Name: Une étude de la complexation du mercure (II) avec Dicysteinyl tétrapeptides par spectrométrie de masse électrospray (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-01-08T13:00:01.000+00:00
Duration: 12 min 59 s
Description: Découvrez la caractérisation des complexes mercure(II)-tétrapeptides dicystéinyl par spectrométrie de masse électrospray à orbitrap. Cette méthode permet d'analyser les complexes métalliques avec une fragmentation minimale pour concevoir des agents chélateurs efficaces.

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MN-S reconnaît le soutien de la National Science Foundation, RUI accorder CHE 1011859. Les auteurs remercient le Fonds Triade spectrométrie de masse à l&#39;Université de Caroline du Nord à Greensboro pour l&#39;utilisation du spectromètre de masse Thermo Fisher Scientific LTQ Orbitrap XL. Les auteurs remercient Daniel Todd, Vincent Sica, et Brandie Erhmann à l&#39;Université de Caroline du Nord à Greensboro suggestions et commentaires utiles concernant ce travail.

Note: S&#39;il vous plaît consulter toutes les fiches de données de sécurité des matériaux pertinents (FS) avant utilisation. Chlorure de mercure est une substance chimique toxique. Équipement de protection individuelle (gants, lunettes de sécurité et une blouse de laboratoire) doivent être portés lors de la remise et toutes les solutions associées. Éliminer des solutions dans des bouteilles de déchets chimiques clairement étiquetés désignés pour les métaux lourds. 1. Préparation de 5 mM de formiate d&#39;ammonium tampon dégazé, à pH 7,5 <ol><li> Dissoudre 0,1576 g de tampon formiate d&#39;ammonium dans 450 ml d&#39;eau de qualité HPLC. Ajuster le pH de la solution ci-dessus avec de l&#39;acide formique 1 M et 1 M d&#39;hydroxyde d&#39;ammonium à 7,5. Transférer cette solution dans une fiole jaugée de 500 ml et ajouter de l&#39;eau par HPLC pour la courbe d&#39;étalonnage pour obtenir une solution de formiate d&#39;ammonium 5 mM. </li><li> Dégazer le tampon formiate d&#39;ammonium 5 mM dans un système sous vide pendant 10 min et purge avec de l&#39;argon. Répéter deux fois et la solution de stockage sous atmosphère d&#39;argon. Le jour de l&#39;utilisation, un filtrage de la solution tampon à travers un filtre de 0,2 micron before utilisation. </li></ol> 2. Préparation de mercure (II) Solutions de chlorure <ol><li> Peser 0,2375 g de mercure (II) chlorure. Dissoudre dans 25 ml de tampon formiate d&#39;ammonium 5 mM pour produire une (II) une solution de chlorure 0,035 M de mercure. </li><li> Ajouter 0,214 ml de solution 0,035 M de mercure (II) de chlorure de 9,785 ml de 5 mM de tampon formiate d&#39;ammonium pour créer une solution 7,5 M x 10 -4. Blanket la solution 7,5 x 10 -4 M de mercure (II) avec de l&#39;argon gazeux. </li></ol> 3. Préparation de CGGC Stock Solution <ol><li> Dissoudre 2,0 mg du tétrapeptide dicysteinyl, CGGC, à 0,118 ml d&#39;acétonitrile de qualité HPLC et ensuite ajouter 1,0647 ml de mM formate d&#39;ammonium 5, tampon à pH 7,5 qui a été dégazé dans de l&#39;argon pour donner un mM CGGC solution stock 5. </li><li> Ajouter 225 pi de la solution stock mM CGGC 5 à 1.275 pi de 5 mm formation d&#39;ammonium tampon à pH 7,5 pour donner une solution à 7,5 x 10 -4 M CGGC. </li></ol> 4. Préparationde divers mélanges de réaction de mercure (II) et CGGC <ol><li> Préparation de 1: 0,5 rapport de mercure (II): solution CGGC <ol><li> Placer 255 ul de formiate d&#39;ammonium 5 mM, pH 7,5 tampon dans un tube de microcentrifugation de 1,5 ml. Ajouter 30 ul de solution de mercure (II) chlorure de 7,5 x 10 -4 M dans le tube de microcentrifugation de 1,5 ml avec le tampon de formiate d&#39;ammonium. </li><li> Vortexer la solution pendant 10 s. Puis ajouter 15 ul de 7,5 x 10 -4 M solution CGGC dans la microcentrifugeuse de 1,5 ml. Vortexer la solution pendant 10 s. Laisser reposer la solution pendant 10 minutes avant l&#39;injection dans le spectromètre de masse. </li></ol></li><li> Préparation du rapport 1: 1 de mercure (II): solution CGGC <ol><li> Placer 240 ul de formiate d&#39;ammonium 5 mM, pH 7,5 tampon dans un tube de microcentrifugation de 1,5 ml. Ajouter 30 ul de solution de mercure (II) chlorure de 7,5 x 10 -4 M dans le tube de microcentrifugation de 1,5 ml avec le tampon de formiate d&#39;ammonium. </li><li> Vortexer la solution pendant 10 s. Alorsajouter 30 ul de 7,5 x 10 -4 M CGGC solution dans le tube de 1,5 ml. Répétez d&#39;une manière similaire à celle décrite dans la section 4.1. </li></ol></li><li> Préparation de rapport 1: 2 de mercure (II): solution CGGC <ol><li> Placer 210 ul de formiate d&#39;ammonium 5 mM, pH 7,5 tampon dans un tube de microcentrifugation de 1,5 ml. Ajouter 30 ul de solution de mercure (II) chlorure de 7,5 x 10 -4 M dans le tube de microcentrifugation de 1,5 ml avec le tampon de formiate d&#39;ammonium. </li><li> Vortexer la solution pendant 10 s. Ensuite, ajouter 60 ul de 7,5 x 10 -4 M CGGC solution dans le tube de 1,5 ml. Répétez d&#39;une manière similaire à celle décrite dans la section 4.1. </li></ol></li></ol> 5. Préparation des PECO Stock Solution <ol><li> Dissoudre 3,5 mg du tétrapeptide dicysteinyl, PECO, à 0,145 ml d&#39;acétonitrile de qualité HPLC pour dissoudre le peptide. Puis ajouter 13,067 ml de formate d&#39;ammonium 5 mM, pH 7,5 tampon qui a été dégazé dans de l&#39;argon pour produire 0,5 mSolution M PECO. </li><li> Vortex la solution jusqu&#39;à ce que tout peptide est dissous. Ajouter 1,125 ml de solution 0,5 mM et 0,375 ml PECO de 5 mM de formiate d&#39;ammonium, pH 7,5 tampon dans un tube de microcentrifugation de 1,5 ml pour donner une solution 7,5 x 10 -5 M PECO. Vortex jusqu&#39;à mélangé. </li></ol> 6. Préparation de différents mélanges réactionnels de mercure (II) et solution PECO <ol><li> Préparation de 1: 0,5 rapport de mercure (II): solution PECO <ol><li> Placer 255 ul de formiate d&#39;ammonium 5 mM, pH 7,5 tampon dans un tube de microcentrifugation de 1,5 ml. Ajouter 30 ul de solution de mercure (II) chlorure de 7,5 x 10 -4 M dans le tube de microcentrifugation de 1,5 ml avec le tampon de formiate d&#39;ammonium. </li><li> Vortexer la solution pendant 10 s. Puis ajouter 15 ul de 7,5 x 10 -4 M PECO solution dans le tube de 1,5 ml. Répétez d&#39;une manière similaire à celle décrite dans la section 4.1. </li></ol></li><li> Préparation du rapport 1: 1 de mercure (II): solution PECO <ol><li> Placez 24081; l de formiate d&#39;ammonium 5 mM, pH 7,5 tampon dans un tube de microcentrifugation de 1,5 ml. Ajouter 30 ul de solution de mercure (II) chlorure de 7,5 x 10 -4 M dans le tube de microcentrifugation de 1,5 ml avec le tampon de formiate d&#39;ammonium. </li><li> Vortexer la solution pendant 10 s. Puis ajouter 30 ul de 7,5 x 10 -4 M PECO solution dans le tube de 1,5 ml. Répétez d&#39;une manière similaire à celle décrite dans la section 4.1. </li></ol></li><li> Préparation de rapport 1: 2 de mercure (II): solution PECO <ol><li> Placer 210 ul de formiate d&#39;ammonium 5 mM, pH 7,5 tampon dans un tube de microcentrifugation de 1,5 ml. Ajouter 30 ul de solution de mercure (II) chlorure de 7,5 x 10 -4 M dans le tube de microcentrifugation de 1,5 ml avec le tampon de formiate d&#39;ammonium. </li><li> Vortexer la solution pendant 10 s. Ensuite, ajouter 60 ul de 7,5 x 10 -4 M PECO solution dans le tube de 1,5 ml. Répétez d&#39;une manière similaire à celle décrite dans la section 4.1. </li></ol></li></ol> 7. Analyzing les mélanges de réaction de mercure (II) et des échantillons CGGC par spectrométrie de masse ESI Orbitrap <ol><li> Préparer le spectromètre de masse ESI 16 <ol><li> Tracer 100 ul de standards d&#39;étalonnage dans une seringue en verre de 500 ul. </li><li> Placez la seringue dans le berceau de la seringue de la pompe de MS, fixez le tube et les injecter dans le spectrophotomètre de masse. </li><li> Mettre en place le nom de fichier pour la course en sélectionnant l&#39;icône du fichier et en tapant le nom du fichier. </li><li> Sélectionnez le bouton de données d&#39;acquérir dans le module d&#39;acquisition de données et de recueillir 150 scans. </li><li> Analyser le chromatogramme de vérifier les normes d&#39;étalonnage en ouvrant module de traitement de données du logiciel. Ouvrez le module, allez dans le menu Fichier et sélectionnez &quot;ouvrir&quot;, et sélectionnez le fichier dans la boîte de dialogue. Vérifiez que les pics dans le chromatogramme en corrélation avec la masse à la charge ratios des normes. </li><li> Nettoyer la seringue en verre de 500 pi par 500 pi élaboration qualité HPLC du methanol, puis distribuer le méthanol dans un bécher. </li><li> Dresser 500 pi de qualité HPLC méthanol dans la seringue de verre et rincer le système comme à l&#39;étape 7.1.2. </li><li> Sélectionnez le module de configuration de la méthode du logiciel pour définir les paramètres. Choisissez le menu de mode de balayage et identifier l&#39;analyseur comme FTMS, puis cliquez sur &quot;OK&quot;. Ensuite, en cliquant sur les différentes icônes sur la page vue spectre en temps réel, définissez les paramètres suivants: débit de gaz gaine: 10, température de la source: 0, la tension capillaire: 37 V, lentille de tube: 95 V, la tension de pulvérisation: 4,20 kV , débit 10,00 pi / min, Analyzer: FTMS, Nombre de balayages: 150. </li></ol></li><li> Courir échantillons CGGC sur ESI spectromètre de masse <ol><li> Exécutez le formate d&#39;ammonium pH 7,5 tampon de 5 mM. <ol><li> Placez 500 pi de tampon formiate d&#39;ammonium 5 mM dans la seringue en verre de 500 pi, le placer dans le berceau de la seringue de la pompe de MS, et fixer le tube. </li><li> Tampon courir à travers le tube pendant 1-2 min. </li><li> Mettre en place le nom de fichier pour la courseen sélectionnant l&#39;icône du fichier et en tapant le nom du fichier. </li><li> Sélectionnez le bouton de données d&#39;acquérir dans le module et de recueillir 150 scans. </li><li> Cliquez sur le bouton Exécuter pour arrêter la collecte après 150 scans sont collectées. </li><li> Ouvrez le module d&#39;exploration de données, puis allez dans le menu Fichier et sélectionnez &quot;ouvrir&quot;, et sélectionnez le fichier dans la boîte de dialogue. Vérifiez qu&#39;aucune des pics à 483, 683, 1 163 et 1 363 m / z sont présents qui ressemblent le peptide ou le mercure (II) complexes -peptide. </li></ol></li><li> Exécuter le 1: 0,5 mercure (II): solution à rapport CGGC. <ol><li> Placer 250 ul de 1: 0,5 mercure (II): rapport CGGC de l&#39;échantillon dans la seringue. </li><li> Placez la seringue dans le berceau de la seringue de la pompe de MS, fixez le tube, et le premier de l&#39;appareil. </li><li> Sélectionnez un nom de fichier pour la course en sélectionnant l&#39;icône du fichier et en tapant le nom du fichier. </li><li> Appuyez sur le bouton de données d&#39;acquérir dans le module d&#39;acquisition de données et de recueillir 150 scans et cliquez sur le bouton Exécuter pour arrêter la collection. </li><li> Ouvrez le module, allez dans le menu Fichier et sélectionnez &quot;ouvrir&quot;, et sélectionnez le fichier dans la boîte de dialogue. Vérifiez que le chromatogramme contient pics y compris celui pour le peptide CGGC seul. </li><li> Laver la seringue par aspiration avec un tampon de formiate d&#39;ammonium 500 pi puis distribuer le tampon formiate d&#39;ammonium dans un bécher. </li><li> Sélectionnez le bouton de déchets sur le MS et rincer la tubulure à trois reprises avec 500 tampon formiate d&#39;ammonium ul. </li><li> Laver la seringue en aspirant avec 500 ul méthanol, puis la distribution du méthanol dans un bécher. </li><li> Rincer le tube une fois avec 500 ul de méthanol. </li><li> Sélectionnez le bouton de détecteur de charge sur les MS. </li><li> Ajouter 500 ul de tampon formiate d&#39;ammonium à la seringue. </li><li> Placez la seringue dans le berceau de la seringue de la pompe de MS, fixez le tube, et le premier de l&#39;appareil. </li><li> Sélectionnez un nom de fichier pour le tampon de fonctionner en sélectionnant l&#39;icône du fichier et en tapant le nom du fichier. </li><li> Appuyezle bouton de données d&#39;acquérir et de recueillir 150 scans puis cliquez sur le bouton d&#39;arrêt de l&#39;exécution. </li><li> Ouvrez le module d&#39;exploration de données, allez dans le menu Fichier et sélectionnez &quot;ouvrir&quot;, et sélectionnez le fichier dans la boîte de dialogue. Vérifiez que le chromatogramme est vide de sommets de la précédente Hg: terme CGGC. </li></ol></li><li> Exécuter le rapport 1: 1 de mercure (II): solution à rapport CGGC. <ol><li> Placer 250 ul de 1: 1 de mercure (II): rapport CGGC échantillon dans la seringue. </li><li> Répéter d&#39;une manière similaire à celle décrite pour les étapes 7.2.2.2 à 7.2.2.15. </li></ol></li><li> Exécuter le complexe 1: 2 de mercure (II): solution à rapport CGGC <ol><li> Placer 250 ul de 1: 2 de mercure (II): CGGC échantillon de concentration dans la seringue. </li><li> Répéter d&#39;une manière similaire à celle décrite pour les étapes 7.2.2.2 à 7.2.2.15. </li></ol></li></ol></li></ol> 8. Analyser les mélanges de réaction du mercure et des échantillons des PECO par spectrométrie de masse ESI Orbitrap <ol><li> Courir échantillons PECO sur ESI spectromètre de masse <ol><li> Répéter la procédure d&#39;analyse (étapes 7.1 à 7.2) en utilisant des échantillons PECO et les mélanges de réaction de mercure (II) et PECO à différents rapports stoechiométriques. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Clifton, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mercury+exposure+and+public+health%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr.+Clin.+N.+Am%22%5BJournal%5D)">Mercury exposure and public health.</a> Pediatr. Clin. N. Am. 54, 237-269 (2007).</li>
<li>Andersen, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+and+Recent+Developments+in+Chelation+Treatment+of+Metal+Intoxication%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Rev%22%5BJournal%5D)">Principles and Recent Developments in Chelation Treatment of Metal Intoxication.</a> Chem. Rev. 99, 2683-2710 (1999).</li>
<li>Aposhian, H. V., Maiorino, R. M., Gonzalez-Ramirez, D., Zuniga-Charles, M., Xu, Z., Hurlbut, J. M., Junco-Munoz, P., Dart, R. C., Aposhian, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mobilization+of+heavy+metals+by+newer%2C+therapeutically+useful+chelating+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicology%22%5BJournal%5D)">Mobilization of heavy metals by newer, therapeutically useful chelating agents.</a> Toxicology. 97, 23-38 (1995).</li>
<li>Flora, S. J. S., Pachauri, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chelation+in+Metal+Intoxication%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Environ.+Res.+Public+Health%22%5BJournal%5D)">Chelation in Metal Intoxication.</a> Int. J. Environ. Res. Public Health. 7, 2745-2788 (2010).</li>
<li>Campbell, J. R., Clarkson, T. W., Omar, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+therapeutic+use+of+2%2C3-dimercaptopropane-1-sulfonate+in+two+cases+of+inorganic+mercury+poisoning%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">The therapeutic use of 2,3-dimercaptopropane-1-sulfonate in two cases of inorganic mercury poisoning.</a> JAMA. 256, 3127-3130 (1986).</li>
<li>Rooney, J. P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+thiols%2C+dithiols%2C+nutritional+factors+and+interacting+ligands+in+the+toxicology+of+mercury%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicology%22%5BJournal%5D)">The role of thiols, dithiols, nutritional factors and interacting ligands in the toxicology of mercury.</a> Toxicology. 234, 145-156 (2007).</li>
<li>Lin, X., Brooks, J., Bronson, M., Ngu-Schwemlein, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evalution+of+the+association+of+mercury+%28II%29+with+some+dicysteinyl+tripeptides%5BTitle%5D)+AND+%22Bioorg.+Chem%22%5BJournal%5D)">Evalution of the association of mercury (II) with some dicysteinyl tripeptides.</a> Bioorg. Chem. 44, 8-18 (2012).</li>
<li>Ngu-Schwemlein, M., Lin, X., Rudd, B., Bronson, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+and+ESI+mass+spectrometric+analysis+of+the+association+of+mercury%28II%29+with+multi-cysteinyl+peptides%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Inorg.+Biochem%22%5BJournal%5D)">Synthesis and ESI mass spectrometric analysis of the association of mercury(II) with multi-cysteinyl peptides.</a> J. Inorg. Biochem. 133, 8-23 (2014).</li>
<li>Winther, J. R., Thorpe, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+thiols+and+disulfides%5BTitle%5D)+AND+%22Biochimica+et.+Biophysica+Acta%22%5BJournal%5D)">Quantification of thiols and disulfides.</a> Biochimica et. Biophysica Acta. 1840, 838-846 (2014).</li>
<li>D'Agstino, A., Colton, R., Traeger, J. C., Cantry, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Electrospray+Mass+Spectrometric+Study+of+Organomercury+%28II%29+and+Mercuric+Interactions+with+Peptides+Involving+Cysteinyl+Ligands%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+Mass+Spectrom%22%5BJournal%5D)">An Electrospray Mass Spectrometric Study of Organomercury (II) and Mercuric Interactions with Peptides Involving Cysteinyl Ligands.</a> Eur. Mass Spectrom. , 273-285 (1990).</li>
<li>Hofstadler, S. A., Sannes-Lowery, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+ESI-MS+in+drug+discovery%3A+interrogation+of+noncovalent+complexes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Drug+Discovery%22%5BJournal%5D)">Applications of ESI-MS in drug discovery: interrogation of noncovalent complexes.</a> Nature Reviews Drug Discovery. 5, 585-595 (2006).</li>
<li>Rubino, F. M., Verduci, C., Giampiccolo, R., Pulvirenti, S., Brambilla, G., Columbi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+Characterization+of+Homo-+and+Heterodimeric+Mercury+%28II%29-bis-thiolates+of+Some+Biologically+Relevant+Thiols+by+Electrospray+Ionization+and+Triple+Quadruple+Tandem+Mass+Spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Soc.+Mass+Spectrom%22%5BJournal%5D)">Molecular Characterization of Homo- and Heterodimeric Mercury (II)-bis-thiolates of Some Biologically Relevant Thiols by Electrospray Ionization and Triple Quadruple Tandem Mass Spectrometry.</a> J. Am. Soc. Mass Spectrom. 15, 288-300 (2003).</li>
<li>Krupp, E. M., Milne, B. F., Mestrot, A., Meharg, A. A., Feldmann, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigation+into+mercury+bound+to+biothiols%3A+structural+identification+using+ESI-ion-trap+MS+and+introduction+of+a+method+for+their+HPLC+separation+with+simultaneous+detection+by+ICP-MS+and+and+ESI-MS%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Bioanal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Investigation into mercury bound to biothiols: structural identification using ESI-ion-trap MS and introduction of a method for their HPLC separation with simultaneous detection by ICP-MS and and ESI-MS.</a> Anal. Bioanal. Chem. 390, 1753-1764 (2008).</li>
<li>Schaumlöffel, D., Tholey, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+directions+of+electrospray+mass+spectrometry+for+elemental+speciation+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Bioanal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Recent directions of electrospray mass spectrometry for elemental speciation analysis.</a> Anal. Bioanal. Chem. 400, 1645-1652 (2011).</li>
<li>Patiny, L., Borel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ChemCalc%3A+a+building+block+for+tomorrow%27s+chemical+infrastructure%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Chem.+Inf.+Model%22%5BJournal%5D)">ChemCalc: a building block for tomorrow's chemical infrastructure.</a> J. Chem. Inf. Model. 53, 1223-1228 (2013).</li>
<li>Thermo Scientific. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Xcaibur+Versions+2.1.0-2.3.0+Data+Acquisition+and+Processing+User+Guide.+Revision+E.+United+States%22">Xcaibur Versions 2.1.0-2.3.0 Data Acquisition and Processing User Guide. Revision E. United States</a>. , Thermo Fisher Scientific Inc. (2012).</li>
<li>Falcone, G., Foti, C., Gianguzza, A., Giuffrè, O., Napoli, A., Pettignano, A., Piazzese, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequestering+ability+of+some+chelating+agents+towards+methylmercury%28II%29%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Bioanal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Sequestering ability of some chelating agents towards methylmercury(II).</a> Anal. Bioanal. Chem. 405 (2), 881-893 (2013).</li>
<li>Mah, V., Jalilehvand, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glutathione+Complex+Formation+with+Mercury%28II%29+in+Aqueous+Solution+at+Physiological+pH%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Res.+Toxicol%22%5BJournal%5D)">Glutathione Complex Formation with Mercury(II) in Aqueous Solution at Physiological pH.</a> Chem. Res. Toxicol. 23, 1815-1823 (2010).</li>
</ol>

Il n’y a pas de divulgation pour le travail rapporté.

Le dicysteinyl tétrapeptide hydrophobe CGGC (C 10 H 18 N 4 O 5 S 2; PM = 338) (figure 1), forme des complexes avec le mercure (II) tel que représenté sur la figure 2 et le tableau 1 De plus, il forme des dimères peptidiques et trimères. de façon incrémentielle lorsque la quantité de peptide augmentations du mélange réactionnel. Comme le montrent les valeurs m / z des dimères associés [(2M + H)<...

Les médicaments cliniques actuellement prescrits pour le traitement par chélation de l’intoxication au mercure1 contiennent le(s) groupe(s) thiol(s), qui est/sont responsable(s) de la liaison et de la séquestration des ions mercure2,3. Cependant, des études ont montré que ces petits composés thiols [acide dimercaptosuccinique (DMSA) et acide dimercaptopropane-sulfonique (DMPS)] ne sont pas optimaux pour le traitement par chélation du mercure4-6. Par conséquent, il est nécessaire de comprendre l’association et les tendances de formation complexes du mercure avec les thiols afin d’améliorer la conception rationnelle des composés thiols pour la chélation du mercure. Récemment, nous avons signalé que les tripeptides n-alkyle et aryl dicysteinyle avec des groupes dithiol peuvent servir de « doubles ancrages » efficaces pour accommoder les sites de coordination du mercure(II) pour former des complexes mercure(II):p eptide 1:1 et mercure(II):(peptide)2 1:27. De plus, nous avons étudié l’effet de l’augmentation des résidus cystéinyles sur les formations de type complexe8. Dans cette étude, nous étudions l’association du mercure(II) avec deux tétrapeptides de dicystéinyle, où les résidus de cystéinyle sont séparés par deux résidus d’acides aminés. Afin d’évaluer l’effet des groupes liants auxiliaires pour le mercure, les acides aminés intermédiaires sont soit deux résidus de glycine (non substitués), soit deux résidus d’acide glutamique (gamma-carboxylé). 
La réaction du peptide cystéinyle avec le mercure(II) nécessite des conditions qui empêcheront l’oxydation des groupes cystéinylthiol pour former des liaisons disulfure9. De plus, l’association du mercure(II) avec les peptides cystéinyles pour former divers types de complexes mercure-peptide dépend du rapport initial mercure(II)/peptide dans le mélange réactionnel7,8. Les types de complexes mercure-peptide formés dans ces mélanges réactionnels peuvent être analysés par spectroscopie de masse à ionisation douce, qui est un outil analytique sensible pour déterminer les interactions entre les espèces entre les ions métalliques et les peptides10-14. En conséquence, il fournira un profil des différents types d’adduits peptidiques mercuriés qui se forment dans une condition d’ionisation par électronébulisation spécifiée. Ici, nous montrerons comment des solutions de peptides de cystéinyle et de chlorure de mercure(II) peuvent être préparées dans une solution tampon de formiate d’ammonium dégazée recouverte d’argon pour minimiser l’oxydation. En faisant réagir divers équivalents molaires de mercure(II) avec des tétrapeptides de dicystéinyle, nous montrerons comment le rapport initial de mercure(II):p eptide a un effet sur les types de complexes formés. Nous montrerons également comment la spectrométrie de masse par ionisation par électronébulisation (ESI) peut être utilisée comme outil de caractérisation pour fournir une stœchiométrie précise du mercure au peptide dans les complexes formés. Le protocole vidéo associé démontrera les conditions expérimentales de préparation des complexes de mercure, la procédure d’analyse des mélanges réactionnels dans des conditions d’ionisation par électronébulisation spécifiées et la caractérisation des stœchiométries des complexes tétrapeptides de mercure(II)-dicystéinyle, sur la base des profils de distribution isotopiques distincts du mercure, à l’aide du programme ChemCal15. Il est destiné à aider ceux qui s’intéressent à l’utilisation de la spectrométrie de masse orbitrap ESI pour analyser divers complexes formés par des ions métalliques qui existent sous différentes formes isotopiques.

<table><tbody><tr><td>Chlorure de mercure(II)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>429724</td><td>Formiate</td>d’ammonium hautement toxique</tr><tr><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>516961</td><td></td></tr><tr><td>Acide formique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F0507</td><td></td></tr><tr><td>Hydroxyde d’ammonium</td><td>Fisher</td><td>A512-P500</td><td></td></tr><tr><td>Eau HPLC</td><td>Fisher</td><td>W5-4</td><td></td></tr><tr><td>HPLC Acétonitrile</td><td>Fisher</td><td>BP2405-1</td><td></td></tr><tr><td>HPLC Méthanol</td><td>Fisher</td><td>A452-4</td><td></td></tr></tbody></table>

une étude de la complexation du mercure (ii) avec dicysteinyl tétrapeptides par spectrométrie de masse électrospray

A Study of the Complexation of Mercury(II) with Dicysteinyl Tetrapeptides by Electrospray Ionization Mass Spectrometry

Dans cette étude, nous avons évalué une méthode de caractérisation de complexes, formés dans différents rapports relatifs de mercure(II) à tétrapeptide de dicytéinyle, par spectrométrie de masse orbitrap par ionisation par électronébulisation. Cette stratégie est basée sur la caractérisation réussie antérieure de complexes mercure-dicytéinyle impliquant des tripeptides en utilisant la spectrométrie de masse entre autres techniques. Du chlorure de mercure(II) et un tétrapeptide de dicystéinyle ont été incubés dans un milieu tamponné dégazé à des rapports stœchiométriques variables. Les complexes formés ont ensuite été analysés sur un spectromètre de masse par électronébulisation composé d’un analyseur de masse hybride linéaire à piège ionique et à piège orbi. Les spectres de spectrométrie de masse par ionisation par électronébulisation (ESI-MS) ont été acquis en mode positif et les pics observés ont ensuite été analysés pour déterminer les profils distincts de distribution isotopique du mercure et les pics monoisotopiques associés. Ce travail démontre qu’une stœchiométrie précise du mercure et des peptides dans les complexes formés dans des conditions d’ionisation par électronébulisation spécifiées peut être déterminée en utilisant un spectromètre ESI à haute résolution basé sur des modèles de distribution isotopique distincts du mercure.

<html> Une étude a été effectuée pour caractériser le mercure peptide composition complexe possible pour deux tétrapeptides CGGC et PECO (Figure 1) par spectrométrie de masse ESI. Complexes de mercure (II) avec CGGC ou PECO ont été étudiées en faisant réagir les mélanges de mercure (II) et des solutions de peptides à trois rapports différents molaire: 1: 0,5, 1: 1 et 1: 2 (mercure (II): peptide) . La concentration de mercure (II) est de 7,5 x 10 -6 M et la conc...

La caractérisation des complexes formés dans différents rapports relatifs de mercure(II) à tétrapeptides de dicystéinyle par spectrométrie de masse orbitrap par ionisation par électronébulisation est présentée.

Une étude de la complexation du mercure (II) avec Dicysteinyl tétrapeptides par spectrométrie de masse électrospray

In this study we evaluated a method for the characterization of complexes, formed in different relative ratios of mercury(II) to dicysteinyl tetrapeptide, ...

L'objectif général de cette procédure est de préparer des complexes de mercure et de peptides dicystéinyles selon différentes stœchiométries de réaction, puis de caractériser les différents complexes formés par spectrométrie de masse à ionisation électrospray et analyseur à piège à orbite (oribitrap). Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés concernant les tendances de complexation du mercure avec les composés thiols, ce qui améliorera la conception rationnelle d'agents chélatants destinés à piéger les ions mercure. Le principal avantage de cette technique réside dans sa capacité à faciliter l'analyse des complexes d'ions métalliques avec une fragmentation négligeable.D'autres incluent un profil distinct de distribution des isotopes du mercure. La facilité d'attribution de la charge et d'analyse des pics superposés par spectrométrie de masse en tandem. Bien que cette méthode permette d'obtenir des informations sur les complexes peptidiques du mercure, elle peut également être appliquée à d'autres complexes, notamment à ceux impliquant des ions métalliques existant sous différentes formes isotopiques.Dégazer une solution tampon d'acétate d'ammonium à cinq millimolair

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