Name: Modèle apicale résection souris pour étude au début de régénération de coeur de mammifère (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 8 s
Description: Découvrez la résection apicale chez les souris néonatales pour étudier la régénération cardiaque précoce. Cette technique chirurgicale permet d'explorer les mécanismes moléculaires et cellulaires de la réparation du cœur de mammifère.

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Les auteurs remercient les Drs. James Hawkins, Zu-Yu Xi Qu Xuan et du National Heart, Lung, and Blood Institute (NHLBI) pour leur aide à la chirurgie de la souris et la préparation et la coloration des coupes en paraffine. Les auteurs sont reconnaissants à la NIH Fellows Comité de rédaction de l&#39;assistance éditoriale.

Toutes les expériences de souris ont été approuvés par la protection des animaux et l&#39;utilisation de programme au National Institutes of Health (NIH) avec le numéro de protocole H0083R3. Le NHLBI IACUC approuvé le protocole sans analgésiques. 1. hypothermie anesthésie chez des souris néonatale <ol><li> Stériliser les éponges et de matériel chirurgical dans un autoclave avant la chirurgie. Préparer tous les matériaux chirurgicaux et passer sur un stérilisateur à billes chaude 15-20 minutes à l&#39;avance pour atteindre 240 ° C à 270 ° C. </li><li> Transférez tous C57BL / 6 chiots (âge P1) de leur mère qui allaite à une cage de la souris propre avec literie fraîche et matériaux de nidification. Une fois que les chiots sont prises dans une salle de chirurgie, effectuer la chirurgie apicale rapidement afin de minimiser le temps passé séparé de la mère et de réduire le risque de cannibalisation maternelle. </li><li> Mettez des éponges sur un lit de glace et ensuite placer un chiot sur l&#39;éponge pour ~ 3 min pour atteindre l&#39;hypothermie anesthésie. Confirmez l&#39;anesthésie en observant APAEN et l&#39;akinésie et pincer un pied arrière. Vérifiez l&#39;état des nouveau-nés souvent parce que trop peu de temps ne fera pas la akinetic et apnéique chiot, et une durée excessive de l&#39;anesthésie peut abaisser le taux de survie 12. </li></ol> 2. thoracotomie <ol><li> Transférer le chiot à partir du lit de glace sur une zone de paillasse chirurgicale et utiliser du ruban adhésif pour immobiliser son bras, les jambes et la queue dans une position couchée. </li><li> Désinfectez la poitrine à l&#39;aide de la bétadine et nettoyer délicatement à l&#39;aide d&#39;un tampon à l&#39;alcool de 70%. </li><li> Faire une incision de la peau transversale le long de la zone de suite intercostal de la cavité de la poitrine à l&#39;aide d&#39;un Vannas printemps ciseaux, puis émousser disséquer les muscles intercostaux de suite pour faciliter l&#39;accès au cœur. NOTE: Les taux de survie augmentent lorsque la perte de sang est minimisée pendant le processus chirurgical. </li></ol> 3. Amputation chirurgicale de l&#39;apex ventriculaire Coeur <ol><li> À la main, appliquer doucement la pression sur l&#39;abdomen d&#39;extérioriser laapex du cœur. Absorber le sang autour de la zone chirurgicale avec des applicateurs de coton-tige stérile pour une visualisation claire. Pour les nouveau-nés de contrôle opérés de manière fictive, passez directement à l&#39;étape 4 (Suture et récupération de souris). </li><li> Sous une lampe loupe et en utilisant des ciseaux iridectomie, effectuez doucement résection fragmentaire du ventricule gauche (VG) jusqu&#39;à ce que la chambre LV est exposée. Prenez soin de réduire les portions de résection de la LV. Environ 15% résection est nécessaire pour obtenir une exposition optimale de la chambre LV. </li><li> Assurez-vous que le cœur retourne à la cavité thoracique, une fois la chambre LV est exposé. </li></ol> 4. Suture et récupération de souris <ol><li> Suturer les côtes et les muscles pour sceller la cavité thoracique en utilisant des sutures Proline 6-0 stériles, puis fermez soigneusement le site d&#39;incision de la peau à l&#39;aide de colle de peau. </li><li> Réchauffer le nouveau-né sous une lampe de chaleur pour ~ 3 min de récupération, puis nettoyer les traces de sang et de la colle à l&#39;aide d&#39;un tampon à l&#39;alcool de 70% before réintroduire à ses compagnons de portée. Essayez de compléter la procédure chirurgicale ensemble dans les 10 min parce minimisant le temps passé séparé de la mère améliore la survie des petits après résection apicale. </li><li> Après chaque opération, placer les outils chirurgicaux en contact avec les talons du stérilisateur à billes à chaud pendant environ 20 secondes pour une stérilisation complète. Laisser les outils chirurgicaux à refroidir à température ambiante avant chaque intervention chirurgicale. </li><li> Après avoir terminé les chirurgies pour tous les chiots dans une litière, mélanger les chiots avec la literie et les excréments de la mère avant de les retourner au nid de la mère. REMARQUE: Généralement, ICR / souris CD-1 sont des mères mieux nourriciers que C57BL / 6, mais même chez les mères allaitantes de même fond génétique, favorisant instincts varient. Si changer une mère qui allaite est nécessaire pour réduire la mortalité maternelle par la cannibalisation, enlever les chiots de P0 à une mère qui allaite, puis effectuer une résection apicale en P1. Seulement effectuer soit l&#39;opération fictive ou de la r apicaleESection en une portée de chiots, car le mélange imposture et chiots chirurgicales pourraient diminuer les taux du groupe chirurgical des chiots 6 de survie. </li></ol> 5. Analyse post-chirurgicales <ol><li> Un jour après la chirurgie, surveiller les chiots, assurer qu&#39;il n&#39;y a aucune différence entre imposture et des groupes de chirurgie, et de compter le nombre de chiots pour mesurer le taux de survie. Si les chirurgies sont effectuées correctement, les taux de survie devraient être similaires et supérieur à 60% dans les deux groupes imposture et chirurgicales. </li><li> L&#39;isolement du cœur et de la fixation. <ol><li> Euthanasier les chiots à des jours 1 et 2 post-opératoire par décapitation et 21 jours post-chirurgie en CO2 avec une assurance de la mort par dislocation cervicale, puis nettoyer la poitrine à l&#39;aide d&#39;un alcool de préparation de 70%. </li><li> Inciser la peau médiane et le muscle de la poitrine, puis ouvrez le coffre. </li><li> Exciser tout le cœur de la cavité thoracique et fixer l&#39;ensemble du cœur de chaque échantillon dans 5 ml de paraformaldéhyde 4% O / N à température ambiante. </li></ol></li><li> Le jour suivant, le transfert des échantillons à 70% d&#39;éthanol. Les échantillons peuvent être conservés jusqu&#39;à une semaine avant inclusion dans la paraffine. </li><li> Sections de paraffine 5 um d&#39;épaisseur couper à travers l&#39;ensemble du ventricule et effectuer hématoxyline standard et l&#39;éosine (H &amp; E) et trichrome coloration de Masson pour examiner la réponse régénérative 5, 7. Plus précisément, coloration H &amp; E est utilisée pour examiner le remplacement musculaire et Trichrome de Masson est utilisé d&#39;examiner les réponses fibrotiques 5. </li><li> Sélectionnez la zone d&#39;intérêt et mettre en place au moins trois foyers par échantillon manuellement à l&#39;aide d&#39;un scanner de diapositives. Image et analyser les diapositives de coloration à 40 grossissement selon les instructions du fabricant avec des paramètres par défaut. </li></ol>

<ol><li>Lin, Z., Pu, W. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+for+cardiac+regeneration+and+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Strategies for cardiac regeneration and repair.</a> Sci Transl Med. 6, 231-239 (2014).</li>
<li>Xin, M., Olson, E. N., Bassel-Duby, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mending+broken+hearts%3A+cardiac+development+as+a+basis+for+adult+heart+regeneration+and+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Mending broken hearts: cardiac development as a basis for adult heart regeneration and repair.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 14, 529-541 (2013).</li>
<li>Mahmoud, A. I., Porrello, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Turning+back+the+cardiac+regenerative+clock%3A+lessons+from+the+neonate%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Cardiovasc+Med%22%5BJournal%5D)">Turning back the cardiac regenerative clock: lessons from the neonate.</a> Trends Cardiovasc Med. 22, 128-133 (2012).</li>
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<li>Porrello, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+regenerative+potential+of+the+neonatal+mouse+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart.</a> Science. 331, 1078-1080 (2011).</li>
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<li>Sadek, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-investigator+letter+on+reproducibility+of+neonatal+heart+regeneration+following+apical+resection%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+cell+reports%22%5BJournal%5D)">Multi-investigator letter on reproducibility of neonatal heart regeneration following apical resection.</a> Stem cell reports. 3, 1(2014).</li>
<li>Andersen, D. C., Jensen, C. H., Sheikh, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+to+Sadek+et+al.+and+Kotlikoff+et+al%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+cell+reports%22%5BJournal%5D)">Response to Sadek et al. and Kotlikoff et al.</a> Stem cell reports. 3, 3-4 (2014).</li>
<li>Phifer, C. B., Terry, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+hypothermia+for+general+anesthesia+in+preweanling+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Use of hypothermia for general anesthesia in preweanling rodents.</a> Physiol Behav. 38, 887-890 (1986).</li>
<li>Laflamme, M. A., Murry, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerating+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Regenerating the heart.</a> Nat Biotechnol. 23, 845-856 (2005).</li>
<li>Laflamme, M. A., Murry, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Heart regeneration.</a> Nature. , 326-335 (2011).</li>
<li>Jesty, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((c-kit%2B+precursors+support+postinfarction+myogenesis+in+the+neonatal%2C+but+not+adult%2C+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">c-kit+ precursors support postinfarction myogenesis in the neonatal, but not adult, heart.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 109, 13380-13385 (2012).</li>
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</ol>

Frais de publication de cet article ont été parrainés par un don de beaux outils de la science pour le Dr Jian Hou.

La régénération cardiaque présente un potentiel pour le traitement et la prévention de l’insuffisance cardiaque1, 2. Les modèles animaux sont indispensables et jouent un rôle essentiel dans la compréhension de la façon dont la régénération cardiaque se produit3-6. De nombreux amphibiens et poissons régénèrent les tissus cardiaques en réponse à une blessure, ce qui donne un aperçu de notre compréhension des maladies cardiovasculaires humaines13, 14. En termes d’évolution, cependant, la phy...

La durée de vie humaine prolongée entraîne diverses maladies liées au vieillissement et au mode de vie, y compris l’insuffisance cardiaque, l’une des principales causes de mortalité. Cependant, sans le remplacement des cellules musculaires cardiaques perdues ou dysfonctionnelles, les traitements actuels ne peuvent améliorer que transitoirement la fonction cardiaque1, 2. Ainsi, il est nécessaire de découvrir et de développer des stratégies innovantes de régénération et de réparation cardiaques. Le cœur des mammifères adultes a un potentiel de régénération limité. Des études portant sur des vertébrés inférieurs, tels que les amphibiens urodèles et les poissons téléostéens, ont fourni des informations sans précédent sur les mécanismes moléculaires et cellulaires sous-jacents à la régénération cardiaque3, 4. Récemment, un modèle murin néonatal de régénération cardiaque a émergé qui pourrait permettre d’identifier et de caractériser davantage d’événements physiopathologiques conservés au cours de l’évolution nécessaires à la régénération du cœur humain5. 
La résection apicale fait référence à l’ablation chirurgicale de l’apex ventriculaire gauche. Cette procédure est limitée aux souris âgées de 1 à 7 jours (P1 à P7) en raison de sa létalité élevée chez les souris plus âgées6. Le processus de régénération cardiaque chez les souris néonatales après une résection apicale devrait être le suivant : (I) formation rapide et efficace d’un hématome pour sceller l’apex et prévenir l’exsanguination ; (II) régénération des cardiomyocytes et restauration de la fonction systolique5, 7. Des travaux récents ont suscité un débat sur l’importance et l’efficacité de ce modèle8-11. Ainsi, il est important de présenter la résection apicale de manière claire et détaillée. À cette fin, ce protocole décrit de manière vivante et spécifique une vidéo de la façon dont j’ai fait une résection apicale basée sur un protocole6 précédent. 
La compréhension des mécanismes moléculaires sous-jacents à la régénération cardiaque est importante pour le traitement des maladies cardiaques caractérisées par une perte et/ou des lésions de cardiomyocytes, telles que l’insuffisance cardiaque1, 2. Compte tenu des progrès actuels et prometteurs de la résection apicale dans la recherche sur la régénération cardiaque, cette étude pourrait promouvoir l’utilisation de cette technique et ses utilisations dans la recherche sur la régénération cardiaque.

<table><tbody><tr><td>Olsen-Hegar Porte-aiguilles avec ciseaux, 1,5 mm</td><td>Outils de sciences fines</td><td>12002-12</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort Vannas - 2 mm Cutting Edge</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td><td>Ciseaux d’iridectomie</td></tr><tr><td>Stérilisateur à billes chaudes</td><td>Outils de sciences fines</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Pince à iris, droite, dentelée</td><td>Outils de sciences fines</td><td>11064-07</td><td></td></tr><tr><td>Pince à iris, Courbé, dentelé</td><td>Fine Science Tools</td><td>11065-07</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de karité - Courbé/émoussé-émoussé/12cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>14105-12</td><td></td></tr><tr><td>Pince à sertir à poignée ronde, Straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>18025-12</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux à ressort Vannas à manche rond</td><td>Fine Science Tools</td><td>15400-12</td><td></td></tr><tr><td>Fine Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13007-12</td><td></td></tr><tr><td>Lampe Loupe</td><td>Luxolamp Corp</td><td>IM120&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Lampe chauffante</td><td>Brandt Equipment llc</td><td>51152/3</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Sutures Prolene</td><td>Ethicon</td><td>8889H</td><td></td></tr><tr><td>Colle pour la peau-Vetbond Tissue Adhesive&nbsp ;</td><td>3M&nbsp ;</td><td>1469</td><td></td></tr><tr><td>Applicateurs stériles à pointe de coton</td><td>Dynarex</td><td>4305</td><td></td></tr><tr><td>WEBCOL Tampon de préparation à l’alcool</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td>Moyen 2 plis, 200/BOÎTE, saturé de 70 % d’alcool isopropylique</td></tr><tr><td>Curity Éponges tout usage</td><td>Covidien</td><td>9024</td><td>Non tissé 4 PLIS, 4"x4 » (10.2cm&times ; 10,2 cm)</td></tr><tr><td>Feuille de protection de paillasse</td><td>KIMTECH SCIENCE</td><td>7546</td><td>18 « x 19,5 » (45,72 cm x 49,53 cm) x 50</td></tr><tr><td>0,9 % de chlorure de sodium, 250 ml</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-6138-22</td><td></td></tr><tr><td>Bâtonnets de solution de bétadine</td><td>Purdue Products L.P.</td><td>NDC 67618-153-03</td><td></td></tr><tr><td>Autoclave</td><td>TOMY Digital Biology</td><td>SX-700</td><td>STÉRILISATEUR À VAPEUR HAUTE PRESSION</td></tr><tr><td>Scanner de lames</td><td>HAMAMATSU</td><td>NanoZoomer 2.0-RS</td><td></td></tr></tbody></table>

modèle apicale résection souris pour étude au début de régénération de coeur de mammifère

Apical Resection Mouse Model to Study Early Mammalian Heart Regeneration

Les maladies cardiovasculaires empoisonne le monde entier en raison de changements de style de vie intensifs. La régénération cardiaque est très prometteuse pour la réparation et la restauration de cardiomyocytes perdus en raison de blessures et de maladies. Contrairement à la régénération cardiaque robuste de certains vertébrés inférieurs, coeurs de mammifères adultes présentent généralement une capacité minimale pour la régénération et la réparation cardiaque. Cependant, des études récentes ont suscité un intérêt scientifique considérable à la conclusion que, entre le jour postnatal 1 à 7 (P1 à P7), le cœur de souris néonatale conserve potentiel régénératif significative après résection apicale (ie, l&#39;amputation chirurgicale et l&#39;exposition de gauche apex ventriculaire). Une importante controverse sur cette constatation pourrait être due à des procédures liées à la chirurgie-divers utilisés dans les efforts visant à reproduire ou à développer sur cette importante découverte. Ces instructions présentent dynamiquement les matériaux et les méthodes pour la résection apicale dans un modèle de souris. Les étapes marquantes de ce rongeur Survival chirurgie implique l&#39;hypothermie anesthésie, thoracotomie, l&#39;amputation chirurgicale du coeur apex ventriculaire, et la suture et la récupération de la souris. L&#39;approche décrite pourrait étendre l&#39;application du modèle de la souris apicale de résection pour la recherche cardiovasculaire.

Chiots de souris ont été euthanasiées 1, 2, et 21 jours après la résection apicale, et leurs coeurs ont été recueillies pour H &amp; E et Trichrome de Masson. Couleur bleue dans Trichrome de Masson indique le dépôt de la matrice extracellulaire épicardique 5. Avec succès résection apicale, un caillot de sang est formée pour sceller efficacement la LV une résection jour post-apical, comme représenté sur la figure 1A. Une résorption progressive du caillot de sang et la fibrose ...

Un protocole vidéo étape par étape de résection apicale est démontré dans cette étude. La résection apicale est une approche chirurgicale récemment mise en évidence dans la recherche sur la régénération cardiaque chez les mammifères. Cette étude pourrait promouvoir l’application de la résection apicale comme méthodologie standard dans la recherche sur le mécanisme sous-jacent à la régénération cardiaque.

Modèle apicale résection souris pour étude au début de régénération de coeur de mammifère

Cardiovascular disease plagues the whole world due to intensive lifestyle changes. Heart regeneration holds great promise for repairing and restoring ...

L'objectif général de cette procédure est d'utiliser la réséction apicale chez des souris néonatales afin d'étudier la régénération cardiaque chez les mammifères au stade précoce. Ce sujet peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la régénération cardiaque, telles que quelles sont les mécanismes moléculaires et cellulaires à la base de la régénération cardiaque précoce chez les mammifères. Le principal avantage de cette technique est que le modèle murin de réséction apicale offre une approche relativement simple et directe pour étudier la régénération cardiaque précoce chez les mammifères.Avant de commencer la procédure, transférez tous les souriceaux de premier jour postnatale C57 black six de leur mère allaitante vers une cage à souris propre contenant de la litière fraîche et des matériaux de nidification. Ensuite, pour chaque nouveau-né successivement, transférez le souriceau d’un lit de glace vers la zone chirurgicale et immobilisez les membres et la queue en position dorsale. Désinfectez le thorax avec de la bétadine, puis effectuez un nettoyage doux à l’aide d’un tampon imprégné d’alcool à 70 %.Effectuez maintenant une incision cutanée de transfert le long de la quatrième région intercostale interne de la cavité thoracique. Utilisez des ciseaux à ressort pour pratiquer une incision au niveau de l'apex du cœur. Pour accéder au cœur, utilisez des ciseaux à ressort afin de réaliser une incision à l'apex cardiaque, suivie d'une dissection émoussée des muscles intercostaux internes.Utilisez des fils de suture stériles 6-0 pour refermer ensemble les côtes et les muscles. Utilisez de la colle chirurgicale pour fermer soigneusement l'incision cutanée et laissez le nouveau-né se rétablir sous une lampe chauffante pendant environ trois minutes. Ensuite, utilisez un tampon désinfectant à 70 % d'alcool pour nettoyer tout résidu de sang et de colle sur le petit et remettez l'animal avec ses congénères.Une fois toutes les chirurgies terminées, mélanger les petits avec la litière et les excréments de la mère avant de remettre les nouveau-nés dans le nid de la mère. Un jour après l'intervention chirurgicale, compter le nombre de petits soumis à une chirurgie factice et à une chirurgie réelle afin de déterminer le taux de survie au sein de chaque groupe. Au moment approprié après la chirurgie, pour chaque animal successivement, nettoyer la poitrine avec de l'éthanol à 70 %, puis inciser la peau et le muscle au niveau de la ligne médiane du thorax.Retirer l'ensemble du cœur de la cavité thoracique et fixer le tissu dans cinq millimètres de paraformaldéhyde à 4 % toute la nuit à température ambiante. Le jour suivant, transférer les échantillons dans de l'éthanol à 70 % pendant une semaine au maximum avant l'inclusion en paraffine. Après avoir obtenu des sections de paraffine de cinq micromètres d'épaisseur à travers tout le ventricule, colorer les échantillons à l'hématoxyline, à l'éosine et à la trichrome de Masson afin d'examiner respectivement le remplacement musculaire et les réponses fibrotiques dans les cœurs réséqués.À l’aide d’un numériseur de lames, obtenir manuellement au moins trois foyers par échantillon. Ensuite, analyser les images des échantillons à un grossissement de 40X selon les instructions du fabricant, en utilisant les paramètres par défaut du numériseur. Lorsqu’une résection apicale est réussie, un caillot sanguin se forme efficacement dans les 24 heures suivant la résection apicale, scellant ainsi le ventricule gauche.On observe ensuite une résorption progressive du caillot sanguin et une fibrose cardiaque précoce, suivie par un remplacement progressif par du tissu myocardique, jusqu'à la régénération complète du myocarde 21 jours après la résection. En effet, trois semaines après l'intervention chirurgicale, aucune différence entre les cœurs résectés et les cœurs soumis à une opération factice n'est apparente lors de l'analyse morphologique. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler de maintenir des conditions stériles.Après cette procédure, d'autres mesures telles que le marquage et la mesure linéaire peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires concernant la prolifération des cardiomyocytes et la résection apicale. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'effectuer une résection apicale chez des souriceaux néonatals.

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Dans cette vidéo, nous montrons la procédure d’ablation chirurgicale de l’apex ventriculaire gauche d’un cœur de souris nouveau-né.

Résection apicale modèle de souris néonatale : une intervention chirurgicale pour amputer l’apex ventriculaire afin d’étudier le potentiel de régénération dans le cœur d’une souris nouveau-née

L’insuffisance cardiaque est la principale cause d’hospitalisation et une cause majeure de mortalité. Un modèle de ligature permanente de l’artère coronaire descendante antérieure gauche chez la souris est appliqué pour étudier le remodelage ventriculaire et le dysfonctionnement cardiaque après un infarctus du myocarde. La technique des mesures hémodynamiques invasives chez la souris est présentée.

Ligature permanente de l&#39;artère interventriculaire antérieure coronaire chez la souris: Un modèle de post-infarctus du myocarde et de remodelage de l&#39;insuffisance cardiaque

Ce protocole décrit un modèle hautement reproductible de régénération cardiaque par induction chirurgicale d’un infarctus du myocarde dans le ventricule gauche de souris postnatales du jour 1. La méthode implique l’induction d’une anesthésie hypothermique et la ligature de l’artère coronaire descendante antérieure gauche.

Infarctus du myocarde chez les souris néonatales, Un modèle de régénération cardiaque

La prolifération cardiomyocyte suivant la blessure est un processus dynamique qui exige une symphonie des repères extracellulaires des populations de cellules non-myocytes. En utilisant le traçage de la lignée, le CLARITY passif et les techniques de microscopie confocale à monture entière en trois dimensions, nous pouvons analyser l’influence d’une variété de types de cellules sur la réparation cardiaque et la régénération.

Capturer la réponse aux blessures cardiaques des populations cellulaires ciblées par l’imagerie tridimensionnelle du cœur effacé

Ce protocole vise à transplanter un patch bioimprimé 3D sur l’épicardium de souris infarctus modélisant l’insuffisance cardiaque. Il comprend des détails concernant l’anesthésie, l’ouverture chirurgicale de coffre, la ligature permanente de l’artère coronaire antérieure descendante gauche (LAD) et l’application d’un patch bioimprimé sur la zone infarctus du coeur.

Transplantation d’un patch bioimprimé 3D dans un modèle murine d’infarctus du myocarde

Une technique originale pour la reconstruction de circuit de sang dans un modèle abdominal heterotopic de transplantation de coeur de souris est démontrée.

Reconstruction de circuit sanguin dans un modèle de transplantation de cœur de souris abdominale

Nous fournissons un protocole pour la séparation et la transplantation de macrophages cardiaques néonatals dans un cœur de souris adulte, ce qui pourrait être un moyen prometteur de promouvoir la réparation cardiaque.

Transplantation de macrophages cardiaques néonatals de souris chez des souris adultes

L’administration de cellules guidée par ultrasons autour du site de l’infarctus du myocarde chez la souris est un moyen sûr, efficace et pratique de transplantation cellulaire.

Implantation de cardiomyocytes induite par ultrasons dérivée de cellules souches pluripotentes chez des souris infarctus du myocarde

Ici, nous décrivons un protocole pour isoler une quantité suffisante de non-cardiomyocytes uniques avec une viabilité élevée d’un cœur de souris post-infarctus du myocarde (IM). Cela peut être utilisé pour le séquençage ultérieur d’une seule cellule, l’analyse de cytométrie en flux et la culture cellulaire primaire.

Préparation d’une suspension cellulaire non cardiomyocytaire pour le séquençage d’ARN unicellulaire à partir d’un cœur de souris adulte post-infarctus du myocarde

Xenopus tropicalis est un modèle idéal pour la recherche régénérative car beaucoup de ses organes possèdent une capacité de régénération remarquable. Ici, nous présentons une méthode pour construire un modèle de lésion cardiaque chez X. tropicalis via la résection apex.

Un modèle de résection apicale dans le cœur adulte de Xenopus tropicalis

Découvrez la résection apicale chez les souris néonatales pour étudier la régénération cardiaque précoce. Cette technique chirurgicale permet d'explorer les mécanismes moléculaires et cellulaires de la réparation du cœur de mammifère.

Modèle apicale résection souris pour étude au début de régénération de coeur de mammifère

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