Name: Induction dun Etat isoélectrique cerveau chargé denquêter sur limpact de lactivité sur Endogène Synaptic Neuronal excitabilité In Vivo (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-31T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 19 s
Description: Découvrez l'induction d'un état isoélectrique cérébral chez le rat pour étudier les propriétés intrinsèques des neurones en l'absence d'entrées synaptiques. Cette méthode permet d'évaluer l'impact de l'activité réseau sur le calcul cellulaire.

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Ce travail a été soutenu par des subventions de la Fondation de France, l&#39;Institut National de la Santé Et de la Recherche Médicale, l&#39;Université Pierre et Marie Curie et le programme «Investissements d&#39;avenir &#39;ANR-10-IAIHU-06.

Toutes les procédures ont été effectuées en conformité avec les directives de l&#39;Union européenne (directive 2010/63 / UE) et approuvé par le Comité d&#39;éthique Charles Darwin sur l&#39;expérimentation animale. Nous décrivons ici la procédure que nous utilisons régulièrement dans notre laboratoire, mais la plupart des mesures peuvent être adaptées pour répondre aux besoins spécifiques de chacun. 1. Préparation chirurgicale Note: Tous les points d&#39;incision et de pression doivent être infiltrés à plusieurs reprises avec un anesthésique local (lidocaïne ou bupivacaïne). La présente procédure est terminal, si une préparation aseptique est nécessaire plusieurs modifications doivent être mises en œuvre. <ol><li> Anesthésier un rat avec du pentobarbital sodique (40 mg / kg) et de kétamine (50 mg / kg) par voie intrapéritonéale à deux séparés localement (IP) d&#39;injections. </li><li> Laissez l&#39;animal aller sous anesthésie générale et à plusieurs reprises vérifier qu&#39;un plan chirurgical de l&#39;anesthésie est atteint (pas de réaction aux pieds pincement). Placez le rat sur une feedback couverture chauffante et insérer une sonde rectale pour maintenir la température de base d&#39;environ 37 ° C. </li><li> Placer un cathéter dans la cavité peritoneale afin de faciliter l&#39; injection ultérieure d&#39;agents anesthésiques et pour éviter des organes de perforation par piqûres d&#39;aiguille répétées 30. <ol><li> Couper les poils sur un petit (~ 2 - 3 mm) zone au-dessus d&#39;une région située dans le quadrant inférieur droit ou gauche de l&#39;estomac. Remarque: la crème dépilatoire peut également être utilisé. </li><li> Faire un 2 - mm incision 3 sur la peau avec des ciseaux pointus ou un scalpel. Utilisation de dissection, enlever les couches de graisse et de muscle jusqu&#39;à ce que la cavité péritonéale est observée. </li><li> Insérez environ 1 - 2 cm d&#39;un petit cathéter dans la cavité et fermer la plaie avec de la colle chirurgicale. (. Par exemple, 2 Français - correspondant à 0.043 mm de diamètre intérieur): Remarque Le diamètre et la longueur totale du cathéter devrait être minime pour réduire les volumes morts. tubes en polyuréthane sont les plus adaptés. </li><li> Faire une boucle et la suture til cathéter à la peau pour le fixer en place. </li></ol></li><li> Installez un tube trachéal pour contrôler la ventilation pendant la respiration artificielle. <ol><li> Quant à l&#39;étape précédente, préparer la zone d&#39;intérêt (1 - 2 cm au-dessus de la trachée juste au-dessus du manubrium), enlever les poils et inciser la peau. </li><li> Blunt disséquer les premières couches de graisse et de muscles, puis déplacez la glande salivaire de côté et exposer la trachée en disséquant doucement la dernière couche de muscles. </li><li> Retirez délicatement les tissus sur la trachée et glisser un fil ci-dessous à l&#39;aide de petites pinces. Faire le noeud d&#39;un chirurgien avec le fil, mais ne pas serré encore. </li><li> Inciser la transversale trachée entre deux anneaux cartilagineux. sang Swab dans la trachée le cas échéant. </li><li> Insérez un tube trachéal avec le diamètre approprié et serrer le noeud du fil pour fixer le tube stable. Pour plus de stabilité le fil peut en outre être fixé à un point du tube de trachée supérieur. </li><li> Suture la plaie à proximité ou utiliser des agrafes chirurgicales. Éviter la colle chirurgicale ici si le tube trachéal est destiné à être réutilisé. </li></ol></li><li> Installez l&#39;animal dans un cadre stéréotaxique et surveiller attentivement les variables physiologiques suivantes: ECoG, SpO 2, ETCO 2, la fréquence cardiaque (via un électrocardiogramme, ECG) et de la température interne. Surveiller et ajuster ces variables afin de maintenir une bonne profondeur de l&#39;anesthésie et de l&#39;état physiologique. Plus précisément, compléter l&#39;anesthésie avec une faible dose (10 mg / kg) de pentobarbital sodique si nécessaire. </li><li> Appliquer une pommade oculaire sur les deux yeux pour éviter la dessiccation. Couper les poils sur le cuir chevelu, faire une incision longitudinale (~ 2 cm) et réséquer les tissus conjonctifs recouvrant le crâne à l&#39;aide d&#39;un scalpel ou d&#39;une curette. </li><li> Faire un petit (~ 1,5 mm de diamètre) craniotomie sur la région d&#39;intérêt avec une perceuse dentaire. Note: Ici, le champ du cortex somatosensoriel primaire du canon est ciblé (7 - 8 mm antérieure à la ligne interauriculaire, 4.5- 5,5 mm latéralement à la ligne médiane 31). Rincer à plusieurs reprises pour dissiper la chaleur. </li><li> Utilisez une pince extra fines pour faire doucement un petit trou dans la dure-mère. Réserver une région ~ 0,5 mm dans le trépanation crânienne pour placer l&#39;électrode EcoG (voir l&#39;étape suivante). En permanence garder le cortex humide avec une solution de NaCl à 0,9% (ou de liquide céphalo-rachidien artificiel). </li><li> Placer une impédance faible (~ 60 kQ) électrode d&#39;argent (l&#39;électrode ECoG) sur la dure-mère, en évitant la région corticale ne sont pas couverts par les méninges et placer l&#39;électrode de référence sur un muscle du cuir chevelu de l&#39;autre côté de la tête. </li><li> À ce stade (30 minutes après l&#39;injection de pentobarbital de sodium dernière), à ​​maintenir l&#39;anesthésie par des injections répétées de pentobarbital sodique (10-15 mg / kg / h) ou fentanyle (3-6 ug / kg / h) par l&#39;intermédiaire du cathéter IP. L&#39;ancien se traduira par une oscillation lente, motif EcoG semblable au sommeil alors que celui-ci se traduira par un désynchronisé, comme la veille, le profil corticale. </li><li> Réglez la v artificielleSystème de entilation de sorte que la fréquence et le volume respiratoire sont semblables à ceux de la respiration spontanée du rat (plage normale 70-115 respiration / min 32). Ensuite, connectez la ventilation mécanique au tube trachéal et vérifier l&#39;inflation de la cage thoracique appropriée (des deux côtés). Sinon, régler la position du tube d&#39;aération dans l&#39;axe de la trachée. Si nécessaire, aspirer la sécrétion présente dans la trachée d&#39;un cathéter relié à une seringue ou d&#39;une pompe à vide. </li><li> Si toutes les variables physiologiques 32-35 et EcoG 29,36 motifs reflètent un plan chirurgical stable de l&#39; anesthésie, faire une injection intramusculaire de gallamine triéthiodure dans chaque jambe de paralyser le rat, 40 mg / kg pour la première injection, puis 20 mg / kg , chaque 2hr 19,29,36,50. </li></ol> 2. intracellulaires Recordings <ol><li> Tirez une micropipette de verre (microélectrodes forte) avec un ~ 0,2 um pointe telles que sa résistance varie between 50 et 80, une fois rempli avec MQ 2 M d&#39;acétate de potassium (KAc). </li><li> Placer la pipette dans un support spécifique avec un argent / chlorure d&#39;argent (Ag / AgCl) pour connecter le fil de la solution de la pipette à un amplificateur intracellulaire (par l&#39;intermédiaire d&#39;un étage de tête). Le titulaire doit être attaché à un micromanipulateur. Placer une électrode de référence Ag / AgCl sur les muscles du cou du rat. </li><li> Introduire lentement la pipette dans le cerveau jusqu&#39;à la région d&#39;intérêt et de vérifier sa résistance en surveillant les chutes de tension en réponse aux mesures actuelles. Utilisez le buzz (ou zapper) touche de l&#39;amplificateur pour effacer la pipette si nécessaire. </li><li> Utilisez des cotons-tiges ou des triangles d&#39;absorption synthétiques pour sécher la craniotomie (attention à ne pas toucher le EcoG ou électrodes intracellulaires) avant de le couvrir avec un élastomère de silicone ou 4% d&#39;agarose pour réduire les mouvements du cerveau. </li><li> Abaisser la pipette dans 1 - 2 pm étapes jusqu&#39;à ce que sa résistance augmente à l&#39;approche d&#39;une cellule. Ensuite, utilisez la fonction de buzz de l&#39;amplificateur à PenetraTe dans le neurone. </li></ol> 3. Provoquer l&#39;État isoélectrique <ol><li> Effectuer le protocole expérimental approprié (par exemple, les courants de tir réponses aux injecté intracellulairement, les relations courant-tension, les réponses des stimuli sensoriels) à ce stade , tout en surveillant simultanément le potentiel de membrane du neurone, le EcoG et les variables physiologiques. </li><li> Assurez-vous que l&#39;électrode intracellulaire est stable dans la cellule en analysant la stabilité à la fois du potentiel de membrane et l&#39;action, propriétés potentielles tout au long de la session d&#39;enregistrement. Si non, ne vont pas à l&#39;étape suivante et attendre jusqu&#39;à ce que l&#39;enregistrement devienne stable à nouveau ou rechercher un autre neurone. </li><li> Injecter une dose élevée, mais infra-létale de pentobarbital de sodium (~ 90 mg / kg, peut être aussi faible que 35 mg / kg de la condition initiale du pentobarbital et jusqu&#39;à 155 mg / kg du fentanyl état initial) via la ligne IP. Remarque: Dans les 15 - 20 min intracellulaire et EcoG waveforms devrait ralentir avec des silences électriques intermittents pour atteindre transitoirement le &quot;burst-suppression» que l&#39; on appelle le profil de 37,38, qui s&#39;écroule progressivement à un état ​​isoélectrique complet. Il est prévu que le rythme cardiaque ralentit considérablement (d&#39;environ 10 - 20%) , mais la SpO 2 et EtCO 2 devrait rester relativement stable. </li><li> Si l&#39;état isoélectrique est pas atteint, l&#39;injection d&#39;une petite quantité de pentobarbital sodique (~ 10% de la dose étape 3.1). Attendez 15 min avant d&#39;ajouter plus anesthésique si l&#39;état isoélectrique est toujours pas atteint. </li><li> Répétez le protocole expérimental pour comparer l&#39;impact de la dynamique du réseau sur les propriétés d&#39;intégration du neurone enregistré. Note: Après l&#39;arrêt des injections anesthésiques, l&#39;activité électrique du cerveau devrait se rétablir complètement dans les 3 à 4 heures. </li><li> A la fin de l&#39;expérience, l&#39;injection d&#39;une dose létale de pentobarbital de sodium (200 mg / kg, IP) pour euthanasier le rat. </li></ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Nous décrivons ici une nouvelle méthode pour supprimer in vivo l&#39; activité électrique cérébrale spontanée à la fois le réseau et les niveaux cellulaires. Cette procédure conduit à un état ​​du cerveau extrême, connu sous le nom comateux isoélectrique 41. D&#39;un point de vue clinique, une telle inactivité est l&#39;anomalie électrique cérébral la plus sévère qui peut être vu sur l&#39;EEG. Elle est principalement associée à un coma irréversible, avec tous les patients soit mourants ou continue d...

En l&#39;absence de stimuli environnementaux ou des tâches comportementales, le &quot;repos&quot; cerveau génère un flux continu de l&#39;activité électrique qui peut être enregistré à partir du cuir chevelu, comme électroencéphalographiques (EEG) des ondes. Le corrélat intracellulaire de cette activité cérébrale endogène est caractérisée par des fluctuations de tension de la membrane de fond (également connu sous le nom de «bruit synaptique»), qui sont composés d&#39;une combinaison de potentiels synaptiques excitateurs et inhibiteurs qui reflètent l&#39;activité en cours des réseaux afférences 1,2. Cette activité spontanée varie en fréquence et en amplitude avec les différents états de vigilance. Elucider l&#39;impact de l&#39; activité du réseau sur l&#39;excitabilité et la réactivité des neurones individuels est l&#39; un des principaux défis des neurosciences 3,4. De nombreuses études expérimentales et informatiques ont exploré l&#39;impact fonctionnel de l&#39;activité synaptique en cours sur la propertie intégratives des neurones. Cependant, le rôle des différents paramètres neuronaux touchés par le bruit de fond synaptique reste insaisissable. Par exemple, le niveau moyen de dépolarisation de la membrane a été trouvé de manière positive ou négative 5,6 09/07 corrélée avec la capacité des entrées sensorielles pour déclencher de potentiels d&#39;action. De plus, alors que certaines études suggèrent que les fluctuations du potentiel de membrane, résultant d&#39;un courant variant de façon continue des apports synaptiques afférences, affectent fortement la réactivité des neurones isolés en modulant le gain de leur relation d&#39; entrée-sortie 3,10-13, d&#39; autres indiquent que les changements dans la conductance membranaire entrée à médiation par l&#39; inhibition shuntage sont suffisantes pour moduler le gain neuronale indépendamment de l&#39;ampleur des fluctuations des membranes 14,15. Enfin, des études récentes effectuées sur des animaux éveillés ont souligné comment le traitement de l&#39;information sensorielle unique neurone dépend essentiellement de l&#39;état de vigilance d&#39;une la demande 16,17 comportementale actuelle. Une stratégie simple pour élucider le rôle fonctionnel d&#39;un procédé donné dans un système hautement interconnectée est de déterminer son absence modifie spécifiquement le fonctionnement du système. Cette méthode a été largement utilisé dans la recherche en neurosciences, par exemple en utilisant des lésions expérimentales ou inactivation des différentes zones du cerveau 18-21, ou le blocage pharmacologique des canaux ioniques spécifiques 22,23. Notamment, il a été appliqué in vivo pour dévoiler la façon dont la connectivité réseau et la dynamique fonctionnelle affectent le calcul de la cellule unique 24-27. Cependant, à ce jour les manipulations locales destinées à bloquer la décharge des neurones et / ou de perturber leurs propriétés biophysiques de base peut être partiellement efficace et sont limitées à des volumes relativement faibles du cerveau 28. Pour surmonter ces limitations, nous avons développé une nouvelle approche expérimentale in vivo dans dele rat pour comparer les propriétés électrophysiologiques des neurones individuels enregistrés dans un état ​​du cerveau donnée, à savoir, intégrés dans un réseau particulier dynamique, à ceux obtenus après la suppression complète du cerveau toute l&#39; activité synaptique 29. Dans les conditions témoins, deux dynamiques corticales distinctes pourraient être générés. électrocorticographiques (ECoG) Les habitudes de sommeil-like ont été induites par l&#39;injection de doses modérées de pentobarbital de sodium. Alternativement, les vagues ECoG rapides de faible amplitude comparable à l&#39;activité corticale sous-jacente de l&#39;état de veille (le dessin d&#39;éveil-like) pourraient être produites par injection de fentanyl. Par la suite, tout en conservant la même EcoG et l&#39;enregistrement intracellulaire, une inactivation complète de l&#39;activité électrique du cerveau endogène a été obtenu par injection systémique d&#39;une dose élevée de pentobarbital sodique, caractérisé par EcoG isoélectrique et les activités intracellulaires. Parce que l&#39;induction d&#39;un tel coma extrême pourrait avoir CONSÉCUTIFS fatalebureaux sur les fonctions biologiques, une surveillance attentive et continue des variables physiologiques était essentielle. Par conséquent, nous avons suivi avec soin la fréquence cardiaque de battement, la concentration de CO 2 télé-expiratoire (EtCO 2), la saturation en O 2 (SpO 2) et la température du coeur du rat au cours des expériences. Nous évaluons simples propriétés des neurones au cours de ces différents états à l&#39; aide de microélectrodes pointus, qui sont particulièrement adaptés pour les enregistrements longs et stables in vivo. La procédure décrite ici, peut être combiné avec d&#39;autres approches électrophysiologiques et d&#39;imagerie et pourrait être étendu à d&#39;autres modèles animaux.

<table><tbody><tr><td>Sodium Pentobarbital</td><td>Centravet</td><td>Pentobarbital</td><td></td></tr><tr><td>Kétamine 500</td><td>Merial</td><td>Imalg&egrave ; ne 500</td><td></td></tr><tr><td>Fentanyl&nbsp ;</td><td>Janssen-Cilag</td><td>Fentanyl</td><td></td></tr><tr><td>Xylocaïne</td><td>Centravet</td><td>Xylovet</td><td></td></tr><tr><td>Gallamine triéthiodide</td><td>Sigma</td><td>G8134</td><td></td></tr><tr><td>Amplificateur ECoG</td><td>A-M Systems</td><td>Amplificateur AC, Modèle 1700</td><td></td></tr><tr><td>Amplificateur intracellulaire</td><td>Dispositifs moléculaires</td><td>Axoclamp 900A</td><td></td></tr><tr><td>Interface d’acquisition de données</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>Puissance CED 1401-3&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Logiciel d’analyse de données</td><td>Cambridge Electronic Design</td><td>Spike2 version 7</td><td></td></tr><tr><td>micromanipulateur</td><td>Scientifica</td><td>IVM-3000</td><td></td></tr><tr><td>Extracteur de capillaires</td><td>Narishige</td><td>PE-2</td><td></td></tr><tr><td>Capillaires en verre borosilicaté Appareil</td><td>Harvard</td><td>GC150F-10</td><td></td></tr><tr><td>Fil d’argent 0,125 mm (enregistrement intracellulaire)</td><td>WPI</td><td>AGT0525</td><td></td></tr><tr><td>Ag-AgCl référence</td><td>Phymep</td><td>E242</td><td></td></tr><tr><td>Fil d’argent 0,25 mm (enregistrement ECoG)</td><td>WPI</td><td>AGT1025</td><td></td></tr><tr><td>Système de respiration artificielle</td><td>Minerve</td><td>Alpha Lab</td><td></td></tr><tr><td>Surveillance des paramètres physiologiques</td><td>Digicare</td><td>LifeWindow Lite</td><td></td></tr><tr><td>Couverture chauffante</td><td>Harvard</td><td>Apparatus 507215</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux</td><td>FST</td><td>15005-08</td><td></td></tr><tr><td>Pince Dumont #5</td><td>FST</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Pince Dumont #5SF</td><td>FST</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>IP Cathéter en polyuréthane - 0.43x0.69 mm&nbsp ; &nbsp ;</td><td>Instech</td><td>BTPU-027</td><td></td></tr><tr><td>Élastomère de silicone</td><td>WPI</td><td>KWIK-CAST</td><td></td></tr><tr><td>Foret dentaire</td><td>NSK</td><td>Y1001151 et P496</td><td></td></tr><tr><td>Colle chirurgicale</td><td>3M</td><td>vetbond</td><td></td></tr></tbody></table>

induction d&#39;un etat isoélectrique cerveau chargé d&#39;enquêter sur l&#39;impact de l&#39;activité sur endogène synaptic neuronal excitabilité<em&gt; in vivo</em

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

Les informations de processus de neurones façon dépend à la fois sur leurs propriétés membranaires intrinsèques et sur la dynamique du réseau synaptique afférente. En particulier, l&#39;activité du réseau endogène généré, qui varie fortement en fonction de l&#39;état de vigilance, modulent considérablement neuronal calcul. Pour étudier comment les différentes dynamiques cérébrales spontanées impact sur ​​les propriétés d&#39; intégration des neurones simples de, nous avons développé une nouvelle stratégie expérimentale chez le rat consistant à supprimer in vivo toute l&#39; activité cérébrale au moyen d&#39;une injection systémique d&#39;une forte dose de pentobarbital de sodium. activités corticales, surveillées en permanence par électrocorticogramme combinée (EcoG) et des enregistrements intracellulaires sont progressivement ralenties, conduisant à un profil isoélectrique stable. Cet état extrême du cerveau, en mettant le rat dans un état comateux profond, a été soigneusement contrôlée en mesurant les constantes physiologiques de l&#39;animal tout au long des expériences. r intracellulairesecordings nous a permis de caractériser et de comparer les propriétés d&#39;intégration du même neurone intégré dans la dynamique corticales physiologiquement pertinents, tels que ceux rencontrés dans le cycle veille-sommeil, et quand le cerveau était entièrement silencieux.

Induire et le maintien d&#39; un état ​​du cerveau isoélectrique est délicate in vivo procédure expérimentale. Il a été prouvé être un outil puissant pour étudier directement l&#39;impact de l&#39; activité du réseau cortical sur l&#39; excitabilité neuronale et la fonction de transfert 29. La figure 1 montre la surveillance multi-paramètres, y compris EcoG et des constantes vitales, de l&#39; état ​​physiologique de l&#39;animal avant (Figure...

Cette procédure effectue de longue durée des enregistrements intracellulaires in vivo de neurones isolés au cours des états cérébraux physiologiquement pertinents et après l&#39; abolition complète des activités électriques en cours, ce qui entraîne un état ​​du cerveau isoélectrique. Les constantes physiologiques de l&#39;animal sont soigneusement surveillés pendant la transition vers l&#39;état comateux artificiel.

Induction d&#39;un Etat isoélectrique cerveau chargé d&#39;enquêter sur l&#39;impact de l&#39;activité sur Endogène Synaptic Neuronal excitabilité<em&gt; In Vivo</em

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In ...

L'objectif général de ce protocole est d'induire un état général d'inactivité cérébrale in vivo afin d'étudier les propriétés intégrées de neurones individuels en l'absence d'entrées synaptiques. La méthode que nous présentons ici peut aider à répondre à des questions clés en neurophysiologie, telles que l'évaluation de l'impact de l'activité du réseau sur le calcul cellulaire unitaire ou l'étude de la réactivité des neurones dans des états comateux. Le principal avantage de cette technique est que les propriétés neuronales peuvent être étudiées isolément, indépendamment du réseau, dans une préparation in vivo intacte.Pour commencer cette procédure, placer un rat complètement anesthésié sur une couverture chauffante. Insérer une sonde rectale dans l'animal afin de maintenir la température centrale autour de 37 degrés Celsius. Pour placer un cathéter dans la cavité péritonéale afin de faciliter l'injection ultérieure d'agents anesthésiques, raser d'abord les poils recouvrant une petite zone du quadrant inférieur droit ou gauche de l'abdomen à l'aide d'une crème dépilatoire.Après l'injection de l'anesthésique local, stérilisez le site chirurgical et pratiquez une incision de deux à trois millimètres sur la peau à l'aide de ciseaux pointus. À l'aide de ciseaux émoussés, retirez les couches de graisse et de muscle jusqu'à ce que la cavité péritonéale soit visible. Insérez ensuite environ un à deux centimètres d'un petit cathéter dans la cavité et refermez la plaie avec de la colle chirurgicale.Formez une boucle et sutures le cathéter à la peau pour le maintenir en place. Pour installer un tube trachéal afin de contrôler la ventilation pendant la respiration artificielle, rasez les poils, stérilisez le site et incisez la peau au-dessus de la trachée, juste au-dessus du manubrium. Disséquez émoussément la première couche de graisse et de muscles.Déplacez la glande salivaire sur le côté et exposez la trachée en disséquant délicatement la dernière couche musculaire. Isolez soigneusement la trachée et glissez un fil en dessous à l’aide de petites pinces. Formez ensuite un nœud chirurgical lâche avec le fil.Inciser transversalement la trachée entre deux anneaux cartilagineux. Ensuite, insérer un tube trachéal de diamètre approprié et serrer le nœud du fil afin de fixer le tube. Pour une stabilité accrue, le fil peut être fixé en outre à un point plus élevé du tube trachéal.Fermer la plaie à l’aide de points de suture ou d’agrafes chirurgicales. Ensuite, transférer l’animal dans un cadre stéréotaxique et appliquer une pommade ophtalmique pour éviter la dessiccation. Puis placer des sondes appropriées afin de surveiller ses variables physiologiques, telles que l’électrocardiogramme, la saturation en oxygène du sang et la pression en dioxyde de carbone en fin d’expiration.Ensuite, raser les cheveux sur le cuir chevelu et stériliser le site chirurgical. Réaliser une incision longitudinale de deux centimètres et réséquer les tissus conjonctifs recouvrant le crâne à l’aide d’un scalpel. Appliquer ensuite de la colle chirurgicale sur le crâne et les tissus afin de stabiliser la préparation.Ensuite, réalisez une petite craniotomie de 1,5 millimètre de diamètre au-dessus de la région d'intérêt à l'aide d'un foret dentaire. Ensuite, utilisez une paire de forceps extrafins et des ciseaux à veine pour créer délicatement un petit trou dans la dure-mère. Réservez une zone de 0,5 millimètre à l'intérieur de la trépanation crânienne afin de placer l'électrode électrocorticographique.Veillez à maintenir le cortex humide avec une solution de chlorure de sodium à 0,9 % ou du LCRa. Ensuite, placez une électrode de référence sur le muscle du cuir chevelu controlatéral, et positionnez une électrode électrocorticographique à faible impédance sur la dure-mère. Réglez le système de ventilation artificielle de manière à ce que la fréquence et le volume respiratoires soient similaires à ceux de la respiration spontanée du rat.Si toutes les variables physiologiques et les motifs électrocorticographiques sont dans les valeurs normales, injecter du triéthiodure de gallamine dans chaque membre postérieur pour paralyser l'animal. Ensuite, connecter la ventilation mécanique au tube trachéal et vérifier un gonflement adéquat de la cage thoracique des deux côtés. À cette étape, tirer une micropipette en verre avec une pointe de 0,2 micromètre et la remplir avec une solution d'acétate de potassium à deux molaire.Placez la pipette dans un support spécifique muni d'un fil en argent/chlorure d'argent afin de relier la solution de la pipette à un amplificateur intracellulaire. Ensuite, placez une électrode de référence en argent/chlorure d'argent sur les muscles du cou du rat. Placez la pipette au-dessus de la région d'intérêt.Insérez lentement la pipette dans le cerveau jusqu'à la profondeur souhaitée en utilisant le bouton de vibration de l'amplificateur pour déboucher la pipette si nécessaire. Compensez la résistance de la pipette en annulant les chutes de tension en réponse à des paliers de courant à l'aide du circuit de compensation de l'amplificateur. Ensuite, utilisez des cotons-tiges ou des triangles d'absorption synthétiques pour sécher la craniotomie, puis recouvrez-la d'élastomère de silicone ou d'agarose à 4 % afin de réduire les mouvements du cerveau.Ensuite, abaissez la pipette par paliers de un ou deux micromètres jusqu'à ce que sa résistance augmente en s'approchant d'une cellule. Utilisez la fonction de vibration de l'amplificateur pour pénétrer dans le neurone. Une fois l'enregistrement stabilisé, compensez la résistance de l'électrode en ajustant le paramètre de compensation pendant que de faibles impulsions de courant sont injectées dans le neurone.Ensuite, réalisez le protocole expérimental approprié, tel qu'une injection intracellulaire de courant pour extraire les propriétés intrinsèques du neurone ou la réalisation de stimulations sensorielles. Puis, injectez une dose élevée mais sublétale de pentobarbital de sodium par la ligne intrapéritonéale. En 15 à 20 minutes, les activités intracellulaires et électrocorticographiques doivent ralentir, avec des silences électriques intermittents atteignant transitoirement le profil dit de rafales et de suppressions, qui s'effondre progressivement vers un état isométrique complet.On s'attend à ce que la fréquence cardiaque ralentisse considérablement, mais que la SPO2 et l'EtCO2 restent relativement stables. Répétez ensuite le protocole de stimulation afin de comparer l'impact des dynamiques du réseau sur les propriétés intégratives des neurones enregistrés. Après l'arrêt des injections d'anesthésique, l'activité cérébrale électrique devrait se rétablir complètement en trois à quatre heures.Cette figure montre les activités intracellulaires spontanées et l'électrocorticogramme enregistrées dans deux conditions anesthésiques, imitant les dynamiques corticales générées de façon endogène lors des premiers stades du sommeil ou pendant l'état de veille. L'état similaire au sommeil est induit par une injection de pentobarbital de sodium, et l'état similaire à la veille par le fentanyl. Dans les deux cas, l'injection ultérieure d'une forte dose de pentobarbital de sodium entraîne une abolition complète de l'activité spontanée dans l'ECOG et les neurones enregistrés simultanément, d'où l'appellation d'état isélectrique.La suppression de l'activité synaptique en cours a entraîné une hyperpolarisation significative du potentiel de membrane neuronal. Des réponses induites par courant peuvent être générées avant et après l'induction d'un état isélectrique. Cela permet de comparer différentes activités cérébrales en fonction de la fonction de transfert entrée-sortie des neurones, exprimée comme la fréquence de décharge principale induite en réponse à des paliers de courant d'intensité croissante.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se souvenir de maintenir l'animal dans les meilleures conditions physiologiques afin d'obtenir un enregistrement de bonne qualité associé à nos dynamiques cérébrales fiables. Cette approche peut être utilisée davantage comme un modèle pour étudier la réactivité neuronale dans des états comateux profonds irréversibles ou réversibles.

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Cette vidéo montre l’enregistrement de signaux électriques provenant de neurones cérébraux uniques à l’aide d’une micropipette en verre à pointe fine et d’une configuration spécialisée. La micropipette est soigneusement insérée dans le cerveau du rat et est bourdonnante pour pénétrer dans le neurone afin d'enregistrer les signaux électriques neuronaux internes.

Enregistrement in vivo de signaux intracellulaires à partir d’un seul neurone

Des études ont montré que la stimulation transcrânienne cathodique à courant continu peut produire des effets suppressifs sur les crises résistantes aux médicaments. Dans cette étude, un dispositif expérimental in vitro a été conçu dans lequel la stimulation à courant continu et l’enregistrement en réseau multiélectrodes de l’activité convulsive ont été évalués dans la préparation de coupes de cerveau de souris. Les paramètres de stimulation en courant continu ont été évalués.

Stimulation à courant continu et multi-réseau d&#39;électrodes d&#39;enregistrement de la capture comme activité chez la souris Cerveau Slice Préparation

Nous présentons des méthodes de construction d’électrodes pour enregistrer simultanément l’activité neuronale extracellulaire et libérer plusieurs substances neuroactives au voisinage des sites d’enregistrement chez les souris éveillées. Cette technique permet l’analyse détaillée des entrées synaptiques locales présumées vers le neurone d’intérêt.

Extracellulaires enregistrement de l&#39;activité neuronale Combiné avec Microiontophoretic Application des substances neuroactifs chez la souris Awake

Dans cette étude, la méthodologie est présentée sur la façon d'effectuer des enregistrements électrophysiologiques in vivo multi-sites à partir de la voie hyperdirect sous anesthésie uréthane.

Aigu<em&gt; In vivo</em&gt; Enregistrements électrophysiologiques des potentiels de terrain locaux et activité multi-unités à partir de la voie hyperdirect dans les rats anesthésiés

Nous illustrons comment effectuer une modulation électrique et d’enregistrement de l’activité épileptiforme induite par la 4-aminopyridine dans des tranches de cerveau de rongeurs à l’aide de matrices de microélectrodes. Une chambre d’enregistrement personnalisé maintient le tissu viabilité tout au long des sessions expérimentales prolongées. Cartographie de l’électrode en direct et sélection des paires stimulants sont effectuées par une interface utilisateur graphique personnalisée.

Enregistrement et Modulation de l’activité épileptiforme dans des tranches de cerveau rongeur couplé aux baies de microélectrodes

Modèles de crise aiguë sont importantes pour étudier les mécanismes qui sous-tendent les manifestations épileptiformes. En outre, la capacité de générer des événements épileptiforme sur demande fournit une méthode très efficace pour étudier le déroulement exact des événements qui sous-tendent leur initiation. Nous décrivons ici les modèles de saisie corticale aiguë 4-aminopyridine établies dans la souris et de tissus humains.

Génération et sur demande d’Initiation dactivité Ictal aiguë de rongeurs et de tissus humains

L'audiométrie de réponse évoquée de tronc cérébral est un outil important dans la neurophysiologie clinique. De nos jours, l'audiométrie de réponse évoquée par le tronc cérébral est également appliquée dans la science fondamentale et les études précliniques impliquant des modèles d'animaux pharmacologiques et génétiques. Ici, nous fournissons une description détaillée de la façon dont les réponses auditives du tronc cérébral peuvent être enregistrées et analysées avec succès chez les souris.

Acquisition de données et analyse dans brainstem Evoked Response Audiometry In Mice

Les tranches de cerveau ex vivo peuvent être utilisées pour étudier les effets des anesthésiques volatils sur les réponses évoquées aux entrées afférentes. L’optogénétique est utilisée pour activer indépendamment les afférences thalamocorticales et corticocorticales au néocortex non primaire, et les réponses synaptiques et réseau sont modulées avec l’isoflurane.

Activation optogénétique des voies afférentes dans les tranches de cerveau et modulation des réponses par des anesthésiques volatils

Nous présentons ici un protocole décrivant la transduction virale de régions cérébrales discrètes avec des constructions optogénétiques pour permettre une caractérisation électrophysiologique spécifique des synapses dans des tranches de cerveau de rongeurs aigus.

Ex Vivo Interrogation optogénétique de la transmission synaptique à longue distance et de la plasticité du cortex préfrontal médian au cortex entorhinal latéral

Nous décrivons un protocole d’évaluation des courbes dose-réponse pour la stimulation extracrânienne en termes de mesures du champ électrique cérébral et d’un biomarqueur-flux sanguin cérébral pertinent. Étant donné que ce protocole implique la mise en place invasive d’électrodes dans le cerveau, une anesthésie générale est nécessaire, la respiration spontanée étant préférée aux respirations contrôlées.

Mise en place d’électrodes de stimulation extracrânienne et mesure du débit sanguin cérébral et des champs électriques intracrâniens chez des souris anesthésiées

Ici, nous décrivons un protocole pour induire la plasticité à long terme de l’excitabilité intrinsèque neuronale dans les neurones relais du noyau géniculé latéral dorsal maintenu dans des tranches de cerveau ex vivo.

induire une plasticité à long terme de l’excitabilité neuronale intrinsèque dans les neurones du noyau géniculé latéral dorsal

Découvrez l'induction d'un état isoélectrique cérébral chez le rat pour étudier les propriétés intrinsèques des neurones en l'absence d'entrées synaptiques. Cette méthode permet d'évaluer l'impact de l'activité réseau sur le calcul cellulaire.

Induction dun Etat isoélectrique cerveau chargé denquêter sur limpact de lactivité sur Endogène Synaptic Neuronal excitabilité In Vivo (Vidéo) | JoVE Journal

Induction d'un Etat isoélectrique cerveau chargé d'enquêter sur l'impact de l'activité sur Endogène Synaptic Neuronal excitabilité

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