Name: Un air sec Chromosome Dropping rapide Méthode de préparation adéquate pour les poissons dans les usines (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 8 s
Description: Découvrez une méthode rapide de préparation de chromosomes végétaux par étalement à l'air sec pour la cytogénétique et la recherche génomique. Cette technique améliore la qualité et la quantité des chromosomes mitotiques pour l'hybridation in situ en fluorescence.

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Nous remercions vivement la DFG pour son soutien financier (HO 1779/21-1) ainsi que Katrin Kumke et le Dr Veit Schubert (IPK, Gatersleben) pour leurs conseils techniques.

1. Préparation Chromosome <ol><li> La germination des graines et la fixation des extrémités des racines <ol><li> Germer les graines d&#39;orge 10-20 sur deux couches de papier filtre humide dans une boîte de Petri dans des conditions sombres pendant 2 jours à 22-24 ° C. Couper les racines vigoureuses avec la longueur de 1-2 cm de la graine en utilisant une lame de rasoir. </li><li> Préparez de l&#39;eau glacée en plaçant une bouteille en verre de 500 ml contenant de l&#39;eau froide du robinet dans l&#39;eau glacée écrasé. Aérer l&#39;eau glacée et plongez pointes des racines pendant 20 heures pour augmenter la fréquence des cellules en métaphase. </li><li> Transfert des racines de l&#39;eau à 50 ml d&#39;éthanol: acide acétique (3: 1) pour les fixer fixateur à température ambiante pendant 2 jours. Racines de magasins dans un éthanol fraîchement préparé: acide acétique (3: 1) fixateur à 4 ° C jusqu&#39;à utiliser jusqu&#39;à un an. </li></ol></li><li> Traitement de lavage et l&#39;enzyme <ol><li> Laver les 10-20 racines avec 30 ml d&#39;eau du robinet glacée pendant 5 min à deux reprises en utilisant un bêcher de 50 ml en verre. Utilisez microscope binoculaire. Transfert racines un par un dans30 ml 0,01 M de tampon citrate (0,01 M d&#39;acide citrique 0,01 M + citrate de sodium, pH 4,8) en utilisant des pinces et laver en secouant le récipient en verre pendant 5 minutes deux fois. Placez les racines sur du papier filtre pour éliminer le liquide complètement et de coupure tissu non méristématique indésirable en utilisant une lame de rasoir. </li><li> Incuber jusqu&#39;à 20 pointes des racines dans le mélange de l&#39;enzyme de 1 ml à 37 ° C pendant environ 50 min pour adoucir le tissu végétal (tableau 1) dans un verre de montre. Enzyme mélange contient 0,7% de cellulase R10, 0,7% de cellulase, une pectolyase% et 1% cytohelicase dilué dans du tampon 0,01 M de citrate. Conserver le mélange d&#39;enzymes à -20 ° C et réutilisé jusqu&#39;à cinq fois. </li><li> Retirer l&#39;enzyme par pipetage et laver les pointes des racines sur la glace avec 5 ml 0,01 M de tampon citrate à deux reprises pour remplacer l&#39;enzyme résiduelle. </li></ol></li><li> Racine macération <ol><li> Laver les pointes des racines avec 1 ml éthanol à 96% deux fois soigneusement dans le même verre de montre. Remplacer éthanol avec fraîchement préparé fixateur (75% d&#39;acide acétique: 25% d&#39;éthanol). Utilisez 10-15fixateur pi par extrémité de la racine. </li><li> Transfert des conseils profondes conjointement avec le fixateur dans un tube de 2 ml et se désintègrent méristèmes de racine avec une aiguille ou une pince de dissection. Appuyez sur le tube 20 fois pour remettre en suspension les cellules pour obtenir une suspension cellulaire. Conservez la suspension de cellules à -20 ° C jusqu&#39;à deux mois. </li></ol></li><li> Goutte de la suspension cellulaire <ol><li> Placez 2-3 couches de mouchoir en papier imbibé d&#39;eau sur une plaque chauffante à 50 ° C. Immerger les lames microscopiques dans l&#39;eau du robinet glacé dans le réfrigérateur pendant 30 min. Et le lieu glisse sur le dessus du tissu de papier humide. </li><li> Pipette 7-10 ul de suspension cellulaire et déposez-le à partir d&#39;une distance de 20 cm sur la lame refroidi placé sur la plaque chaude. Pipette 10 ul de mélange acide acétique-éthanol sur la même place que la suspension de cellules sur la lame et maintenir la lame sur la plaque chaude pour supplémentaire de 2 min. Placer la lame sur la plaque chauffante, sans le tissu humide et laisser sécher pendant 1 min. </li></ol></li><li> Contrôle de la qualité et de boîte de glissières <ol><li> Vérifiez diapositives à l&#39;aide d&#39;un microscope à contraste de phase pour contrôler la qualité de la propagation de chromosome. Utilisez des lames soit le même jour ou dans un magasin par immersion dans 96% d&#39;éthanol dans une jarre de Coplin à -20 ° C. </li></ol></li><li> Le prétraitement des diapositives avant FISH; toutes les étapes sont réalisées à température ambiante <ol><li> Placer les lames dans une jarre de Coplin contenant 50 ml de 2x SSC (20x SSC contient 3 M de NaCl et 300 mM de citrate trisodique) pendant 5 min. En utilisant des pinces, des diapositives de transfert d&#39;une jarre de Coplin contenant 50 ml d&#39;acide acétique à 45% pour les 3-10 min. </li><li> Transfert glisse à une jarre de Coplin contenant 50 ml de 2x SSC pendant 10 min. Diapositives de transfert à une jarre de Coplin contenant 50 ml de formaldéhyde à 4% (en 2x SSC) et plonger diapositives pour 10 min de fixer chromosomes. </li><li> Retirer le formaldéhyde en rinçant les diapositives 3 fois pendant 4 min chacune, dans une jarre de Coplin contenant 50 ml 2x SSC. Déshydrater les lames dans une jarre de Coplin pendant 2 minutes dans la série de 70%, 90% et 100% d&#39;éthanol, et coulisse respectivement à la verticale secsposition. </li></ol></li></ol> 2. hybridation fluorescente in situ (FISH) <ol><li> Pour chaque lame, préparer une solution d&#39;hybridation de 20 ul au total en utilisant 10 ul de formamide désionisé, 5 pi de tampon 4 x d&#39;hybridation (tampon de 200 ul contenant 80 ul de 20 x SSC, 8 pi de 1 M de Tris-HCl pH 8,0, 1,6 pi de 0,5 M EDTA, 11,2 pi 10 ug / ul sperme de saumon et de l&#39;eau libre de DNase 99,2 pi), 3 pi de la sonde et 2 ld&#39;eau exempte de DNase. </li><li> Ajouter 20 ul de solution d&#39;hybridation par lame et le couvercle avec une lamelle de 24 x 32 mm et d&#39;arrêter la lamelle avec du ciment de caoutchouc. Dénaturer diapositives avec des sondes simultanément à 80 ° C pendant 2 min sur une plaque chauffante. </li><li> Transfert lames dans une chambre humide et incuber diapositives à 37 ° CO / N évitant la lumière. Retirer lamelles en rinçant les lames dans une jarre de Coplin avec 2x SSC. Placer les lames dans une jarre de Coplin contenant 55-60 ° C SSC 2x et incuber pendant 20 min. </li><li> Placer les lames à 2x SSC dans une jarre de Coplin pendant 2 min à température ambiante. Déshydrater les lames dans une jarre de Coplin pendant 2 minutes dans la série de 70%, 90% et 100% d&#39;éthanol, respectivement. </li><li> Air-sécher les diapositives et de contraste avec 1 pg / ml 4 &#39;, 6-diamidino-2-phenylindoline (DAPI) dans antifade milieu de montage, éviter la lumière intense. </li></ol> 3. Analyse microscopique et stockage <ol><li> Analyser les lames en utilisant un microscope à épifluorescence. La sélection de filtre dépend du fluorochrome utilisé pour le marquage de la sonde. Si nécessaire, conserver les lames à 4 ° C dans des conditions sombres jusqu&#39;à un an. </li></ol>

<ol><li>Geber, G., Schweizer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytochemical+heterochromatin+differentiation+in+Sinapis+alba+%28Cruciferae%29+using+a+simple+air-drying+technique+for+producing+chromosome+spreads%5BTitle%5D)+AND+%22Pl+Syst+Evol%22%5BJournal%5D)">Cytochemical heterochromatin differentiation in Sinapis alba (Cruciferae) using a simple air-drying technique for producing chromosome spreads.</a> Pl Syst Evol. 158 (2-4), 97-106 (1988).</li>
<li>Andras, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+drop-spreading+technique+to+produce+cytoplasm-free+mitotic+preparations+from+plants+with+small+chromosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosome+Res%22%5BJournal%5D)">A drop-spreading technique to produce cytoplasm-free mitotic preparations from plants with small chromosomes.</a> Chromosome Res. 7 (8), 641-647 (1999).</li>
<li>Rothfels, K. H., Siminovitch, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+air-drying+technique+for+flattening+chromosomes+in+mammalian+cells+grown+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Stain+Technology%22%5BJournal%5D)">An air-drying technique for flattening chromosomes in mammalian cells grown in vitro.</a> Stain Technology. 33 (2), 73-77 (1958).</li>
<li>Martin, R., Busch, W., Herrmann, R. G., Wanner, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+preparation+of+plant+chromosomes+for+high-resolution+scanning+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosome+Res%22%5BJournal%5D)">Efficient preparation of plant chromosomes for high-resolution scanning electron microscopy.</a> Chromosome Res. 2 (5), 411-415 (1994).</li>
<li>Kato, A., Albert, P. S., Vega, J. M., Birchler, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitive+fluorescence+in+situ+hybridization+signal+detection+in+maize+using+directly+labeled+probes+produced+by+high+concentration+DNA+polymerase+nick+translation%5BTitle%5D)+AND+%22Biotech.+Histochem%22%5BJournal%5D)">Sensitive fluorescence in situ hybridization signal detection in maize using directly labeled probes produced by high concentration DNA polymerase nick translation.</a> Biotech. Histochem. 81 (2-3), 71-78 (2006).</li>
<li>Kirov, I., Divashuk, M., Van Laere, K., Soloviev, A., Khrustaleva, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+easy+%27SteamDrop%27+method+for+high+quality+plant+chromosome+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Cytogenet%22%5BJournal%5D)">An easy 'SteamDrop' method for high quality plant chromosome preparation.</a> Mol. Cytogenet. 7, 21(2014).</li>
<li>Spurbeck, J. L., Zinsmeister, A. R., Meyer, K. J., Jalal, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+chromosome+spreading%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Med+Genet%22%5BJournal%5D)">Dynamics of chromosome spreading.</a> Am J Med Genet. 61 (4), 387-393 (1996).</li>
<li>Ma, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synteny+between+Brachypodium+distachyon+and+Hordeum+vulgare+as+revealed+by+FISH%5BTitle%5D)+AND+%22Chromosome+Res%22%5BJournal%5D)">Synteny between Brachypodium distachyon and Hordeum vulgare as revealed by FISH.</a> Chromosome Res. 18 (7), 841-850 (2010).</li>
<li>Kato, A., Lamb, J. C., Birchler, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chromosome+painting+using+repetitive+DNA+sequences+as+probes+for+somatic+chromosome+identification+in+maize%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Chromosome painting using repetitive DNA sequences as probes for somatic chromosome identification in maize.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 101 (37), 13554-13559 (2004).</li>
<li>Pan, W. H., Houben, A., Schlegel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+effective+cell+synchronization+in+plant-roots+by+hydroxyurea+and+amiprophos-methyl+or+colchicine%5BTitle%5D)+AND+%22Genome%22%5BJournal%5D)">Highly effective cell synchronization in plant-roots by hydroxyurea and amiprophos-methyl or colchicine.</a> Genome. 36 (2), 387-390 (1993).</li>
<li>Kim, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrated+karyotyping+of+sorghum+by+in+situ+hybridization+of+landed+BACs%5BTitle%5D)+AND+%22Genome%22%5BJournal%5D)">Integrated karyotyping of sorghum by in situ hybridization of landed BACs.</a> Genome. 45 (2), 402-412 (2002).</li>
<li>Lapitan, N. L. V., Brown, S. E., Kennard, W., Stephens, J. L., Knudson, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FISH+physical+mapping+with+barley+BAC+clones%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+J%22%5BJournal%5D)">FISH physical mapping with barley BAC clones.</a> Plant J. 11 (1), 149-156 (1997).</li>
<li>Aliyeva-Schnorr, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytogenetic+mapping+with+centromeric+BAC+contigs+shows+that+this+recombination-poor+region+comprises+more+than+half+of+barley+chromosome+3H%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+J%22%5BJournal%5D)">Cytogenetic mapping with centromeric BAC contigs shows that this recombination-poor region comprises more than half of barley chromosome 3H.</a> Plant J. 84, 385-394 (2015).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

L&#39;expérience de préparation du chromosome a été réalisée en utilisant jeunes racines de céréales appartenant à la famille des graminées (Poaceae). Toutes les espèces analysées ont 14 chromosomes métaphasiques relativement longue de la mitose (11-15 um) dans l&#39;ensemble du génome diploïde et appartiennent à des espèces grand génome (05.01 à 07.09 GBP). Longueur des racines germées était pas plus de 2 cm pour obtenir un maximum de tissu méristématique. La synchronisation des cellules en...

Hybridation fluorescente in situ (FISH) est un outil efficace pour la cartographie physique des séquences à copie unique et élevés au niveau chromosomique. La condition préalable est la préparation du chromosome spreads de haute qualité. Il n&#39;y a pas chromosome protocole général de préparation qui serait également approprié pour des cellules animales et végétales. Préparation des chromosomes de plantes est particulièrement difficile en raison de la paroi cellulaire rigide et divers de consistance à l&#39;intérieur du cytoplasme des espèces différentes. L&#39;un des procédés avantageux pour la préparation des chromosomes de la plante est une technique dite chute aussi connu comme technique d&#39;étalement de goutte-et séchage à l&#39;air technique 1,2. Cette méthode a été introduite en 1958 par Rothfels et Siminovitch pour in vitro des cellules de mammifères cultivées 3. Plus tard, Martin et al. 4 et Kato et al. 5 adapté cette méthode pour les plantes. Plus récemment, une méthode nommée &#39;SteamDrop &amp;N ° 39; a été développé qui utilise de la vapeur d&#39;eau pour la préparation de chromosomes 6 ne se chevauchent pas. Bien que, l&#39;influence positive de l&#39;humidité élevée a été observée plus tôt 7, &#39;SteamDrop&#39; délivre un flux contrôlé de chromosomes préparations de haute qualité 6. Le traitement à la vapeur provoque l&#39;étirement des chromosomes probablement liées à des modifications des protéines chromosomiques. La qualité des spreads résultant de métaphase est très élevé, bien que retenue du nombre suffisant de métaphase complète propage pour des expériences de FISH ultérieures exige une expertise technique. Nous présentons ici un protocole pour la préparation des chromosomes de céréales mitotiques appropriés pour la détection du poisson de sondes simples et copies élevé 5,8. Cette méthode est une variante perfectionnée du procédé de coulée sécher à l&#39;air décrite par Kato 9 réalisé sous une humidité relative de 50% à 55% (Figure 1). Ce protocole comprend un nombre réduitdes étapes de lavage rendant son application facile, efficace et reproductible. En utilisant ce protocole, nous avons obtenu des étalements de chromosomes de haute qualité et les résultats de poisson pour Hordeum vulgare, H. bulbosum, H. marinum, H. murinum, H. pubiflorum et Secale céréale.

<table><tbody><tr><td>Plaque chauffante</td><td>MEDAX GmbH</td><td>12603</td><td></td></tr><tr><td>Cellulase R10</td><td>Duchefa</td><td>C8001</td><td></td></tr><tr><td>Cellulase&nbsp ;</td><td>CalBioChem</td><td>219466</td><td></td></tr><tr><td>Pectolyase</td><td>Sigma</td><td>P3026</td><td></td></tr><tr><td>Cytohelicase</td><td>Sigma</td><td>C8274</td><td></td></tr><tr><td>Texas Red-12-dUTP</td><td>Invitrogen</td><td>C3176</td><td>fluorochrome direct&nbsp ;</td></tr><tr><td>Fluor488-5-dUTP</td><td>Invitrogen</td><td>C11397</td><td>fluorochrome direct&nbsp ;</td></tr><tr><td>Microscope à fluorescence</td><td>Olympus BX61</td><td>BX61</td><td></td></tr><tr><td>Caméra CCD</td><td>Orca ER, Hamamatsu</td><td>C10600</td><td></td></tr><tr><td>4',6-diamidino-2-phénylindole (DAPI)&nbsp ;</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1200</td><td>colorant fluoré</td></tr></tbody></table>

un air sec chromosome dropping rapide méthode de préparation adéquate pour les poissons dans les usines

A Fast Air-dry Dropping Chromosome Preparation Method Suitable for FISH in Plants

Préparation des étalements de chromosomes est une condition préalable à l&#39;exécution réussie de hybridation in situ en fluorescence (FISH). Préparation des chromosomes de la plante spreads de haute qualité est difficile en raison de la paroi cellulaire rigide. L&#39;un des procédés approuvés pour la préparation des chromosomes de la plante est une préparation dite chute, également connu en tant que goutte d&#39;étalement ou d&#39;une technique de séchage par air. Ici, nous présentons un protocole pour la préparation rapide du chromosome mitotique propage approprié pour la détection du poisson de sondes d&#39;ADN copie unique et haute. Cette méthode est une variante améliorée de la méthode de la goutte sécher à l&#39;air réalisée sous une humidité relative de 50% -55%. Ce protocole comprend un nombre réduit d&#39;étapes de lavage rendant son application facile, efficace et reproductible. Avantages évidents de cette approche sont bien étalées, chromosomes métaphasiques endommagées et de nombreux siégeant en tant que condition préalable idéale pour l&#39;analyse FISH succès. En utilisant ce protocole, nous avons obtenu chrome de haute qualitéOSOME spreads et les résultats de FISH reproductibles pour Hordeum vulgare, H. bulbosum, H. marinum, H. murinum, H. pubiflorum et Secale céréale.

Lames microscopiques avec les écarts de métaphase de mitose ont été préparés par la méthode rapide de l&#39;air sec chute chromosome préparation décrit ci-dessus (Suppl. Figure 1). Analyse FISH a été réalisée en utilisant les deux, des séquences répétitives et une seule copie. Les images ont été obtenues par un microscope à épifluorescence avec un ensemble de filtres permettant d&#39;excitation des fluorophores et correspondant captés par la caméra CCD monochrome une haute sensibilité. Pour l&#39;acquis...

Un protocole est décrit pour la préparation de disséminations de chromosomes végétaux mitotiques de haute qualité par une méthode de largage rapide à sec à l’air adaptée à la détection FISH de sondes d’ADN à copie unique et à copie élevée.

Un air sec Chromosome Dropping rapide Méthode de préparation adéquate pour les poissons dans les usines

Preparation of chromosome spreads is a prerequisite for the successful performance of fluorescence in situ hybridization (FISH). Preparation of high ...

L'objectif général de cette méthode est de préparer des chromosomes végétaux adaptés à la technique d'hybridation in situ en fluorescence à l'aide de sondes ADN uniques ou à haut nombre de copies. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés en cytogénétique et en recherche génomique, telles que la détection de réarrangements chromosomiques, l'ordonnancement des marqueurs génétiques sur les chromosomes et l'analyse comparative entre différentes espèces. Le principal avantage de ce protocole est que la préparation des chromosomes étalés devient rapide, facile et efficace.La suspension cellulaire peut être conservée à moins 20 degrés jusqu'à deux mois et utilisée pour la préparation des chromosomes selon les besoins. Nous avons eu cette idée de méthode pour la première fois lorsque nous avons observé que la qualité et le nombre de chromosomes appropriés augmentaient de façon spectaculaire lorsque des jours humains Germent 10 à 20 graines d'orge sur deux couches de papier filtre humide dans une boîte de Pétri dans des conditions obscures pendant deux jours à 22 à 24 degrés Celsius après deux jours. Coupez les racines vigoureuses ayant une longueur d'un à deux centimètres depuis la graine en utilisant une lame de rasoir.Ensuite, préparez de l'eau glacée en plaçant une bouteille en verre de 500 millilitres contenant de l'eau du robinet froide dans de la glace pilée. Aérez l'eau glacée et immergez les extrémités des racines pendant 20 heures afin d'augmenter la fréquence des cellules en métaphase. Transférez les racines de l'eau vers 50 millilitres de fixateur d'éthanol-acide acétique pour les fixer à température ambiante pendant deux jours après la fixation.Lavez 10 à 20 racines avec 30 millilitres d’eau du robinet glacée dans un bécher de 50 millilitres pendant cinq minutes, deux fois. Transférez les racines une par une dans 30 millilitres de tampon citrate à l’aide de pinces. Lavez les racines en agitant le bécher pendant cinq minutes, deux fois.Ensuite, placer les racines sur du papier filtre pour éliminer complètement le liquide sous un microscope. Retirer les tissus non méristématiques indésirables à l’aide d’un scalpel. L’étape la plus critique de cette procédure consiste à déterminer le temps de digestion approprié, qui peut varier selon les espèces.Ici, jusqu'à 20 extrémités de racines sont incubées dans un millilitre de mélange enzymatique à 37 degrés Celsius pendant environ 50 minutes. Pour ramollir le tissu végétal dans une boîte de Pétri sous microscope, éliminer l'enzyme par pipetage et laver les extrémités de racines sur de la glace avec cinq millilitres de tampon citrate 0,01 molaire afin de remplacer l'enzyme résiduelle. Continuer à laver soigneusement les extrémités de racines avec un millilitre d'éthanol à 96 % deux fois dans la même boîte de Pétri.Ensuite, remplacer l'éthanol par 10 à 15 microlitres de fixateur fraîchement préparé par apex racinaire. Transférer les apex racinaires avec le fixateur dans un tube de deux millilitres et désagréger les tissus de la zone méristématique racinaire à l’aide d’une aiguille de dissection ou de pinces. Tapoter le tube 20 fois pour remettre les cellules en suspension et obtenir une suspension cellulaire.Placez ensuite deux à trois couches de papier essuie-tout imbibé d'eau sur un bloc chauffant à 50 degrés Celsius. Plongez les lames de microscope dans de la glace, dans de l'eau froide du robinet au réfrigérateur pendant 30 minutes. Puis, placez les lames sur le papier essuie-tout humide, ajoutez à l'aide d'une pipette de sept à dix microlitres de suspension cellulaire, et laissez tomber cette goutte depuis une hauteur de 20 centimètres sur la lame refroidie placée sur le bloc chauffant.Suivez cette étape par 10 microlitres du mélange acide acétique-éthanol appliqués au même endroit que la suspension cellulaire sur la lame, puis maintenez la lame sur la plaque chauffante. Après deux minutes, placez la lame sur la plaque chauffante sans le tissu humide et laissez sécher une minute supplémentaire. Vérifiez les lames à l’aide d’un microscope à contraste de phase afin de contrôler la qualité de l’étalement chromosomique.Utilisez les lames soit le jour même, soit stockez-les en les immergeant dans de l’éthanol à 96 % dans un bocal Coplin à moins 20 degrés Celsius pour les prétraiter avant le FISH. Placez les lames dans un bocal Coplin contenant 50 millilitres de 2XSSC pendant cinq minutes à l’aide de pinces. Transférez les lames dans un bocal Coplin contenant 50 millilitres d’acide acétique à 45 % pendant trois à dix minutes.Ensuite, transférez les lames dans un bocal Coplan contenant 50 millilitres de deux XSSC pendant 10 minutes. Puis, transférez les lames dans un bocal Coplin contenant 50 millilitres de formaldéhyde à 4 %, et immergez les lames pendant 10 minutes afin de fixer les chromosomes. Éliminez le formaldéhyde en rinçant les lames trois fois pendant quatre minutes chacune dans un bocal Coplin contenant 50 millilitres de deux XSSC.Ensuite, déshydrater les lames pendant deux minutes dans une série d'éthanol à 70 %, 90 % et 100 %, puis sécher les lames en position verticale. Pour chaque lame, préparer une solution d'hybridation de 20 microlitres en utilisant 10 microlitres de formamide désionisé, 5 microlitres de tampon d'hybridation 4 X, 3 microlitres de sonde et 2 microlitres d'eau libre de D ns. Ajouter 20 microlitres de solution d'hybridation par lame et recouvrir d'une lame couvre-objet de 24 par 32 millimètres.Après avoir scellé la lame avec du ciment en caoutchouc, dénaturez simultanément les lames et les sondes à 80 degrés Celsius pendant deux minutes sur un bloc chauffant, puis transférez les lames dans une chambre humide et incubez-les à 37 degrés Celsius toute la nuit. En évitant la lumière, retirez les lames en rinçant les préparations dans un bocal d'association avec du XSSC 2X. Ensuite, placez les lames dans un bocal coplan contenant du XSSC 2X à 55 à 60 degrés Celsius et incubez pendant 20 minutes.Ensuite, placer les lames dans deux XSSC dans un bocal Coplan pendant deux minutes à température ambiante. Déshydrater les lames dans un bocal Coplan pendant deux minutes dans une série d'éthanol à 70 %, 90 % et 100 %. Laisser sécher à l'air les lames et contre-colorer avec DAPI dans un milieu de montage Antifa, en évitant la lumière intense.Analyser les lames à l’aide d’un microscope à fluorescence en épifluorescence. Le choix du filtre dépend du fluorochrome utilisé pour le marquage de la sonde, si nécessaire. Conserver les lames à quatre degrés Celsius à l’abri de la lumière pendant un an au maximum.Des préparations chromosomiques en métaphase mitotique réalisées selon la méthode rapide de dépôt et séchage à l'air sont présentées ici. Une analyse FISH a été réalisée à l'aide de séquences répétitives et de séquences uniques. Les images ont été obtenues à l'aide d'un microscope à fluorescence épiscopique équipé d'un jeu de filtres permettant l'excitation des fluorochromes correspondants, et capturées par une caméra monochrome CCD à haute sensibilité.L'expérience de FISH sur les chromosomes en métaphase mitotique de hoard et de vulgari à l'aide d'une sonde unique et de cinq ADN rS a révélé des signaux distincts et de haute qualité. L'hybridation du microsatellite CT CTT 10 sur les chromosomes de hordy et de BULBUS a produit un profil spécifique et net. L'expérience de FISH sur les chromosomes en métaphase mitotique de sala serial utilisant la sonde PSC 119 deux a donné des signaux spécifiques et de haute qualité.Les avantages évidents de cette approche sont une répartition uniforme, des chromosomes métaphasiques nombreux et non endommagés, constituant un prérequis idéal pour une analyse FISH réussie. Une fois maîtrisée, cette procédure peut être réalisée en moins de deux heures si elle est effectuée correctement. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment préparer un étalement de chromosomes métaphasiques mitotiques de haute qualité pour la FISH, l'IDE et l'analyse chromosomique. Une hauteur peut s'avérer extrêmement dangereuse ; utilisez toujours des gants et une hotte à film lors de l'exécution de ces procédures.

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La peinture chromosomique est une méthode utile pour étudier l’organisation du noyau cellulaire et l’évolution du caryotype. Ici, nous démontrons une approche pour isoler et amplifier des régions spécifiques d’intérêt des chromosomes simples de polytène qui sont ensuite utilisés pour l’hybridation in situ fluorescente bidimensionnelle et tridimensionnelle (FISH).

Peinture chromosomique 2D et 3D chez les moustiques du paludisme

Poisson zèbre servaient récemment un système de modèle in vivo pour étudier la synchronisation de réplication ADN au cours du développement. Voici détaillées les protocoles d’utilisation des embryons de poisson-zèbre à synchronisation de réplication de profil. Ce protocole peut être facilement adapté pour étudier la synchronisation de la réplication en mutants, types de cellules individuelles, les modèles de maladies et d’autres espèces.

Profilage ADN calendrier de réplication à l’aide de poisson-zèbre comme un système de modèle In Vivo

Nous avons développé une nouvelle méthode pour exprimer conjointement plusieurs protéines chimériques fluorescentes fusion chez les plantes à surmonter les difficultés des méthodes conventionnelles. Il prend avantage d’utiliser un plasmide d’expression unique qui contient plusieurs protéines fonctionnellement indépendant exprimant des cassettes pour atteindre la co-expression de protéine.

La co-expression de multiples protéines chimériques fluorescentes Fusion de façon efficace dans les plantes

Ici, un protocole est présenté pour produire et élever des poissons électriques KNOCKOUT génome CRISPR/Cas9. Les exigences requises en matière de biologie moléculaire, de reproduction et d'élevage pour un gymnotiforme et un mormyride, ainsi que les techniques d'injection pour produire des larves d'indel F0 induites par Cas9 sont décrites en détail.

Silencing the Spark: CRISPR/Cas9 Genome Editing in Weakly Electric Fish

Les écarts de surface nucléaires sont un outil indispensable pour étudier les événements chromosomiques pendant la méiose. Ici nous démontrons une méthode pour préparer et visualiser des chromosomes méiotiques pendant la prophase I des spermatocytes de poisson zèbre.

Préparation des propagations méiotiques de chromosome des spermatocytes de poisson-zèbre

Cet article décrit un protocole pour la surveillance spatio-temporelle rapide et efficace de la méthylation normale et aberrante de la cytosine dans des embryons intacts de poisson-zèbre.

Surveillance spatio-temporelle rapide et efficace de la méthylation normale et aberrante de la cytosine dans des embryons intacts de poisson-zèbre

Les technologies CRISPR-Cas ont révolutionné le domaine de l’édition du génome. Cependant, trouver et isoler la modification souhaitée de la lignée germinale reste un goulot d’étranglement majeur. Par conséquent, ce protocole décrit une méthode robuste pour dépister rapidement les spermatozoïdes de poisson-zèbre injectés par F0 CRISPR pour les modifications de la lignée germinale en utilisant des techniques standard de PCR, de digestion de restriction et d’électrophorèse sur gel.

Dépistage des spermatozoïdes pour l’isolement rapide des modifications de la lignée germinale chez le poisson zèbre

Ce protocole décrit une procédure modifiée pour isoler rapidement des ovocytes propres de stade I chez des poissons-zèbres dépourvus de cellules de granulosa, fournissant ainsi une méthode pratique pour la recherche spécifique aux ovocytes.

Isolement rapide d’ovocytes de stade I chez un poisson-zèbre dépourvu de cellules de granulosa

Découvrez une méthode rapide de préparation de chromosomes végétaux par étalement à l'air sec pour la cytogénétique et la recherche génomique. Cette technique améliore la qualité et la quantité des chromosomes mitotiques pour l'hybridation in situ en fluorescence.

Un air sec Chromosome Dropping rapide Méthode de préparation adéquate pour les poissons dans les usines

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