Name: Protocole disolation efficace pour B et les lymphocytes T à partir des amygdales palatines humaines (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-11-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 9 s
Description: Découvrez un protocole rapide pour isoler les lymphocytes B et T des amygdales palatines humaines. Cette méthode efficace permet d'étudier les rôles de ces cellules dans la pathogenèse virale et l'immunologie.

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Ce travail a été soutenu par la Société suédoise du cancer (11 0253, 13 0469), le Conseil suédois de la recherche (K2012-99X-21959-01-3), la Fondation Marcus Borgströms et le Conseil suédois de la recherche par le biais d’une subvention au Centre de recherche sur l’ARN d’Uppsala (2006-5038-36531-16). Nous sommes redevables à la plateforme BioVis de l’Université d’Uppsala pour son aide précieuse dans l’analyse FACS.

Le protocole décrit l&#39;isolement de cellules lymphoïdes à partir de matériau patient humain et nécessite donc une approbation éthique. Le travail effectué dans la présente étude a été accordée par le Conseil d&#39;examen éthique Uppsala (DNR. 2013/387). 1. Isolement des cellules mononucléaires (MNC) de amygdales palatines humaines ATTENTION: Tout le matériel blindé d&#39;origine humaine comme le sang, les tissus ou les fluides corporels doit être considéré comme du matériel potentiellement infecté. Par conséquent, les pratiques de biosécurité recommandées pour la manipulation des tissus humains doivent être suivies. Remarque: Pour éviter la contamination, toutes les solutions et équipements de culture cellulaire doivent être stériles. Tous les tampons et les solutions doivent être pré-refroidis et conservés dans la glace. Tissus de l&#39;amygdale et cellules isolées doivent être conservées et traitées sur la glace. <ol><li> Obtenir amygdales fraîches provenant de patients ayant subi une amygdalectomie ou amygdalotomie (Figure 2). Plonger la clum de tissusps dans un tube centrifuge de 50 ml rempli d&#39;une solution saline glacée stérile de Hanks équilibrée (HBSS) complétée avec 5% de sérum bovin fœtal (FBS), mM glutamine 10, 0,05 mg / ml de gentamicine et 1% d&#39;antibiotique-antimycotique mélange (Penicillin, streptomycine et amphotéricine B). </li><li> Gardez les tubes avec les échantillons de tissus des amygdales submergées en tout temps sur la glace. Essayez de traiter les amygdales dès que possible, et au plus tard 3 heures après l&#39;ablation chirurgicale. </li><li> Placez l&#39;amygdale sur un 60 mm cellule en plastique plaque de culture sur de la glace et de garder le tissu humidifié avec HBSS. Retirer caillots de sang, les tissus conjonctifs et gras avec une pince de nettoyage de la surface des amygdales. </li><li> Utilisez un nouveau 60 mm plaque de culture cellulaire contenant 5 ml de HBSS. Couper la touffe de tissu d&#39;amygdale en fragments 3-10 mm en utilisant une paire de ciseaux stérile et / ou d&#39;un scalpel. </li><li> Préparer une nouvelle plaque de 60 mm culture cellulaire contenant 10 ml de HBSS et placer un tamis cellulaire en plastique 100 pm dans la solution HBSS. </li><li> Transférer les dissfragments d&#39;amygdale échies dans le tamis cellulaire avec un forceps stériles. En utilisant l&#39;extrémité du piston d&#39;une seringue en plastique, presser doucement les fragments de tissus à travers le tamis de la cellule. Assurez-vous que les fragments de l&#39;amygdale sont totalement immergés dans le HBSS. </li><li> Jeter le tamis cellulaire avec les restes de tissu et transférer la suspension cellulaire obtenue à partir de la plaque de culture cellulaire de 60 mm dans un tube de centrifugation en plastique de 50 ml. Laisser le tube sur la glace tout en procédant à des mesures 1.8 et 1.9. </li><li> Dans le cas de grandes amygdales, de plus de 2 cm de diamètre (Figure 2), serrer les fragments de l&#39;amygdale dans deux crépines de cellules pour éviter le colmatage de la maille dans la passoire. </li><li> Pour obtenir le volume final de 35 ml de la suspension cellulaire. Remarque: À cette étape, il est possible de préparer la suspension de cellules pour la cryoconservation (voir la section 2). </li><li> Ajouter 10 ml d&#39;une solution à gradient de densité de Ficoll comme dans un nouveau tube de centrifugation de 50 ml. Superposer délicatement le suspens cellulairesion (étape 1.9) au-dessus de la solution à gradient de densité. Eviter le mélange de la suspension cellulaire et la solution de gradient de densité. Remarque: La solution à gradient de densité doit être réchauffé à la température ambiante. </li><li> Centrifuger la suspension cellulaire dans un rotor swing-out à 700 g pendant 20 min à température ambiante. Ne pas activer la fonction de frein sur la centrifugeuse que le freinage rapide peut perturber le gradient. Aussi, utilisez la fonction d&#39;accélération le plus bas disponible sur la centrifugeuse. Note: Après cette étape de centrifugation, d&#39;observer que les MNC une couche duveteuse blanche à l&#39;interface, et les globules rouges (RBC), les fibroblastes et les débris cellulaires comme le sédiment au fond du tube. </li><li> Recueillir soigneusement la couche de multinationales en utilisant une pipette 10 ml. Placer la suspension de cellules dans un nouveau 50 ml tube de centrifugation. </li><li> Ajouter 25 ml de PBS glacé à la suspension cellulaire et tourner le tube à 300 g pendant 5 min dans un rotor swing-out à 4 ° C. </li><li> Eliminer le surnageant en utilisant une pipette 25 mlet répéter culot cellulaire étape de lavage deux fois de plus. Enfin remettre en suspension le culot cellulaire dans 15 ml de PBS. Remarque: Après l&#39;étape de lavage final, il est possible de cryoconservation de la suspension cellulaire (voir la section 2). </li><li> Appliquer 10 pi de suspension de cellules dans la cellule de hémocytomètre chambre de comptage et de compter le nombre de cellules sous un microscope. Distribuer la quantité appropriée de cellules (par exemple, 3.2 x 10 7) dans un tube de centrifugeuse de 15 ml pour la séparation par billes magnétiques ultérieure. Gardez cette aliquote sur la glace jusqu&#39;à l&#39;étape 3.2. </li></ol> 2. La cryoconservation des cellules des amygdales <ol><li> Préparer le milieu de congélation (90% de FBS et 10% de DMSO) et le garder sur la glace. Pour le stockage à long terme tenir les médias de congélation à -20 ° C. </li><li> Déterminer le nombre total de cellules en utilisant une chambre de comptage de cellules hémocytomètre (étape 1.15). Calculer la quantité nécessaire de milieu de congélation selon la densité cellulaire congelé souhaité (par exemple, 10 7 celluless / ml de milieu de congélation). </li><li> Centrifuger la suspension de cellules à 300 g pendant 5 min. Décanter le surnageant sans perturber le culot cellulaire et remettre en suspension le culot cellulaire dans du milieu de congélation refroidi à la glace (de l&#39;étape 2.1). </li><li> Distribuer des aliquotes de 1 ml de la suspension cellulaire dans des flacons stériles destinés à l&#39;entreposage à long terme dans de l&#39;azote liquide. Congeler les flacons dans une chambre de l&#39;isopropanol et de les stocker à -80 ° CO / N. Pour la conservation à long terme de transférer les flacons dans un contenant de l&#39;azote liquide réservoir de stockage ou d&#39;une cellule C congélateur -140 °. </li><li> Pour décongeler flacons de cellules congelées, réchauffez-les rapidement dans un bain d&#39;eau à 37 C °. Immédiatement lors de la décongélation, disperser la suspension de cellules dans 10 ml de HBSS préchauffé (avec des suppléments, l&#39;étape 1.1) dans un tube de centrifugeuse de 15 ml. Spin le tube à 300 g pendant 5 min, retirez HBSS et remettre le culot cellulaire à la densité cellulaire souhaitée dans HBSS (avec des suppléments, l&#39;étape 1.1). Remarque: La viabilité du multinationales after dégel est d&#39;importance, car la présence de cellules mortes diminuera le rendement final de B et les lymphocytes T purifiés. Remarque: Selon notre expérience, la viabilité des cellules moins de 80% permettra de réduire l&#39;efficacité de l&#39;isolement cellulaire. </li></ol> 3. positive Sélection des lymphocytes T de la population à partir des amygdales multinationales Note 1: Ce protocole est basé sur la sélection positive des lymphocytes humains T CD3 + de multinationales amygdales utilisant des billes magnétiques couplées à l&#39;anticorps CD3. Il est possible de commencer cette section de frais (Section 1) ou les (section 2) multinationales congelés. Note 2: Commencez avec 3 x 10 7 multinationales. Ne pas dépasser ce nombre de cellules, depuis les colonnes de séparation peuvent obstruer et cela permettra de réduire l&#39;efficacité de l&#39;isolement. Utilisez grandes colonnes si plusieurs cellules seront traitées. Les volumes utilisés dans ce protocole ont été expérimentalement optimisé pour le nombre de cellules de noused dans notre dispositif expérimental. <ol><li> Préparer le tampon de séparation [PBS (pH 7,2), 0,5% d&#39;albumine de sérum bovin (BSA) et de 2 mM d&#39;EDTA]. Filtrez le tampon de séparation à travers un filtre de 0,45 um et stocker à 4 ° C. </li><li> Spin la suspension des multinationales (étape 1.14) à 300 g pendant 5 min à 4 ° C. Remettre en suspension le culot résultant dans des cellules 240 pi (80 pi pour 10 7 cellules) de séparation de tampon glacé. Transférer la suspension cellulaire dans un tube stérile de 2 ml. </li><li> Ajouter 20 ul d&#39;anticorps CD3 magnétique à la solution de cellules. Incuber les tubes pendant 1 heure à 4 ° C avec agitation douce continue pour maintenir les cellules en suspension. </li><li> Transférer la totalité de la suspension cellulaire dans un tube de 15 ml contenant 5 ml séparation tampon de glace froide pour laver les cellules. </li><li> Centrifuger le tube à 300 g pendant 10 min à 4 ° C dans un rotor swing-out. </li><li> Pendant ce temps, mettre en place le séparateur magnétique et de la colonne. Fixez le séparateur magnétique à la barre et placez la colonne dans la separteur. Laver la colonne en appliquant 500 ul de tampon de séparation glacée. Jeter l&#39;écoulement à travers. </li><li> Placer un nouveau tube de collecte de 15 ml au-dessous de la colonne. Garder le tube de collecte sur la glace. </li><li> Jeter le surnageant (étape 3.5) par pipette et remettre en suspension doucement le culot cellulaire dans 500 pi de tampon de séparation. Appliquer la suspension cellulaire sur le dessus de la colonne de pré-lavés et laisser courir à travers. Remarque: amas de cellules peuvent obstruer la colonne et donc de réduire le débit. Pour éviter ce problème, placer un filtre en matière plastique 40 um de la cellule au-dessus de la colonne. Passer les cellules à travers ce maillage sera fortement améliorer l&#39;efficacité de cette méthode. </li><li> Laver la colonne avec 1,5 fois 4 ml de tampon de séparation (500 ul pour 10 7 cellules). Attendre que le réservoir de la colonne à vide (pas d&#39;liquide doit être observée dans la colonne) avant d&#39;appliquer l&#39;étape de lavage suivante. Remarque: Obtenir les cellules non marquées CD3, considérés comme fraction des lymphocytes B, comme elles sontélue dans le tube de collecte. </li><li> Retirer la colonne du séparateur et la placer dans un nouveau tube de 15 ml de collection. Introduire à la pipette 2 ml de tampon de séparation sur la colonne. Utilisation du plongeur fourni avec la colonne éluer les lymphocytes T sélectionnées positivement, qui sont considérés comme la fraction des lymphocytes T. </li><li> Déterminer le nombre de cellules purifiées (étape 1.15), si nécessaire. Les suspensions cellulaires sont maintenant prêts pour des expériences en aval. </li></ol> 4. cytométrie de flux de isolé amygdales B et les lymphocytes T ATTENTION: solution Paraformaldéhyde est irritant et cancérogène suspecté. Porter un vêtement de protection approprié, des gants et une protection des yeux / du visage. Remarque 1: Ce protocole décrit la méthode de coloration directe de la B et les lymphocytes T isolés par tri cellulaire activé par fluorescence (FACS). Le but principal de cette étape est d&#39;évaluer la pureté de la cellule isolée populations after CD3 de séparation d&#39;anticorps magnétique. A cet effet B établi et des marqueurs de cellules T, les anticorps monoclonaux fluorophores conjugué CD20-FITC et CD2-APC, sont utilisés. Aussi l&#39;inclusion d&#39;anticorps de contrôle d&#39;isotype est fortement recommandé de distinguer le &quot;fond&quot; liaison non spécifique des anticorps CD2 et CD20 (voir l&#39;étape 4.8). Remarque 2: Il est possible de conserver les fractions de cellules purifiées dans un paraformaldehyde à 1% (PFA) solution à l&#39;obscurité à 4 ° C jusqu&#39;à ce que le temps de coloration (par exemple, le jour suivant.). De plus, le même procédé est applicable si il existe un écart de temps entre la coloration et une analyse FACS. Rappelez-vous que dans les deux cas, les cellules doivent être lavés correctement avec LNPP (PBS contenant 0,2% de BSA) tampon, avant la coloration ou l&#39;analyse FACS. <ol><li> Sortez 6 x 10 6 cellules des multinationales de l&#39;étape 1.15 (avant d&#39;appliquer à la colonne), fraction des lymphocytes B de l&#39;étape 3.9 et de la fraction des lymphocytes T de l&#39;étape 3.10. </li><li> Spin la cellulesuspensions à 300 g pendant 5 min à 4 ° C en utilisant un rotor swing-out. </li><li> Retirer le surnageant avec pipette et laver le culot cellulaire une fois avec 1 ml de glace-froid LNPP. Faites tourner les suspensions de cellules à 300 g pendant 5 min à 4 ° C. Retirer le surnageant avec pipette et remettre la cellules dans 600 pi de tampon LNPP glacée. </li><li> Ajouter 100 ul de la suspension de cellules au fond d&#39;un tube FACS. </li><li> Ajouter 100 pi de PBS contenant du sérum humain inactivé 10% de la chaleur à chaque tube, bien mélanger et laisser incuber pendant ~ 1 min à température ambiante ou 20 min sur la glace. Remarque: les lymphocytes B portent des récepteurs Fc. Afin de bloquer les récepteurs Fc des fractions de cellules purifiées sont incubées avec du sérum humain inactivé à la chaleur à 10%. Le sérum humain inactivé à la chaleur est d&#39;une incubation à 56 ° C pendant 1 heure. Diviser le sérum inactivé à la chaleur en petites portions et les conserver congelés à -20 ° C. </li><li> Centrifuger la suspension de cellules à 300 xg pendant 5 min à 4 ° C dans un swing Rotor. </li><li> Retirer le surnageant avec pipette et laver le culot de cellules avec 1 ml LNPP. Répéter la centrifugation (300 g pendant 5 min à 4 ° C). </li><li> Ajouter 100 ul LNPP dans chaque tube sur la glace. Ajouter la quantité appropriée de l&#39;anticorps monoclonal fluorophore conjugué, selon la recommandation du fabricant (par exemple, 20 pi d&#39;anti-CD20 et / ou 5 pi d&#39;anticorps anti-CD2 dans 100 pi de LNPP). Note: Ne pas oublier d&#39;attribuer suffisamment de tubes de contrôle pour l&#39;analyse FACS. Dans ce protocole, les contrôles suivants doivent être inclus: 1) cellules colorées avec les anticorps anti-CD2 et anti-CD20 individuellement, 2) des cellules colorées avec les anticorps anti-CD2 et anti-CD20 contrôle isotypique individuellement et, 3) les cellules sans addition d&#39;anticorps. </li><li> Brièvement vortex le tube et incuber pendant 30 min à 4 ° C dans l&#39;obscurité. </li><li> Laver 2 fois avec LNPP. Ajouter 2 ml de solution de PFA à 1% pour les échantillons. Laissez les cellules restent dans la solution PFA à 476; C dans l&#39;obscurité jusqu&#39;à ce que le moment de l&#39;analyse FACS. </li><li> Immédiatement avant d&#39;exécuter les échantillons dans la machine FACS, laver les cellules 2 fois avec LNPP (300 g pendant 5 min à 4 ° C). Échantillons de remettre en suspension dans 1 ml de PBS et de garder à 4 ° C (ou sur glace), protégé de la lumière, avant la séparation sur le cytomètre de flux. </li><li> Faites le tri FACS suivant le protocole du cytomètre en flux fabricant. </li></ol> Détection PCR 5. des adénovirus ADN isolé amygdales B et les lymphocytes T Note 1: Les amorces de gènes d&#39;hexon d&#39;adenovirus sont AdRJC1 (5&#39;-GACATGACTTTCGAGGTCGATCCCATGGA-3 &#39;) et AdRJC2 (5&#39;-CCGGCTGAGAAGGGTGTGCGCAGGTA-3&#39;) 11. Ces amorces génèrent un amplicon de 139 pb. L&#39;hôte gène ARNr 18S peut être détectée avec des amorces tp206 (5&#39;-CCCCTCGATGCTCTTAGCTG-3 &#39;) et TP207 (5&#39;-TCGTCTTCGAACCTCCGACT-3&#39;). La taille de l&#39;amplimère attendu est de 300 pb. Note 2: Chaque PCRterme comprend un contrôle négatif (distillée H 2 O) et un contrôle positif de l&#39;ADN obtenu à partir de la lignée cellulaire B humaine (BJAB) infectés par l&#39;adénovirus de type 5 humain 12. <ol><li> Extraire l&#39;ADN (d&#39;au moins 1 x 10 6 cellules, étape 3.11) en utilisant une membrane de silice procédé de purification sur la base de la colonne. Extraire l&#39;ARN en utilisant du phénol et de l&#39;isothiocyanate de guanidine 13 solution. </li><li> Ajouter 100 ng d&#39;ADN de lymphocytes B et T à un mélange réactionnel contenant un tampon 1x HF, 0,2 mM de désoxynucléotide triphosphate mélange (dNTP), 0,25 uM de chaque amorce et 1 U de haute fidélité de l&#39;ADN polymerase dans un volume total de 20 ul. </li><li> Effectuer une amplification par PCR dans les conditions de cyclage suivantes: 30 s de dénaturation à 98 ° C, suivi par 30 cycles de 98 ° C pendant 10 sec, 67 ° C (hexon) ou 58 ° C (ARNr 18S) pendant 30 s et 72 ° C pendant 30 sec. La réaction PCR a été terminé avec une étape d&#39;extension finale de 7 min à 72 ° C. </li><li> Séparer l&#39;amplif PCR résultantication produits sur un gel d&#39;agarose à 1,5% dans du tampon TBE 1x et visualiser les bandes attendues par coloration avec du colorant d&#39;acide nucléique. </li></ol>

<ol><li>Nave, H., Gebert, A., Pabst, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphology+and+immunology+of+the+human+palatine+tonsil%5BTitle%5D)+AND+%22Anat+Embryol+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">Morphology and immunology of the human palatine tonsil.</a> Anat Embryol (Berl). 204, 367-373 (2001).</li>
<li>Perry, M., Whyte, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunology+of+the+tonsils%5BTitle%5D)+AND+%22Immunology+today%22%5BJournal%5D)">Immunology of the tonsils.</a> Immunology today. 19, 414-421 (1998).</li>
<li>Alkhalaf, M. A., Guiver, M., Cooper, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+and+quantitation+of+adenovirus+DNA+from+human+tonsil+and+adenoid+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22J+Med+Virol%22%5BJournal%5D)">Prevalence and quantitation of adenovirus DNA from human tonsil and adenoid tissues.</a> J Med Virol. 85, 1947-1954 (2013).</li>
<li>Brandtzaeg, P., Halstensen, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunology+and+immunopathology+of+tonsils%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Otorhinolaryngol%22%5BJournal%5D)">Immunology and immunopathology of tonsils.</a> Adv Otorhinolaryngol. 47, 64-75 (1992).</li>
<li>Imai, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epstein-Barr+virus+%28EBV%29-carrying+and+-expressing+T-cell+lines+established+from+severe+chronic+active+EBV+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Blood%22%5BJournal%5D)">Epstein-Barr virus (EBV)-carrying and -expressing T-cell lines established from severe chronic active EBV infection.</a> Blood. 87, 1446-1457 (1996).</li>
<li>Veen, J., Lambriex, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+of+adenovirus+to+lymphocytes+in+naturally+infected+human+tonsils+and+adenoids%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Relationship of adenovirus to lymphocytes in naturally infected human tonsils and adenoids.</a> Infect Immun. 7, 604-609 (1973).</li>
<li>Friedman, M., Wilson, M., Lin, H. C., Chang, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Updated+systematic+review+of+tonsillectomy+and+adenoidectomy+for+treatment+of+pediatric+obstructive+sleep+apnea%2Fhypopnea+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Otolaryngol+Head+Neck+Surg%22%5BJournal%5D)">Updated systematic review of tonsillectomy and adenoidectomy for treatment of pediatric obstructive sleep apnea/hypopnea syndrome.</a> Otolaryngol Head Neck Surg. 140, 800-808 (2009).</li>
<li>Garnett, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Latent+species+C+adenoviruses+in+human+tonsil+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Latent species C adenoviruses in human tonsil tissues.</a> J Virol. 83, 2417-2428 (2009).</li>
<li>Garnett, C. T., Erdman, D., Xu, W., Gooding, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevalence+and+quantitation+of+species+C+adenovirus+DNA+in+human+mucosal+lymphocytes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Prevalence and quantitation of species C adenovirus DNA in human mucosal lymphocytes.</a> J Virol. 76, 10608-10616 (2002).</li>
<li>Perez, M. E., Billordo, L. A., Baz, P., Fainboim, L., Arana, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+memory+B+cells+isolated+from+blood+and+tonsils+are+functionally+distinctive%5BTitle%5D)+AND+%22Immunol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Human memory B cells isolated from blood and tonsils are functionally distinctive.</a> Immunol Cell Biol. 92, 882-887 (2014).</li>
<li>Cooper, R. J., Yeo, A. C., Bailey, A. S., Tullo, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenovirus+polymerase+chain+reaction+assay+for+rapid+diagnosis+of+conjunctivitis%5BTitle%5D)+AND+%22Invest+Ophthalmol+Vis+Sci%22%5BJournal%5D)">Adenovirus polymerase chain reaction assay for rapid diagnosis of conjunctivitis.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 40, 90-95 (1999).</li>
<li>Zhang, Y., Huang, W., Ornelles, D. A., Gooding, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+adenovirus+latency+in+human+lymphocyte+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Modeling adenovirus latency in human lymphocyte cell lines.</a> J Virol. 84, 8799-8810 (2010).</li>
<li>Chomczynski, P., Sacchi, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-step+method+of+RNA+isolation+by+acid+guanidinium+thiocyanate-phenol-chloroform+extraction%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+biochem%22%5BJournal%5D)">Single-step method of RNA isolation by acid guanidinium thiocyanate-phenol-chloroform extraction.</a> Anal. biochem. 162, 156-159 (1987).</li>
<li>Watanabe, T., Yoshizaki, K., Yagura, T., Yamamura, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+antibody+formation+by+human+tonsil+lymphocytes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Immunol%22%5BJournal%5D)">In vitro antibody formation by human tonsil lymphocytes.</a> J Immunol. 113, 608-616 (1974).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Un des facteurs les plus importants qui affectent le résultat de ce protocole est l&#39;utilisation de matériel amygdales frais comme le matériau de départ. Par conséquent, les échantillons d&#39;amygdales doivent être traitées dans un délai de 3 heures après la chirurgie. Amygdales peuvent être obtenus à partir de deux adultes et les enfants. Le matériau des amygdales des enfants est généralement plus petit en raison de l&#39;ablation chirurgicale partielle des amygdales (amygdalotomie). Par conséquent, le nombre de MN...

Les amygdales sont des collections de tissus lymphoïdes incomplètement encapsulés qui se trouvent sous l’épithélium du tractus aéro-digestif supérieur et en contact avec celui-ci. Habituellement, le terme « amygdales » fait référence aux amygdales palatines situées sur les parois latérales de la partie buccale du pharynx. Les amygdales palatines appariées ainsi que l’amygdale nasopharyngée (adénoïde), les amygdales tubaires appariées et les amygdales linguales constituent ce que l’on appelle « l’anneau de Waldeyer ». Ce dernier est responsable du contact initial entre les agents pathogènes inhalés ou ingérés et les tissus lymphoïdes des voies aérodigestives1,2. En effet, de nombreux rapports ont montré que des antigènes bactériens et viraux peuvent être détectés dans des échantillonsde tissus amygdaliens palatins 2 à 6.
Les amygdales palatines sont composées d’un tissu lymphoïde dense recouvert d’un épithélium épithélium non kératinisant squameux stratifié. Les amygdales ont de nombreuses cryptes, des invaginations épithéliales, qui pénètrent dans le parenchyme en augmentant la surface. Histologiquement, les amygdales palatines contiennent de nombreux follicules lymphoïdes avec des centres germinaux, qui sont les sites de maturation et de différenciation des lymphocytes B (zones de lymphocytes B). De même, les amygdales palatines englobent les lymphocytes T, qui sont principalement situés dans les régions extrafolliculaires (zones des lymphocytes T). En plus des cellules B et T, diverses cellules dendritiques folliculaires peuvent également être détectées dans les amygdales palatines1,2. 
En raison de leur emplacement anatomique, les amygdales palatines sont facilement accessibles par des interventions chirurgicales. Par exemple, l’ablation chirurgicale des amygdales, connue sous le nom d’amygdalectomie, est couramment pratiquée dans le monde entier7. Chez les enfants atteints d’hyperplasie amygdalienne, une ablation chirurgicale partielle des amygdales (amygdalotomie) est parfois utilisée, ce qui réduit la douleur postopératoire chez les patients. Compte tenu de l’accumulation de divers agents pathogènes dans les amygdales, l’ablation chirurgicale des amygdales offre une occasion unique d’étudier l’influence des agents viraux et bactériens sur les fonctions des lymphocytes amygdaliens2,8. De plus, il est possible d’étudier si certains agents pathogènes préfèrent résider dans des sous-populations cellulaires spécifiques9. De plus, comme les amygdales sont une source riche en lymphocytes B, les lymphocytes B amygdaliens isolés peuvent être utilisés efficacement pour étudier l’activité de différentes sous-populations de lymphocytes B10. Cependant, comme les amygdales palatines contiennent un mélange de types de cellules, une méthode efficace pour séparer les différentes sous-populations cellulaires est nécessaire. 
Ici, nous décrivons une méthode simple pour isoler efficacement et rapidement les populations de cellules B et T amygdales amygdales des amygdales palatines humaines en utilisant une technique de séparation cellulaire activée magnétiquement (Figure 1). La méthode décrite ici est utile pour les scientifiques qui souhaitent évaluer le rôle de différents agents infectieux dans les organes lymphoïdes humains tels que les amygdales palatines.

<table><tbody><tr><td>Solution saline équilibrée de Hanks (HBSS)&nbsp ;</td><td>Gibco</td><td>14175-053</td><td>Contient 5 % de sérum de bovin fœtal (FBS), 10 mM de glutamine, &nbsp ; &nbsp ; 0,05 mg/ml de gentamicine et 1 % de mélange d’antibiotiques-antimycosiques</td></tr><tr><td>Milieu</td><td></td><td></td> de congélation <td>90 % FBS et 10 % DMSO</td></tr><tr><td>Tampon</td><td></td><td></td> MACS <td>PBS (pH 7,2), 0,5 % BSA et 2 mM EDTA</td></tr><tr><td>PBSA&nbsp ;</td><td></td><td></td><td>PBS contenant 0,2 % de BSA</td></tr><tr><td>PFA</td><td></td><td></td><td>PBS contenant 1 % de paraformaldéhyde (PFA). Faites du frais. Le PFA est soupçonné d’être cancérigène. Portez des gants et des lunettes de protection.</td></tr><tr><td>Mélange antibiotique-antimycosique</td><td>Gibco</td><td>15240-062</td><td></td></tr><tr><td>60 mm Pétride</td><td>Nunc</td><td>150326</td><td></td></tr><tr><td>Dissection des préceps</td><td>Fisher Scientific</td><td>1381241</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à iris droits&nbsp ;</td><td>Fisher Scientific</td><td>12912055</td><td></td></tr><tr><td>scalpels jetables</td><td>Swann-Morton</td><td>REF 0501</td><td></td></tr><tr><td>100 &mu ; crépine à cellules en plastique Corning</td><td>Life Sciences</td><td>352360</td><td></td></tr><tr><td>40 &mu ; Croires à cellules en plastique M&nbsp ;</td><td>Corning Life Sciences</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>Seringue en plastique de 2 ml</td><td>BD Biosciences&nbsp ;</td><td></td><td></td>300185</tr><tr><td>tubes à centrifuger coniques de 15 ml</td><td>SARSTEDT</td><td>62554502</td><td></td></tr><tr><td>tubes à centrifuger coniques de 50 ml</td><td>SARSTEDT</td><td>62547254</td><td></td></tr><tr><td>Centrifugeuse à basse vitesse avec rotor à angle fixe ou à godet oscillant</td><td>Thermo Scientific Heraeus Megafuge 16R</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ficoll&ndash ; Hypaque</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F5415-50ML</td><td>Solution Ficoll</td></tr><tr><td>Sérum de veau fœtal</td><td>Industries biologiques</td><td>040071A</td><td></td></tr><tr><td>Dimethyl sulfoxide (DMSO)</td><td>SIGMA</td><td>D2650-5X5ML</td><td></td></tr><tr><td>MACS MS colonnes&nbsp ;</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-201</td><td></td></tr><tr><td>Microbilles CD3 humaines MACS</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-092-881</td><td></td></tr><tr><td>Séparateur MACS (Octo MACS)</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-042-109</td><td></td></tr><tr><td>Albumine sérique bovine (BSA)</td><td>Merck Millipore</td><td>1120180100</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>AnalaR NORMAPUR</td><td>20302.293</td><td></td></tr><tr><td>CD2 conjugué à l’allophycocyanine ( CD2-APC)&nbsp ;</td><td>BD Biosciences&nbsp ;</td><td></td><td></td>560642</tr><tr><td>CD20 conjugué à l’isothiocyanate de fluorescéine (CD20-FITC)</td><td>BD Biosciences&nbsp ;</td><td></td><td></td>556632</tr><tr><td>Sérum humain&nbsp ;</td><td>Rockland Immunochemicals</td><td>D119-0100</td><td></td></tr><tr><td>Phusion ADN polymérase haute fidélité</td><td>Thermo Scientific</td><td>F-530L</td><td></td></tr><tr><td>Tubes FACS</td><td>BD Falcon</td><td>352003</td><td></td></tr><tr><td>Cryotube</td><td>SARSTEDT</td><td>72379</td><td></td></tr><tr><td>BD LSRII Cytomètre</td><td>BD Biosciences&nbsp ;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BD FACSDiva 4.1 logiciel</td><td>BD Biosciences&nbsp ;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sang nucléospique&nbsp ;</td><td>Macherey-Nagel</td><td>740951.50</td><td>Kit d’isolement d’ADN</td></tr><tr><td>TRIzol&nbsp ; réactif</td><td>Life technologies</td><td>15596</td><td>Réactif d’isolement d’ARN</td></tr><tr><td>Hémocytomètre</td><td>The Paul Marienfeld GmbH & Co. KG</td><td>0610030</td><td>dispositif de comptage de cellules</td></tr><tr><td>GelRed</td><td>Biotium</td><td>41003</td><td>Coloration de gel d’acide nucléique&nbsp ;</td></tr></tbody></table>

protocole d&#39;isolation efficace pour b et les lymphocytes t à partir des amygdales palatines humaines

Efficient Isolation Protocol for B and T Lymphocytes from Human Palatine Tonsils

Les amygdales forment une partie du système immunitaire et constituent la première ligne de défense contre les agents pathogènes inhalés. Habituellement, le terme « amygdales » fait référence aux amygdales palatines situées sur les parois latérales de la partie buccale du pharynx. L’ablation chirurgicale des amygdales palatines fournit une source pratique et accessible de lymphocytes B et T pour étudier l’interaction entre les agents pathogènes étrangers et le système immunitaire de l’hôte. Ce protocole vidéo décrit la dissection et le traitement des amygdales palatines humaines retirées chirurgicalement, suivies de l’isolement des populations individuelles de lymphocytes B et T à partir du même échantillon de tissu. Nous présentons une méthode qui sépare efficacement les lymphocytes B et T amygdaliens à l’aide d’un protocole d’affinité dépendant des anticorps. De plus, nous utilisons la méthode pour démontrer que l’adénovirus humain infecte spécifiquement la fraction des lymphocytes T amygdaliens. Le protocole établi est généralement applicable pour isoler efficacement et rapidement les populations de lymphocytes B et T amygdaliens afin d’étudier le rôle de différents types d’agents pathogènes dans les réponses immunitaires amygdaliennes.

Une séparation efficace des multinationales amygdales résultats dans les sous-populations hautement purifiées de lymphocytes B et T. Cela a été confirmé par analyse FACS en utilisant des anticorps anti-CD2 et CD20 anti-B et pour détecter des populations de lymphocytes T, respectivement (figure 3A). En revanche, une séparation inefficace des MNC résultats dans les fractions cellulaires qui sont un mélange de cellules provenant des deux sous-populations de lymphocytes B et T (figu...

Les amygdales palatines sont une source riche en lymphocytes B et T. Nous proposons ici un protocole simple, efficace et rapide pour isoler les lymphocytes B et T des amygdales palatines humaines. La méthode décrite a été spécifiquement adaptée pour les études de l’étiologie virale de l’inflammation des amygdales connue sous le nom d’amygdalite.

Protocole d&#39;isolation efficace pour B et les lymphocytes T à partir des amygdales palatines humaines

Tonsils form a part of the immune system providing the first line of defense against inhaled pathogens. Usually the term &#8220;tonsils&#8221; refers to ...

L'objectif général de cette procédure est d'obtenir des fractions de lymphocytes BNT à partir d'échantillons humains d'amygdales. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la virologie, telles que quelles sont les fonctions des fractions de lymphocytes BT dans la pathogenèse des maladies virales. Dans les trois heures suivant leur ablation chirurgicale, transporter le tissu amygdalien au laboratoire dans un tube à centrifuger de 50 millilitres rempli d'une solution HBSS stérile, froide sur glace, contenant des suppléments.Ensuite, en utilisant les procédures de biosécurité appropriées recommandées pour la manipulation de tissus humains. Humidifiez le tissu avec du HBSS frais contenant des suppléments et transférez les amygdales dans une plaque de culture cellulaire plastique de 60 millimètres placée sur de la glace. À l’aide de pinces, retirez tous les caillots sanguins visibles ainsi que les tissus adipeux et conjonctifs, puis transférez les amygdales dans une nouvelle plaque de 60 millimètres contenant cinq millilitres de HBSS avec suppléments.Ensuite, découpez le morceau de tissu amygdalien en fragments de trois à dix millimètres, puis transférez les fragments dans un tamis plastique de 100 micromètres placé dans une nouvelle plaque de culture cellulaire de 60 millimètres contenant 10 millilitres de HBSS frais avec suppléments, en utilisant l'extrémité du piston d'une seringue en plastique de manière lisse. Poussez les fragments de tissu à travers le tamis cellulaire, en veillant à ce que les fragments amygdaliens restent entièrement immergés dans le HBSS ; une fois que tout le tissu a été macéré, jetez le tamis et transférez la suspension cellulaire obtenue dans un tube plastique de centrifugation de 50 millilitres placé sur de la glace.Amener la solution cellulaire à un volume final de 35 millilitres avec du HBSS frais contenant des suppléments, puis ajouter 10 millilitres de solution de gradient de densité à température ambiante dans quelques tubes coniques de 50 millilitres. Recouvrir délicatement les suspensions cellulaires par-dessus les gradients de densité, en prenant soin de ne pas mélanger les solutions, puis séparer les cellules par centrifugation. Les cellules mononucléées se sépareront en une couche blanche floconneuse à l'interface, les globules rouges, les fibroblastes et les débris cellulaires se trouvant dans le sédiment au fond du tube.À l’aide d’une pipette de 10 millilitres, prélevez soigneusement la couche de cellules mononucléées et transférez les cellules mononucléées dans un nouveau tube de 50 millilitres. Lavez ensuite les cellules trois fois avec 25 millilitres de PBS glacé à chaque lavage et resuspendez le culot final dans 15 millilitres de PBS. Après avoir déterminé le nombre de cellules viables, placez les cellules sur de la glace pour isoler les lymphocytes T par séparation magnétique à l’aide de billes magnétiques.Centrifuger la suspension de cellules mononucléées et reprendre le culot dans 80 µL de tampon de séparation glacé par 1 × 10⁷ cellules. Transférer ensuite la suspension cellulaire dans un tube stérile de deux millilitres et incuber avec 20 µL d'anticorps magnétique CD3 pendant une heure à 4 °C, sous agitation douce et continue afin de maintenir les cellules en suspension. À la fin de l'incubation, transférer les cellules dans un tube de 15 mL contenant 5 mL de tampon de séparation glacé et les laver. Pendant le lavage, fixer le séparateur magnétique sur le support et placer une colonne sur l'aimant.Lavez la colonne avec 500 microlitres de tampon de séparation glacé, puis placez un filtre de 40 micromètres au-dessus de la colonne. Resuspendez maintenant le culot cellulaire dans 500 microlitres de tampon de séparation frais et chargez les cellules à travers le filtre sur la colonne en récupérant l’EIT contenant les lymphocytes B dans un tube conique de 15 millilitres. Placez sur de la glace lorsque toutes les cellules ont pénétré dans le tube de collecte.Lavez la colonne quatre fois avec 500 microlitres de tampon de séparation pour une fois 10 à la puissance 7 cellules, en attendant que le réservoir de la colonne soit vide avant d'appliquer le lavage suivant. Après le dernier lavage, transférez la colonne dans un nouveau tube de collecte de 15 millilitres. Ensuite, utilisez le piston de la colonne pour faire passer deux millilitres de tampon de séparation à travers la colonne dans le tube, afin de recueillir la fraction de cellules T CD3 positives.Pour analyser les fractions cellulaires de lymphocytes B et T isolées, centrifuger les fractions cellulaires positives pour CD3 et négatives pour CD3, puis laver les deux lots de cellules dans un millilitre de PBS complété avec 0,2 % de BSA ou PBSA après la deuxième centrifugation. Répartir des aliquotes de 100 microlitres des cellules et du PBSA dans le nombre approprié de tubes destinés à l'étiquetage par cytométrie en flux, puis ajouter la quantité appropriée d'anticorps monoclonal ou d'anticorps contrôle conjugué à la fluorochrome 4 à chaque tube. Vortexer brièvement les tubes, puis les incuber pendant 30 minutes à quatre degrés Celsius à l'abri de la lumière. À la fin de l'incubation,Lavez les tubes deux fois avec du PBSA frais, puis fixez la coloration des cellules avec du paraformaldéhyde à 1 % pour détecter la présence d'ADN d'adénovirus dans les cellules par PCR. Réalisez l'amplification PCR dans des conditions de cyclage appropriées, en séparant les produits d'amplification PCR obtenus sur un gel d'agarose à 1,5 % en tampon EDTA. Enfin, visualisez les bandes obtenues à l'aide d'un colorant spécifique pour les acides nucléiques adapté.Selon les protocoles standard, une séparation réussie des cellules mononucléées tonsillaires donne lieu à des sous-populations hautement purifiées de lymphocytes BNT, comme le confirme l'analyse cytométrique en flux à l'aide d'anticorps anti-CD20 et anti-CD2 permettant de détecter respectivement les populations de lymphocytes B et T. En revanche, une séparation inefficace des cellules mononucléées conduit à des fractions cellulaires constituées d'un mélange de cellules B et T. Des sous-populations, ainsi que de l'ADN et de l'ARN, peuvent être extraits des lymphocytes B et T séparés par billes magnétiques pour des analyses ultérieures, comme vient de l'illustrer la démonstration.Par exemple, ici, la détection spécifique de l'ADN d'adénovirus dans les lymphocytes T TONSOR, telle que révélée par PCR, montre une qualité cytoplasmique. L'ARN peut également être extrait des lymphocytes B NT TONSOR isolés. Une fois que deux échantillons de végétations adénoïdes peuvent être traités en moins de six heures si la technique est correctement réalisée.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de traiter les échantillons de végétations adénoïdes le plus rapidement possible. Le nombre d'étapes de lavage et le volume du tampon de lavage sont également des paramètres critiques pour obtenir de bons résultats. Après cette procédure, d'autres méthodes telles que la QPCR et la RT-Q-PCR peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires concernant la présence quantitative d'ADN viral et d'ARNm après leur développement.Cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la virologie pour explorer la pathogenèse et la latence de différentes espèces virales dans les tissus lymphoïdes humains. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'isoler les fractions de lymphocytes BT à partir d'échantillons humains d'amygdales. N'oubliez pas que manipuler des matériaux d'origine humaine non dépistés, tels que le sang et les tissus, peut présenter des risques extrêmement élevés.Par conséquent, des pratiques appropriées en matière de sécurité doivent être suivies.

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JoVE Journal

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Isolement des cellules monnucléaires tonsillar pour étudier les réponses immunitaires innées Ex Vivo dans un tissu lymphoïde muqueuse humain

Découvrez un protocole rapide pour isoler les lymphocytes B et T des amygdales palatines humaines. Cette méthode efficace permet d'étudier les rôles de ces cellules dans la pathogenèse virale et l'immunologie.

Protocole d'isolation efficace pour B et les lymphocytes T à partir des amygdales palatines humaines

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