la punaise de lit</td></tr><tr><td>Ruban adhésif double face</td><td>3M</td><td>XT6110</td><td>Utilisé pour stabiliser la punaise de lit sur le clip de couverture</td></tr><tr><td>Cire dentaire</td><td>Dentakit</td><td>DK-R012</td><td>Utilisé pour soutenir le clip de couverture où la punaise de lit est stabilisée&nbsp ;</td></tr></tbody></table>

utilisation sensillum simple enregistrement pour détecter les réponses olfactive neuron des punaises de lit à écomones

Using Single Sensillum Recording to Detect Olfactory Neuron Responses of Bed Bugs to Semiochemicals

Le système olfactif d&#39;insecte joue un rôle important dans la détection de substances sémiochimiques dans l&#39;environnement. En particulier, le sensilla antennaire qui abritent les neurones simples ou multiples à l&#39;intérieur, sont considérés comme de faire la contribution majeure dans la réponse aux stimuli chimiques. En enregistrant directement potentiel d&#39;action dans le sensille olfactive après une exposition à des stimuli, enregistrement sensille simple (SSR) technique offre une approche puissante pour étudier les réponses de neurones d&#39;insectes à des stimuli chimiques. Pour la punaise de lit, qui est un parasite humain notoire, plusieurs types de sensille olfactive ont été caractérisés. Dans cette étude, nous avons démontré réponses neurales de la punaise de lit sensilla olfactive à deux stimuli chimiques et les réponses dose-dépendante à l&#39;un d&#39;eux en utilisant la méthode SSR. Cette approche permet aux chercheurs de procéder à un dépistage précoce pour les stimuli chimiques individuels sur la punaise de lit olfactive sensilles, qui fourniraient des informations précieuses pour le develloppement de nouveaux attractifs de punaises de lit ou des répulsifs et des avantages du lit efforts de contrôle de bogue.

Simple enregistrement sensille est une technique d&#39;enquête puissant utilisé dans les études sur les insectes écologie chimique et de la physiologie neuronale. Enquêter sur les réponses de neurones d&#39;insectes à différents composés volatils, en particulier ceux pensé pour être écologique liée à la survie et au développement des insectes, non seulement nous donne de précieuses indications sur le processus de l&#39;olfaction des insectes, mais ouvre également de nouvelles voies prome...

Les punaises de lit dépendent des neurones récepteurs olfactifs logés dans leur sensille olfactive antennaire pour détecter les substances sémiochimiques dans l’environnement. À l’aide de l’enregistrement d’un seul sensillum, nous démontrons une méthode pour évaluer la réponse des punaises de lit aux substances sémiochimiques et explorons le processus de codage impliqué.

Utilisation Sensillum simple enregistrement pour détecter les réponses olfactive Neuron des punaises de lit à écomones

The insect olfactory system plays an important role in detecting semiochemicals in the environment. In particular, the antennal sensilla which house ...

L'objectif général de l'enregistrement unitaire au niveau d'un sensille est d'étudier les réponses neuronales du sensille olfactif antennaire à divers odorants. Cette méthode permet de répondre à des questions fondamentales en écologie chimique, telles que de savoir si l'insecte est capable de détecter des composés odorants dans son environnement et comment il traite ces stimuli chimiques. Le principal avantage de cette technique réside dans sa capacité à refléter l'activité d'un neurone unique en fonction de sa fonction spécifique.Il permet une mesure plus précise de la sensibilité des neurones aux odorants chimiques. L'application de cette technique s'étend au développement d'attractants ou de répulsifs dans le contrôle des insectes, car elle peut être utilisée avec un grand nombre de produits chimiques biologiquement importants pour l'insecte.Commencez cette procédure en anesthésiant les punaises de lit sur de la glace pendant deux à trois minutes. Fixez ensuite les antennes et le corps des insectes sur une lame de microscope à l’aide d’un ruban adhésif double face et retirez les pattes avec de petites ciseaux fins. Utilisez une petite épingle pour ajuster délicatement les antennes sur le ruban adhésif.Ensuite, appuyez la lame couvre-objet contre une petite boule de cire dentaire pour faciliter sa manipulation, et réglez-la à un angle de 90 degrés afin de positionner l'électrode d'enregistrement. Une fois fixée, placez la punaise sous un microscope stéréo. Allumez la source lumineuse et ajustez l'intensité de l'éclairage jusqu'à ce que les antennes soient clairement visibles.Ensuite, focalisez le microscope sur le deuxième flagelle des antennes de la punaise de lit à fort grossissement. Dans cette étape, reliez le préamplificateur à un contrôleur d'acquisition de signal, qui est connecté à l'ordinateur pour l'enregistrement et la visualisation du signal. Ouvrez ensuite le logiciel et cliquez sur «&nbsp;enregistrer&nbsp;» dans la barre de menu.Ensuite, choisissez l'onde pour commencer l'enregistrement des signaux ondulatoires. Activez l'enceinte connectée au préamplificateur pour restituer le ton des réponses neuronales provenant du sensille antennal. Insérez maintenant l'électrode de référence dans l'abdomen de la punaise fixée.Une fois que l'électrode de référence a été connectée à l'abdomen de la punaise de lit, déplacez l'électrode d'enregistrement vers l'extrémité postérieure des antennes de la punaise de lit. Lorsque l'électrode d'enregistrement est en contact avec l'extrémité de l'antenne droite, localisez l'électrode à faible grossissement. Ajustez ensuite l'électrode d'enregistrement tout en augmentant progressivement le grossissement, jusqu'à ce que l'électrode et le sensillum antennal soient dans le même plan et clairement visibles au microscope.Ensuite, insérez l'électrode d'enregistrement dans le pédoncule du sensille à l'aide du micromanipulateur. Abaissez-la davantage si le bruit de fond est trop élevé. Une fois que des potentiels d'action clairs sont observés en provenance du sensille enregistré, remplissez une micropipette avec le stimulus botanique.Utilisez la micropipette pour déposer un aliquot de 10 microlitres du stimulus sur une bande de papier filtre à l'intérieur d'une pipette Pasteur en verre. La clé du succès de l'expérience réside dans la connexion précise et directe des électrodes d'enregistrement au sensille. Le bruit de fond peut être partiellement réduit après avoir inséré les électrodes un peu plus profondément.Ensuite, reliez la pipette chargée à la sortie du tube d'écoulement du stimulus et placez l'embout de la pipette dans le petit trou du tube orienté vers les antennes. Une fois toutes les connexions stabilisées, appuyez sur l'interrupteur au pied du contrôleur de stimulus pour délivrer un stimulus dans le flux d'air humidifié continu et commencez l'enregistrement. Le processus d'enregistrement durera 10 secondes, en commençant une seconde avant la stimulation.Compter les potentiels d'action hors ligne pour deux périodes de 500 millisecondes, une avant et une après la stimulation. Pour présenter un autre stimulus, étiqueter une nouvelle pipette avec 001 % d'eucalyptol à tester. Appliquer 10 microlitres du stimulus avant de déposer un petit morceau de papier filtre dessus.Ensuite, attendez deux à cinq minutes jusqu'à ce que le stimulus soit complètement vaporisé dans la pipette en verre. Fixez la pipette à la sortie du tube d'écoulement du stimulus. Insérez ensuite la pointe de la pipette dans le petit orifice du tube orienté vers les antennes.Appuyez sur la pédale et démarrez l'enregistrement de 10 secondes. Ensuite, déconnectez la pipette et préparez une autre pipette contenant 0,1 % d'eucalyptol. Testez toutes les autres doses d'eucalyptol sur les sensilles antennaires afin d'observer les réponses les plus marquées.Dans cette figure, le tracé du signal montre la réponse neuronale typique d'un sensille olfactif au solvant utilisé comme témoin dans l'enregistrement unitaire du sensille. L'enregistrement du signal a commencé une seconde avant les 0,5 seconde de stimulus par souffle. Le signal a été enregistré en continu pendant 10 secondes après le début du stimulus par souffle.Cet enregistrement montre la réponse neuronale extrêmement forte d'un sensille olfactif à un stimulus botanique, le bêta-pinène positif à 10 %. Après l'application du stimulus sur le sensille olfactif, les neurones sensoriels olfactifs situés à l'intérieur de ce sensille émettent des potentiels d'action à haute fréquence selon une dynamique temporelle prolongée. Cette procédure permet d'explorer les comportements qu'un insecte peut adopter afin de répondre à des questions supplémentaires, telles que quelles sont les réponses comportementales des insectes à certaines substances chimiques induisant de fortes réponses neuronales.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez mieux comprendre comment enregistrer les réponses des neurones olfactifs des insectes au stimulus chimique.

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Réponses électrophysiologiques des neurones olfactifs sensoriels odorants peuvent être mesurés chez les insectes en utilisant des enregistrements sensillum unique. Dans cet article, vidéo, nous allons montrer comment réaliser des enregistrements sensillum seule dans les antennes de la mouche du vinaigre...

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae</em

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Mesures électrophysiologiques à partir d&#39;un système de Moth olfactive

Neurones récepteurs olfactifs (ORNs) convertir les signaux d'odeurs dans un premier récepteur de courant qui à son tour déclenche des potentiels d'action qui sont acheminés à des neurones de second ordre dans le bulbe olfactif. Ici, nous décrivons la technique pipette d'aspiration d'enregistrer simultanément le récepteur olfactif courant induit et des potentiels d'action de ORNs souris.

Odorant induites réponses enregistrées à partir de neurones récepteurs olfactifs en utilisant la technique de la pipette d&#39;aspiration

Dans cette vidéo, une mouche drosophile vivante est montée dans un tube pour des études électrophysiologiques. Des électrodes sont positionnées à la base du sensillum pour enregistrer des réponses neuronales spécifiques aux phéromones avec les neurones récepteurs olfactifs de la mouche.

Enregistrements électrophysiologiques de la drosophile sensille en réponse aux odorants volatils

Nous démontrons variations de la technique d'enregistrement multi-unité extracellulaire de caractériser les odeurs réponses évoquées dans les trois premières étapes de la voie olfactive invertébrés. Ces techniques peuvent être facilement adaptés pour examiner l'activité d'ensemble dans d'autres systèmes neuronaux ainsi.

Méthodes d&#39;enregistrement multi-unités pour caractériser l&#39;activité neuronale dans le Criquet (<em&gt; Schistocerca americana</em&gt; Circuits olfactifs)

Nous décrivons un protocole d’utilisation d’antennes d’insectes sous forme d’électroanténogrammes (EAG) sur des robots autonomes. Notre conception expérimentale permet des enregistrements stables en une journée et résout les taches d’odeurs individuelles jusqu’à 10 Hz. L’efficacité des capteurs EAG pour les recherches olfactives est démontrée en conduisant un robot vers une source d’odeurs.

Utilisation d&#39;insectes électroantennogramme capteurs sur autonome Robots Recherches olfactives

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Perforé patch-clamp enregistrement des souris neurones sensoriels olfactifs dans neuroépithélium Intact: Analyse fonctionnelle des neurones exprimant un récepteur odorant Identifié

L’utilisation d’une « puce olfactive » adaptée pour l’imagerie calcique efficace de c. elegans mâles est décrite ici. Études sur l’exposition de glycérol et d’une phéromone mâle sont également indiqués.

En utilisant une puce olfactif microfluidique adapté pour l’imagerie de l’activité neuronale en réponse aux phéromones dans les neurones de tête mâle C. Elegans

L'objectif global de ce protocole est de démontrer comment présenter des odorants de faible volatilité pour l'enregistrement à sens unique des neurones récepteurs olfactifs de Drosophila qui répondent aux phéromones cuticulaires à longue chaîne.

Enregistrement électrophysiologique de<em&gt; Drosophila</em&gt; Sensilla Trichoid en Réponse aux Odorants de Faible Volatilité

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Sensille unique Recordings pour Locust Palp sensilles basiconiques

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Enregistrement de base : une technique d’analyse des réponses des neurones gustatifs chez la drosophile

Découvrez l'enregistrement de sensillum unique pour étudier les réponses neuronales olfactives des punaises de lit aux odorants. Cette méthode précise aide à développer des stratégies de lutte antiparasitaire efficaces.

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