Name: Un modèle microfluidique de Biomimetically respiration pulmonaire acineuse Airways (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 39 s
Description: Découvrez un modèle microfluidique à échelle réelle de l'acinus pulmonaire reproduisant la respiration physiologique. Cette technique permet d'étudier la dynamique des aérosols et le dépôt des particules pour améliorer les thérapies par inhalation.

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Ce travail a été soutenu en partie par la Commission européenne (programme FP7) par le biais d’une subvention d’intégration de carrière (PCIG09-GA-2011-293604), la Fondation israélienne des sciences (subvention n° 990/12) et le Technion Center of Excellence in Environmental Health and Exposure Science (TCEEH). La microfabrication de puces microfluidiques a été réalisée à l’unité de fabrication Micro-Nano (MNFU) du Technion et soutenue par une subvention de démarrage de l’Institut Russel Berrie de nanotechnologie (RBNI) du Technion. Les auteurs remercient Avshalom Shai pour son aide lors de la gravure ionique réactive profonde (DRIE) et Molly Mulligan et Philipp Hofemeier pour les discussions utiles.

Fabrication 1. Master <ol><li> Utiliser une gravure ionique réactive profonde (DRIE) de silicium sur isolant (SOI) plaquette pour fabriquer une plaquette de silicium maître tel que décrit dans des travaux antérieurs 32, 33. NOTE: DRIE est préférable à la norme SU-8 micro-usinage en raison des caractéristiques de rapport d&#39;aspect élevé (40 um de large et 90 um tranchées profondes). </li></ol> 2. Castings et scellement du dispositif microfluidique <ol><li> Mélanger PDMS et un agent de durcissement à un ratio de 10: 1 de poids à l&#39;intérieur d&#39;un petit récipient propre, comme un plat en plastique pesant. </li><li> Dégazer le mélange dans un dessicateur sous vide jusqu&#39;à ce que toutes les bulles d&#39;air sont éliminées. NOTE: Préparer suffisamment de PDMS pour toutes les étapes ultérieures. Ci-dessous, l&#39;acronyme &quot;PDMS&quot; se réfère toujours aux dégazés 10: 1 PDMS: mélange de durcissement agent qui a été préparé dans les étapes 2.1 et 2.2. </li><li> Verser le mélange-dégazé à une hauteur d&#39;environ 1 mm au-dessus du maître plaquette. Degas encore une fois pour au moins40 min pour éliminer toutes les bulles d&#39;air au-dessus de la plaquette et de minimiser les bulles en dessous de la plaquette. REMARQUE: Assurez-vous que la plaquette est aussi proche que possible du fond de la plaque. Si nécessaire, appuyez sur la plaquette doucement vers le bas à l&#39;aide de 2 bâtons d&#39;agitation et dégazer encore une fois. </li><li> Cuire au four à 65 ° C pendant 20 min dans un four à convection naturelle. NOTE: Après 20 min, le PDMS est durci et presque complètement durci. Alors qu&#39;un temps de cuisson plus long est possible de cuisson pendant 20 minutes, un gain de temps et améliore l&#39;adhérence de la deuxième couche en PDMS (voir ci-dessous) à la première. </li><li> Déposer la section de canon d&#39;une seringue de 2 ml en plastique en utilisant un papier de sable fin de grain pour améliorer l&#39;adhérence à PDMS. En outre, utiliser le papier de verre pour aplatir la base du corps de la seringue en plaçant le papier abrasif sur une surface plane et en faisant glisser la base du cylindre de la seringue au-dessus de celui-ci. Nettoyer la seringue avec de l&#39;air sous pression. </li><li> Placer la partie de corps de la seringue au-dessus de la première couche de PDMS avec large ouverture faisant face à la surface du PDMS, et verser une seconde couche de PDMS au-dessus du premier à une hauteur d&#39;environ 5 mm et dégazer le PDMS à nouveau dans un dessicateur. NOTE: La deuxième couche de PDMS doit être versé dans le petit récipient autour du canon, et ne doit pas entrer à l&#39;intérieur. </li><li> Cuire l&#39;ensemble de la configuration à 65 ° C pendant au moins 2 heures dans un four à convection naturelle. NOTE: Il n&#39;y a pas besoin de tenir le canon en place au cours des processus de durcissement puisque le poids des PDMS en appui contre la grande base du canon détient le canon fermement en place. </li><li> Couper à travers le moule PDMS autour de la région à motif de la tranche de maître à l&#39;aide d&#39;un scalpel. Pendant la coupe, le scalpel devrait faiblement toucher la surface de la plaquette. Ensuite, insérez délicatement un outil mince tel qu&#39;une pince de plaquette dans l&#39;encoche créée par le scalpel, et décoller les PDMS exprimés par le maître tranche. </li><li> Placez la distribution sur une surface molle recouverte d&#39;une feuille d&#39;aluminium avec le côté à motifsvers le haut (ie., le canon doit pendre du bord de la table), et percer un trou dans le PDMS à l&#39;entrée d&#39;entrée de la chambre et le canal en utilisant une biopsie poinçon 1 mm. </li><li> Enduire une lame de verre propre avec un (dégazé) 10: 1 PDMS: mélange de durcissement-agent à l&#39;aide d&#39;une tournette programmée à 3000 rpm pendant 30 secondes, et cuire pendant&gt; 1 heure à 65 ° C. Ensuite, nettoyer la lame et PDMS coulé en utilisant du ruban adhésif transparent. </li><li> Traiter la surface du moule et PDMS enduit lame de verre PDMS avec plasma O 2 (par exemple, en utilisant un dispositif de traitement corona à main) pendant 1 min, puis appuyez doucement sur ​​les surfaces ensemble et cuire au four à 65 ° C pendant la nuit (O / N) . </li></ol> 3. Remplissage de périphériques et Actuation <ol><li> Mélanger des particules de polystyrène fluorescentes de l&#39;eau en suspension avec de l&#39;eau et de glycérol dans un flacon en verre pour obtenir un (v / v) mélange 64/36 glycérol / eau avec 0,25% (poids / poids) des particules .. </li><li> Placer une goutte de la solution de glycérol au-dessus de l&#39;entrée du canal et une goutte de DI water sur l&#39;entrée de la chambre, puis placez l&#39;appareil dans un dessiccateur et vide pendant environ 5 min. NOTE: Avant de libérer l&#39;attente de vide pour les bulles qui se forment dans les gouttes de solution de glycérol et de l&#39;eau DI à la pop. Lors de la libération sous vide les liquides sont aspirés dans les vides à l&#39;intérieur de l&#39;appareil. Si l&#39; air résiduel reste à l&#39; intérieur des canaux, l&#39; éliminer en appliquant une pression externe sur les fluides (par exemple., En utilisant une seringue) et permettant à l&#39;air de diffuser dans les PDMS. </li><li> Injecter ~ 2 ml d&#39;eau DI dans la chambre supérieure (c. -à- corps de la seringue, Fig. 2b) jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit complètement rempli d&#39;eau. Puis couvrir la chambre supérieure avec une pointe de seringue émoussée de calibre 19, couper la pointe d&#39;un autre bout de la seringue de calibre 19 émoussée et insérez cette astuce à l&#39;entrée de la chambre de côté. Connecter les deux embouts de seringue à une seringue de 1 ml par tube mince de Teflon et un connecteur en forme de T. REMARQUE: Assurez-vous que la seringue de 1 ml, tube en Téflon, connecteur en T et la chambre supérieure (2 ml seringue barrel) sont tous remplis avec de l&#39;eau sans bulles. Ceci peut être obtenu en ouvrant les points de connexion, en poussant l&#39;eau à travers les sections vides du tube et reconnecter les points de connexion. </li><li> Connectez la seringue de 1 ml à une pompe de seringue pré-programmé pour imiter par exemple un cycle calme respiration marémotrice (avec une période de T = 4 sec) construit des rampes linéaires, à savoir, de zéro à 1,8 ml / min à 1 sec, à partir de 1,8 ml / min à -1,8 ml / min à 2 sec et de -1,8 ml / min à zéro en 1 sec. </li></ol> 4. flux expériences de visualisation: Micro-particules vélocimétrie par image (μPIV) <ol><li> Alors que le dispositif est actionné, obtenir une série de 9 - 12 à verrouillage de phase, des images à double trame du flux de particules ensemencées en utilisant un micro-particules d&#39;image velocimetry système (μPIV) constitué par exemple d&#39;une double exposition CCD de cadre multiple appareil photo (par exemple., 1600 × 1200 pixels pour atteindre une résolution suffisante), une double pulsée laser Nd-YAG (longueur d&#39;onde: 532 nm, la production d&#39;énergie 400 mJ, la durée de l&#39;impulsion: 4 nsec), et un microscope inversé. REMARQUE: Un tel système est capable d&#39;obtenir des paires de trames avec un décalage de temps de jusqu&#39;à quelques microsecondes entre les première et seconde trames. Pour obtenir des images à double cadre à verrouillage de phase, il est utile d&#39;acquérir une double série de trame à , par exemple., 10 Hz (paires de châssis sont séparés par 0.1 sec les uns des autres). Ensuite, les données peuvent être réorganisés de telle sorte que toutes les paires de châssis qui sont séparés par un temps de cycle complet (ici T = 4 sec) forment une nouvelle série chronologique. L&#39; acquisition des images doit être répété plusieurs fois tout en modifiant le temps de latence entre les premier et second cadres de chaque paire de châssis (ie., 100 microsecondes à 0,1 sec) pour résoudre les différentes zones d&#39;écoulement à l&#39; intérieur de la cavité alvéolaire. Remarque: les configurations alternatives en ce qui concerne les meilleures combinaisons de systèmes d&#39;acquisition d&#39;image (. -À- dire, l&#39; appareil photo) et éclairage sources (c. -à- lasers) à l&#39; image telsmicroflux sont également disponibles 34, 35. </li><li> Utiliser un algorithme de somme de corrélation pour calculer les vecteurs de vitesse des cartes à verrouillage de phase du champ d&#39;écoulement résultant de la série d&#39;images pour chaque décalage dans le temps utilisé. Répéter cette opération plusieurs fois avec des temps de latence variant entre les première et seconde trames dans chaque paire d&#39;images pour résoudre les différentes zones d&#39;écoulement à l&#39;intérieur de la cavité alvéolaire. Ensuite, utilisez un programme d&#39;analyse de données pour assembler les cartes de flux individuels dans une carte complète et de haute-détaillée des modèles d&#39;écoulement en faisant la moyenne des points de données qui se chevauchent 33. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

<html> Une caractéristique essentielle de la plate-forme acineuses microfluidique présentée ici est sa capacité à reproduire les mouvements de respiration physiologiquement réalistes qui donnent lieu à des profils et des vitesses d&#39;écoulement physiologiques dans les conduits acineuses et dans les alvéoles. Etant donné que les canaux microfluidiques sont fabriqués avec un taux relativement faible d&#39;aspect (ie., W j / h ≈ 3,9, où w j est la...

Une quantification détaillée de la dynamique des flux respiratoires dans la partie distale, les régions alvéolaires des poumons est primordiale dans la compréhension de flux d&#39; air dans le mélange acinus pulmonaire et prédire le sort des aérosols inhalés dans le plus profond des voies respiratoires 1-3. Ce dernier aspect est particulièrement préoccupant lorsque traiter d&#39;une part les risques de particules de polluants inhalés ou inversement dans la recherche de nouvelles stratégies pour améliorer et ciblée délivrance de médicaments thérapeutiques inhalés à des sites localisés du poumon 4, 5, ainsi que pour l&#39; administration systémique. À ce jour, les flux respiratoires dans les régions acineuses pulmonaires profondes ont été généralement étudiés in silico en utilisant la dynamique des fluides computationnelle (CFD) ou alternativement in vitro avec des modèles expérimentaux échelle-up suivants hydrodynamique similitude correspondant. Au cours des dernières décennies, les méthodes CFD ont été de plus en plus appliquée pour étudier les phénomènes d&#39;écoulement acineuses, de single modèles alvéolaires 6, 7 et alvéolaires conduits 8-12 au plus élaboré dans les modèles silico qui capturent anatomiquement réalistes structures d&#39;arbres acineuses avec plusieurs générations de conduits alvéolaires et jusqu&#39;à plusieurs centaines de alvéolaires individuels 13-15. Ensemble, les efforts numériques ont joué un rôle essentiel à faire la lumière sur le rôle et l&#39;influence du mouvement de la paroi lors de la respiration des mouvements sur les motifs qui a suivi acineuses de flux d&#39;air. En l&#39;absence de mouvement respiratoire, statique alvéole fonction recirculation circule dans leurs cavités qui présentent aucun échange d&#39;air entre le conduit acineuses et l&#39;alvéole 6, 7 convective; en d&#39;autres termes, les flux alvéolaires seraient entièrement isolés des flux dans les arbres acineuses et l&#39;échange d&#39;air se traduirait uniquement à partir des mécanismes de diffusion. Avec l&#39;existence d&#39;extensions cycliques du domaine alvéolaire, cependant, les topologies de flux alvéolaires sont considérablement modifiés et le resulting modèles d&#39;écoulement à l&#39; intérieur des alvéoles sont intimement liés à l&#39;emplacement d&#39;un alvéole le long de l&#39;arbre acineuse (par ex., proximale par rapport à des générations distales). En particulier, il a été émis l&#39;hypothèse dans les simulations que les modèles de flux alvéolaires sont fortement influencés par le rapport alvéolaire canalaire des débits tels que les générations proximales de l&#39;arbre acineuses pulmonaire, où ce ratio est relativement importante suivant la conservation de masse à travers une structure arborescente, fonction recirculation complexe circule à l&#39;intérieur des cavités alvéolaires avec pathlines fluides irréversibles. Avec chaque génération acineuses plus profond, le rapport alvéolaire des débits canalaires diminue progressivement de sorte que les générations acineuses distales présentent des lignes de courant radiales comme qui rappellent inflations simples et dégonflage d&#39;un ballon. Avec les progrès dans les modalités modernes d&#39;imagerie, les données d&#39;imagerie du poumon 16, 17 des rongeurs, y compris le rat et la souris, ont donné lieu à une partie de la première simul CFDations des flux acineuses anatomiquement reconstruits dans les alvéoles reconstruites. En dépit de ces progrès prometteurs, ces études récentes sont encore limitées pour traiter les phénomènes d&#39;écoulement d&#39;air dans des sacs alvéolaires terminaux seulement 18, 19 ou quelques alvéoles entourant un seul conduit 20. En conséquence, les enquêtes sur les phénomènes d&#39;écoulement respiratoires dans les acinus state-of-the-art restent dominées par des études portant sur ​​des géométries génériques anatomiquement inspirées de l&#39;environnement acineuses 2. Du côté expérimental, diverses configurations comportant une voie aérienne avec un ou plusieurs alvéoles ont été développés au cours des années 21-24. Pourtant, il existe pas de modèles expérimentaux de bifurquant voies respiratoires alvéolaires qui sont capables de mimer la respiration physiologique par dilatation et de contraction de façon respiratoire-like. Compte tenu de l&#39;absence de plates-formes expérimentales attrayantes à portée de main, l&#39;étude des phénomènes de transport acineuses reste limitée en ce qui concerne validating Etudes de calcul et critique, il reste un manque de données expérimentales disponibles. . Au cours des dernières années, Ma et al (2009) ont construit un modèle à parois rigides à échelle d&#39;un acinus composé de trois générations acineuses; Cependant, le manque de mouvement de la paroi dans ce modèle limité sa capacité à capturer des modèles de flux alvéolaires réalistes dans des conditions de respiration. D&#39; autres expériences échelle-up , y compris un modèle de paroi mobile basée sur des données anatomiques de fonte réplique ont été récemment mis en place 25; cependant, puisque le modèle ne capturé les deux dernières générations acineuses (ie., les sacs terminaux), il n&#39;a pas réussi à capter les flux de recirculation complexes qui caractérisent les générations acineuses plus proximales. Ces derniers exemples d&#39;expériences à échelle jusqu&#39;à soulignent en outre les limitations en cours avec de telles approches. Plus précisément, aucune expérience existante a ainsi mis en évidence la transition loin émis l&#39;hypothèse de remise en circulation des flux radiaux le long del&#39;acinus et ainsi confirmer les prédictions numériques de topologies de flux hypothétiques d&#39;exister dans de vrais arbres acineuses pulmonaires 7, 15. Peut-être plus important encore , des expériences à échelle-up sont extrêmement limitées dans les enquêtes par inhalation des particules de transport et de dépôt dynamique 26 en raison de difficultés à faire correspondre tous les non pertinents les paramètres de dimension (par ex., la diffusion des particules, un mécanisme de transport critique pour les particules submicroniques, est complètement négligé). Avec des défis expérimentaux en cours, de nouvelles plates-formes expérimentales qui permettent des enquêtes sur des voies respiratoires des flux d&#39;air et la dynamique des particules dans les murs mobiles complexes réseaux acineuses sont recherchés. Ici, anatomiquement inspiration dans le modèle acineuses vitro est introduit. Cette acineuses pulmonaire imite la plate - forme microfluidique coule directement à l&#39;échelle du acineuses représentant, et élargit la gamme croissante de modèles microfluidiques pulmonaires 27, y compris le liquide bronchique plug-flows 28-30 et la barrière alvéolo-capillaire 31. A savoir, les caractéristiques de la conception actuelle de cinq générations alvéolée arbre des voies aériennes simplifiée cycliquement en expansion et les murs, où les mouvements cycliques sont atteints par la pression de contrôle à l&#39;intérieur d&#39;une chambre d&#39;eau qui entoure les PDMS minces parois latérales et où la paroi supérieure est déformée par une eau supplémentaire contractante chambre assis directement au-dessus de la structure acineuse. A la différence des dispositifs microfluidiques multicouches communs, cette chambre est simplement formée en intégrant la section cylindrique d&#39;une seringue à l&#39;intérieur du dispositif de PDMS, et ne nécessite pas de préparation d&#39;un moule PDMS supplémentaire. L&#39;approche présentée ici miniaturisé offre un moyen simple et polyvalent pour la reproduction de structures acineuses compliquées avec des parois mobiles par rapport aux modèles à échelle jusqu&#39;à tout en capturant les caractéristiques sous-jacentes de l&#39;environnement de flux de acineuses. Cette plate-forme peut être utilisée pour flow la visualisation en utilisant des particules de liquide en suspension à l&#39;intérieur des voies respiratoires (voir résultats représentatifs ci-dessous). Dans un proche avenir, le modèle sera utilisé avec les particules en suspension pour l&#39;étude de la dynamique des particules acineuses inhalés.

<table><tbody><tr><td>Polydiméthylsiloxane (PDMS) et agent de durcissement</td><td>Dow Corning</td><td>(240)4019862</td><td>Sylgard&reg ; 184 Kit d’élastomère de silicone</td></tr><tr><td>Plastipak Seringue de 2 ml</td><td>BD</td><td>300185</td><td></td></tr><tr><td>Norm-Ject Luer slip Seringue de 1 ml</td><td>Henke Sass Wolf </td><td>4010-200V0</td><td></td></tr><tr><td>Poinçon de biopsie de 1 mm</td><td>Kai Medical</td><td>BP-10F</td><td></td></tr><tr><td>Laboratoire Corona Treater</td><td>Produits Electro-Technic</td><td>BD-20AC</td><td></td></tr><tr><td>PHD Ultra Pompe à seringue</td><td>Appareil de Harvard</td><td>703006</td><td></td></tr><tr><td>Particules fluorescentes rqueuses rouges teintées</td><td>Thermo-Scientific</td><td></td><td>Non catallogisé 0,86 & micro ; Des billes de</td></tr><tr><td>glycérine ont été utilisées, Glycérine, AR</td>, <td>Gadot</td>, <td>830131320</td><td></td></tr><tr><td>FlowMaster, MITAS, une vélocimétrie par image de microparticules (&micro ; PIV) </td><td>LaVision</td><td>1108630</td><td></td></tr></tbody></table>

un modèle microfluidique de biomimetically respiration pulmonaire acineuse airways

A Microfluidic Model of Biomimetically Breathing Pulmonary Acinar Airways

Quantifier caractéristiques d&#39;écoulement des voies respiratoires dans les profondeurs acineuses pulmonaires et leur influence sur le transport des aérosols inhalés est essentielle à l&#39;optimisation des techniques drogues par inhalation, ainsi que la prédiction des modèles de dépôt des particules en suspension potentiellement toxiques dans les alvéoles pulmonaires. Ici, les techniques soft-lithographie sont utilisées pour fabriquer des structures des voies respiratoires complexes acineuses-like à la longueur des échelles anatomiques véridiques qui reproduisent les phénomènes d&#39;écoulement acineuses physiologiques dans un système optique accessible. Le dispositif microfluidique dispose de 5 générations de bifurquant conduits alvéolaires avec expansion périodiquement et parois contractantes. l&#39;actionnement de paroi est réalisée en modifiant la pression à l&#39;intérieur des chambres remplies d&#39;eau entourant les minces PDMS canal acineuses parois à la fois sur les côtés et le dessus de l&#39;appareil. Contrairement aux dispositifs microfluidiques multicouches communes, où l&#39;empilement de plusieurs PDMS moules est nécessaire, une méthode simple est présentée pour fabriquer la partie supérieurechambre en intégrant la section de canon d&#39;une seringue dans le moule PDMS. Cette configuration microfluidique roman offre des mouvements de respiration physiologiques qui à leur tour donnent lieu à acineuses air-flux caractéristiques. Dans l&#39;étude actuelle, micro particules d&#39;image vélocimétrie (μPIV) avec des particules liquides en suspension a été utilisée pour quantifier tels flux d&#39;air sur la base hydrodynamique similitude correspondant. Le bon accord entre les résultats μPIV et les phénomènes d&#39;écoulement acineuses attendus suggèrent que la plate - forme microfluidique peut servir dans un proche avenir comme attrayant outil vitro pour étudier le transport des particules représentant directement dans l&#39; air et le dépôt dans les régions acineuses des poumons.

Conception assistée par ordinateur (CAO) et microscope images de la plate - forme in vitro en acineuses sont présentés sur la Fig. 1. Le modèle acineuses biomimétique dispose de cinq générations de ramification des canaux rectangulaires bordées de cavités cylindriques alvéolaires de type (Fig. 1). Ici, les générations de modèles sont numérotés de génération 1 (pour la génération la plus proximale) de génération 5 (pour la génération la plus distale). A noter que seule l&#39;ent...

La lithographie douce a été utilisée pour produire un modèle représentatif à l’échelle réelle des voies respiratoires alvéolées pulmonaires qui se dilatent et se contractent périodiquement, imitant le mouvement physiologique de la respiration. Cette plate-forme recrée les flux acineux respiratoires sur une puce et devrait faciliter l’étude expérimentale de la dynamique des aérosols inhalés et du dépôt dans l’acinus pulmonaire.

Un modèle microfluidique de Biomimetically respiration pulmonaire acineuse Airways

Quantifying respiratory flow characteristics in the pulmonary acinar depths and how they influence inhaled aerosol transport is critical towards ...

Le but général de ce système modèle est de reproduire la géométrie et le mouvement respiratoire de l’acinus pulmonaire afin d’étudier les profils d’écoulement de l’air acinaire et les trajectoires des micro-particules aéroportées. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des phénomènes de transport acinaire, telles que les effets de la gravité, du médicament et de la diffusion sur les résultats de dépôt des particules.Le principal avantage de cette technique est que les expériences sont réalisées dans un modèle à échelle un-à-un plutôt que dans un modèle agrandi. Cela permet une observation précise du mouvement brownien des particules. Les implications de cette technique s'étendent à la thérapie par inhalation, car une meilleure compréhension du dépôt de médicaments aérosolisés peut être obtenue.Pour commencer, utilisez une gravure ionique réactive profonde d'une plaquette de silicium sur isolant afin de fabriquer une plaquette maîtresse en silicium comme décrit précédemment. Ensuite, mélangez le PDMS et l'agent de réticulation selon un rapport pondéral de dix pour un dans un petit récipient propre. Débarrassez le mélange des bulles d'air en le plaçant sous vide dans un dessiccateur jusqu'à disparition complète des bulles d'air.Placer la plaquette maîtresse dans une boîte de Pétri et verser le mélange de PDMS dégazé à une hauteur d'environ un millimètre au-dessus de la plaquette maîtresse. Dégazer une nouvelle fois le PDMS versé pendant au moins 40 minutes, jusqu'à ce que toutes les bulles d'air soient éliminées au-dessus de la plaquette et que les bulles situées sous la plaquette soient réduites au minimum. Veiller à ce que la plaquette soit aussi proche que possible du fond de la boîte.Si nécessaire, appuyez doucement la tranche sur le fond à l'aide de deux bâtonnets d'agitation et dégazez à nouveau. Ensuite, faites cuire le PDMS à 65 degrés Celsius pendant 20 minutes dans un four à convection naturelle. Pendant la cuisson du PDMS, limez la section cylindrique d'une seringue en plastique de deux millilitres à l'aide d'un papier de verre fin afin d'améliorer son adhérence au PDMS.En outre, utilisez du papier de verre pour aplanir la base du corps de la seringue en plaçant le papier de verre sur une surface plane et en faisant glisser la base du corps de la seringue dessus. Nettoyez tous les débris de la seringue à l’aide d’air comprimé. Ensuite, placez la section du corps de la seringue sur la première couche de PDMS, l’ouverture large tournée vers la surface du PDMS.Verser une seconde couche de PDMS sur la première, jusqu'à une hauteur d'environ cinq millimètres, tout en veillant à ce que le PDMS n'entre pas dans le corps de la seringue. Ensuite, dégazer à nouveau le PDMS. Faire cuire l'ensemble pendant au moins deux heures à 65 degrés Celsius dans un four à convection naturelle afin de durcir le PDMS.Découper le moule en PDMS autour de la région structurée du wafer maître à l’aide d’un scalpel. Pendant la découpe, la lame du scalpel doit effleurer légèrement la surface du wafer. Ensuite, insérer délicatement un outil fin, tel que des pinces à wafer, dans l’entaille créée par le scalpel, puis décoller doucement la pièce en PDMS du wafer maître.Placez la empreinte sur une surface souple recouverte de feuille d'aluminium, de manière à ce que le côté structuré soit orienté vers le haut, puis percez un trou dans le PDMS au niveau de l'entrée de la chambre et de l'entrée du canal à l'aide d'un poinçon de biopsie d'un millimètre. Ensuite, ajoutez un peu de PDMS contenant l'agent de réticulation sur une lame de verre propre et appliquez une couche mince par centrifugation à 3 000 tr/min pendant 30 secondes. Puis, faites cuire la lame à 65 degrés Celsius pendant au moins une heure.Nettoyez la lame et la pièce en PDMS à l’aide de ruban adhésif. Traitez les surfaces de la lame de verre revêtue et du PDMS moulé avec un plasma d’oxygène en utilisant un appareil de traitement par couronne. Remarquez que chaque surface doit être traitée pendant au moins une minute.Ensuite, appuyez doucement les surfaces l'une contre l'autre et faites cuire toute la nuit à 65 degrés Celsius. Mélangez dans un flacon en verre des particules de polystyrène fluorescentes en suspension dans l'eau avec de l'eau et du glycérol afin d'obtenir un rapport volumique de 64 à 36 de glycérol par rapport à l'eau contenant 0,25 % de particules en poids. Ensuite, déposez une goutte de la solution de glycérol sur l'entrée du canal et une goutte d'eau désionisée sur l'entrée de la chambre.Ensuite, placez l'appareil à l'intérieur d'un dessiccateur et appliquez un vide pendant environ cinq minutes. Avant de relâcher le vide, attendez que les bulles formées dans les gouttes de solution de glycérine et d'eau désionisée disparaissent. Lors de la suppression du vide, les liquides sont aspirés dans les vides à l'intérieur du dispositif.Si de l'air résiduel subsiste à l'intérieur des canaux, éliminez-le en appliquant une pression externe sur les fluides à l'aide d'une seringue et en permettant à l'air de diffuser dans le PDMS. Ensuite, injectez environ deux millimètres d'eau déionisée dans la chambre supérieure jusqu'à ce qu'elle soit complètement remplie d'eau. Puis, recouvrez la chambre avec une pointe de seringue émoussée de calibre 19.Coupez l'extrémité d'une autre seringue émoussée de calibre 19 et insérez cette extrémité dans l'orifice latéral de la chambre. Reliez les deux extrémités de seringue à une seringue d'un millilitre à l'aide d'un tube en téflon fin et d'un raccord en forme de T. Veillez à ce que la seringue d'un millilitre, le tube en téflon, le raccord en forme de T et la chambre supérieure soient entièrement remplis d'eau, sans aucune bulle d'air.Ensuite, connectez la seringue d'un millilitre à une pompe à seringue et programmez-la pour imiter un cycle respiratoire calme, comme décrit dans le protocole textuel accompagnant. Afin d'obtenir des images de symétrie des micro-particules, placez l'appareil sur la platine d'un microscope inversé. Ensuite, allumez le laser Nd:YAG à double impulsion et lancez le logiciel d'analyse d'images sur l'ordinateur.Pendant que le dispositif est actionné, acquérez une série de neuf à douze images doubles à verrouillage de phase de l'écoulement semé de particules, à l'aide d'un système de vélocimétrie par images de micro-particules conformément aux spécifications du fabricant. Pour obtenir des images doubles à verrouillage de phase, enregistrez une série d'images doubles à 10 hertz. Ensuite, réorganisez les données de sorte que toutes les paires d'images séparées par un temps de cycle complet forment une nouvelle série temporelle.Utilisez l'algorithme de somme de corrélation pour calculer la carte vectorielle de vitesse verrouillée en phase, afin d'obtenir le champ d'écoulement résultant à partir de la série d'images. Répétez ce processus plusieurs fois avec des temps de décalage variables entre la première et la seconde image de chaque paire d'images afin de résoudre différentes régions d'écoulement à l'intérieur de la cavité alvéolaire. Ensuite, utilisez un programme d'analyse de données pour assembler les cartes d'écoulement individuelles en une carte complète et très détaillée des motifs d'écoulement, en moyennant les points de données superposés.Une caractéristique essentielle de la plateforme microfluidique acinaire présentée ici est sa capacité à reproduire des mouvements respiratoires physiologiquement réalistes, qui engendrent des profils d'écoulement et des vitesses physiologiques dans les canaux acinaires et au sein des alvéoles. Les profils de vitesse d'écoulement mesurés sur la largeur des canaux montrent une diminution régulière des débits en direction des générations acinaires plus profondes. Les profils d'écoulement près et à l'intérieur des cavités alvéolaires indiquent que l'amplitude de l'écoulement diminue fortement le long de l'ouverture des alvéoles.Entraine des vitesses d'écoulement deux à trois ordres de grandeur plus lentes à l'intérieur des alvéoles par rapport aux conduits. En outre, les profils d'écoulement varient considérablement avec l'augmentation de la génération acinaire. Alors que la première génération présente une zone de recirculation, qui coïncide approximativement avec le centre des alvéoles, la troisième génération est caractérisée par une zone de recirculation décalée vers le côté proximal des alvéoles, avec un profil de lignes de courant plus ouvert.Enfin, des lignes d'écoulement radiales sans zone de recirculation sont observées dans la cinquième génération du dispositif. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en quelques heures si elle est correctement effectuée. Après avoir suivi cette procédure, qui permet la visualisation de l'écoulement dans des géométries acinaires, la plateforme peut être utilisée pour suivre des particules aéroportées individuelles afin d'explorer la dynamique et la position des particules inhalées.

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