Name: Imagerie fibres sérotoninergiques dans la moelle épinière de souris Utilisation du CLARITY / Technique CUBIC (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-02-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 54 s
Description: Découvrez l'imagerie 3D des fibres sérotoninergiques dans la moelle épinière de souris par CLARITY/CUBIC. Cette méthode révèle la distribution spatiale des fibres in situ, surpassant l'histologie traditionnelle pour l'étude de la neuroanatomie et de la perception de la douleur.

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Ce travail a été soutenu par le Centre d’excellence du Conseil australien de la recherche pour la fonction cérébrale intégrative (ARC Centre Grant CE140100007), une subvention de projet NHMRC (#1086643). Le professeur George Paxinos est soutenu par une subvention Senior Principal Research Fellow NHMRC (#1043626).

Déclaration éthique: Toutes les procédures impliquant des sujets animaux suivent les directives du Comité des soins aux animaux et de l&#39;éthique (ACEC) à l&#39;Université de Nouvelle-Galles du Sud (le nombre AFIC approuvé est 14 / 94A). 1. Préparation du cordon spinal de souris transparent <ol><li> Préparation de Ice Cold Hydrogel Solution <ol><li> Préparation d&#39;une solution de paraformaldéhyde à 16% (PFA) <ol><li> Ajouter 16 g de paraformaldéhyde poudre dans 70 ml-pré réchauffé l&#39;eau distillée (50-55 ° C) et agiter sur un agitateur magnétique chauffé jusqu&#39;à ce que le paraformaldéhyde est dissous. Remarque: Ne laissez pas la solution à la chaleur supérieure à 55 ° C et être conscient que paraformaldéhyde est toxique. </li><li> Transférer la solution de paraformaldéhyde à un cylindre et d&#39;ajouter de l&#39;eau distillée jusqu&#39;à 100 ml. Refroidir la solution de paraformaldehyde en utilisant un C réfrigérateur 4 °. </li></ol></li><li> Dissoudre 125 mg VA-044 initiateur dans 26,25 ml d&#39;eau distillée et refroidir la solution dans un 4° C réfrigérateur. </li><li> Laisser refroidir 5 ml de solution d&#39;acrylamide (40%), 1,25 ml de solution de bis (2%) (ATTENTION: Bis et des solutions d&#39;acrylamide sont toxiques, peuvent induire des anomalies génétiques ou de cancer), 5 ml 10x PBS, 12,5 ml 16% solution PFA, et solution d&#39;initiateur VA-044 sur la glace. </li><li> Mélanger les solutions ci-dessus sur la glace. Remarque: le volume total est de 50 ml. </li></ol></li><li> Perfusion et Collection de la moelle épinière de souris <ol><li> Anesthésier une souris avec une injection intraperitoneale de kétamine (80 mg / kg) et xyzaline (5 mg / kg) dilué dans 0,9% de solution saline normale. La posologie pour les souris peut être inférieur à celui des rats. </li><li> Sur une surface plastique appropriée dans une hotte, fixer les membres de la souris à partir du corps (ruban adhésif est efficace) une fois que la souris ne répond pas à une pincée de sa peau du pied. </li><li> Couper la peau de la souris sur la poitrine, puis la poitrine osseuse pour exposer le cœur avec une paire de ciseaux. </li><li> En utilisant une pompe péristaltique, avec une aiguille 25 G fixée à the extrémité du tube, insérer l&#39;aiguille dans le ventricule gauche du cœur, snip l&#39;oreillette droite pour créer un point pour le sang de sortie et puis commencer à laver avec 40 ml de 0,9% de solution saline normale un taux d&#39;environ 10 ml / min. </li><li> Une fois terminé, perfuser la souris avec 35 ml de glace solution d&#39;hydrogel froid. Remarque: perfuser à une vitesse de 10 ml / min pour éviter le gonflement du tissu nerveux. </li><li> Inciser la peau sur le dos avec une lame, puis retirez les muscles à côté du vertébré. Après avoir coupé les arcs vertébraux d&#39;un côté et en les retournant de l&#39;autre côté, prendre la moelle épinière de la colonne vertébrale d&#39;une amende de ciseaux. </li></ol></li><li> Effacement de la moelle épinière de souris <ol><li> Placer la moelle épinière dans 15 ml de solution d&#39;hydrogel pendant une nuit à 4 ° C. </li><li> Prélever 10 ml de la solution d&#39;hydrogel et verser le reste de la solution avec les segments de la moelle épinière dans un tube de 5 ml. Remplir le tube 5 ml de la solution d&#39;hydrogel jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit complètement rempli. </li><li> Tendez un petit morceau de parafilm sur le dessus du tube de 5 ml, puis les envelopper parafilm autour du col du tube. Remarque: Vérifiez que les contacts de parafilm la solution d&#39;hydrogel et il n&#39;y a pas de bulles entre la solution d&#39;hydrogel et le parafilm. </li><li> Mettre le tube de 5 ml dans un 37 &#160; Four ° C pendant une nuit. Observer la solution d&#39;hydrogel jusqu&#39;à ce qu&#39;il devienne un gel. </li><li> Prenez le tube de 5 ml sortie du four et retirer le gel du tube avec une clé (comme un 1 ml pointe de la pipette pelleté). Retirer le gel du tissu de la moelle épinière en collant le tissu grossier pour le gel, puis prendre le tissu grossier de suite (le gel va coller au tissu et sera donc éliminé par le tissu). </li><li> Après avoir enlevé le gel du tissu de la moelle épinière, la moelle épinière laver 4 fois avec 1 x PBS (pH 7,4) pendant 24 heures sur un agitateur. </li><li> Préparer la solution de compensation CUBIQUE en dissolvant 3,85 g d&#39;urée et 3,85 g de N, N, N &#39;, N&#39;-tétrakis (2-hydroxypropyl) ethylenediamine dans 5,38 ml d&#39;eau distillée. Note: Un agitateur à chaud est utilisé. Ajouter 2,31 g de polyéthylène glycol éther mono-p-isooctylphényle / Triton X-100 à la solution une fois qu&#39;il est clair et se refroidit à la température ambiante. Note: 10 g de ces trois produits chimiques sont pour une souris. </li><li> Couper la moelle épinière de souris coronale dans 2-3 mm de long segments avec une lame de rasoir et les mettre dans 5 ml de la solution de compensation CUBIC ci-dessus. Placer sur un agitateur dans le four à 37 ° C &#160; ° C pendant 3 jours. </li><li> Trois jours plus tard, changer la solution de compensation à une nouvelle. Note: la solution ci-dessus est préparée avant utilisation. </li><li> Deux à trois jours plus tard, après avoir rafraîchi la solution de compensation CUBIC, vérifier la transparence du tissu contre un papier avec les polices 8 lettres. Si elle est transparente, les lettres peuvent être vus à travers le tissu effacé. Retirer la solution de compensation et ajouter 4 ml de PBST (0,1% de Triton-X100) pour laver le tissu 4 fois par jour (toutes les 6 heures). </li></ol></li></ol><ol><li> Incuber les segments de la moelle épinière dans la solution d&#39;anticorps primaire (anti-sérotonine, élevé chez le lapin, dilué à 1: 100 dans PBST) pendant 3 jours sur un agitateur dans un four à 37 °. </li><li> Enlever la solution d&#39;anticorps et ajoute 4 ml de PBST (0,1% de Triton-X100) pour laver les segments de la moelle épinière 4 fois par jour (toutes les 6 heures) dans un four à 37 ° C. </li><li> Retirer la solution de PBST et on ajoute la solution d&#39;anticorps secondaire (chèvre conjugué 594 IgG anti-lapin, dilué à 1: 100 dans PBST) à incuber le tissu pendant 3 jours sur un agitateur dans un four à 37 °. </li><li> On élimine la solution d&#39;anticorps secondaire et ajoute 4 ml de PBST pour laver les segments de la moelle épinière 4 fois par jour (toutes les 6 heures) sur un agitateur dans un four à 37 °. Le lendemain, le tissu est prêt pour l&#39;imagerie. </li></ol> 3. Imaging <ol><li> Enlever la solution PBST et on ajoute 4 ml de 85% de glycerol pour rendre l&#39;indice de réfraction du tissu même. </li><li&gt; Vérifier la clarté du tissu. Une fois qu&#39;il est clair dans environ 1 h, mettre le tissu sur une grande mince lame, de verre qui convient le cadre de maintien de la multi-photo microscope à fluorescence. </li><li> Mettre quelques gouttes de 85% de glycerol à côté du tissu de la moelle épinière et Coverslip avec une lamelle en verre de 22 x 50 mm 2. Remarque: L&#39;orientation de la moelle épinière décide comment l&#39;image ressemble. </li><li> Mettez la lame de verre sur le cadre de maintien de la multi-photons microscope à fluorescence et déplacer le tissu dans la voie de la lumière. </li><li> Choisissez Helium Neon ligne laser 594 nm et d&#39;ajuster l&#39;intensité du laser au niveau optimal en vérifiant la luminosité du signal positif dans l&#39;image en direct. </li><li> Sélectionnez la zone de balayage du tissu de la moelle épinière en utilisant l&#39;objectif 20X (dans l&#39;eau, NA 0,7) et se préparer à créer un z-stack, et la profondeur de chaque étape fixé à 3 pm. </li><li> Balayer le tissu à partir du haut vers le bas de la pile z 20X sous la objective puis objectif 63X (dans l&#39;huile, 1,4 NA) (taille de l&#39;étape 1 a été um), respectivement. Reconstruire vidéos 3D à l&#39; aide d&#39; un logiciel 3D 28. </li></ol>

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le protocole décrit montre comment l&#39;image des fibres sérotoninergiques dans la moelle épinière de souris avec le CLARITY combinés et techniques CUBES. Elle introduit un processus de compensation plus rapide par rapport au protocole de compensation passive développée par Cheung et al. 14 et Tomer et al. 15 et permet le tissu de la moelle épinière à être bien pris en charge par l&#39;hydrogel lors de la compensation. Une étape importante lors de la ...

Les projections supraspinales sont responsables de la modulation de divers comportements tels que la perception de la douleur. L’une des projections porteuses d’informations nociceptives contient des fibres sérotoninergiques, qui proviennent du raphé du cerveau postérieur et des noyaux réticulaires adjacents1,2. Des études physiologiques et pharmacologiques ont démontré une libération accrue de sérotonine dans la corne dorsale de la moelle épinière après stimulation électrique des noyaux du raphé dans le cerveau postérieur3-5. Chez le rat et l’opossum, les fibres raphéspinales sérotoninergiques ont des terminaisons denses, non seulement dans la corne dorsale6-8, mais aussi dans la zone intermédiaire7,9,10, la corne ventrale7,11 et même la lame 1012,13. Il n’y a pas d’études similaires chez la souris. La présente étude visait à cartographier le schéma de terminaison des fibres sérotoninergiques provenant des noyaux du raphé du cerveau postérieur et de leurs noyaux réticulaires adjacents dans la moelle épinière de souris en utilisant la méthode CLARITY14 récemment publiée et sa modification - CUBIC15. 
L’immunohistochimie conventionnelle de la moelle épinière par fluorescence ou peroxydase montre clairement la distribution des fibres sérotoninergiques dans la matière grise de la moelle épinière en coupes transversales de 30 à 40 μm d’épaisseur. Cependant, cette approche ne montre pas la continuité des faisceaux de fibres sérotoninergiques dans la substance blanche et de leurs collatéraux dans la substance grise. Bien que la reconstruction 3D des coupes histologiques ait fait progresser nos connaissances sur les faisceaux de fibres, il reste un défi pour les histologistes et les anatomistes de suivre un seul faisceau en raison de petites distorsions dans le tissu causées par la coupe. Pour contourner cet obstacle, un certain nombre de chercheurs ont mis au point divers protocoles permettant de rendre l’ensemble de la structure tissulaire transparente et de collecter une image de tissu non altéré dans un seul fichier vidéo17-21. Jusqu’à présent, la technique d’hydrogel tissulaire (CLARITY), développée par le groupe14,15 de Deisseroth, ainsi que CUBIC, développée par Susaki et al16 sont les plus réussies. Depuis la publication des protocoles, de nombreux chercheurs ont commencé à utiliser ces techniques pour étudier divers aspects des tissus biologiques, y compris, non seulement le cerveau22-25, mais aussi le cœur, les reins, l’intestin et les poumons26,27. 
En fixant la moelle épinière de souris avec la solution d’hydrogel (CLARITY) et en l’éclaircissant avec les réactifs CUBIC (ce qui est une méthode beaucoup plus rapide que celle décrite par le protocole CLARITY original14,15), un bloc de tissu de la moelle épinière de 2 à 3 mm de long a été éliminé en deux semaines et la coloration par immunofluorescence pour la sérotonine s’est terminée en huit jours. Avec une simple combinaison d’agents chimiques, l’immunohistochimie conventionnelle peut être utilisée pour créer une image de faisceaux de fibres individuels dans un fichier vidéo 3D en un mois environ.

<table><tbody><tr><td>Photoinitiateur VA044</td><td>Wako</td><td>va-044/225-02111</td><td>http://www.wako-chem.co.jp/specialty/waterazo/VA-044.htm</td></tr><tr><td>solution d’acrylamide à 40 %</td><td>Bio Rad</td><td>161-0140</td><td>http://www.bio-rad.com/en-au/sku/161-0140-40-acrylamide-solution</td></tr><tr><td>solution à 2 % Bis</td><td>Bio Rad</td><td>161-0142</td><td>http://www.bio-rad.com/en-au/sku/161-0142-2-bis-solution?parentCategoryGUID=5e7a4f31- 879c-4d63-ba0b-82556a0ccf1d</td></tr><tr><td>paraformaldéhyde</td><td>Sigma</td><td>158127</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sial/158127?lang=en&region=AU</td></tr><tr><td>urée</td><td>Merck Millipore</td><td>66612</td><td>http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Urea---CAS-57-13-6---Calbiochem,EMD_BIO-66612</td></tr><tr><td>N,N,N',N'-tétrakis (2-hydroxypropyl) éthylènediamine</td><td>Merck Millipore</td><td>821940</td><td>http ://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Ethylenediamine-N,N,N',N'-tétra-2-propanol,MDA_CHEM-821940</td></tr><tr><td>Triton-X 100</td><td>Merck Millipore</td><td>648462</td><td>http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/TRITON&reg;-X-100-Detergent---CAS-9002-93-1---Calbiochem,EMD_BIO-648462</td></tr><tr><td>saccharose</td><td>Sigma</td><td>S0389</td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/s0389?lang=en&region=AU</td></tr> anticorps <tr><td>anti-sérotonine</td><td>Merck Millipore</td><td>AB938</td><td>http://www.merckmillipore.com/AU/en/product/Anti-Serotonin-Antibody,MM_NF-AB938</td></tr><tr><td>chèvre anti lapin IgG (H+L) Anticorps secondaire, Alexa Fluor&reg ; 594 conjugué</td><td>Life Technologies</td><td>&nbsp ; A-11012</td><td>https://www.lifetechnologies.com/order/genome-database/antibody/Rabbit-IgG-H-L-Secondary-Antibody-Polyclonal/A-11012</td></tr><tr><td>microscope multiphotons</td><td>Leica</td><td>Leica TCS SP5 MP STED</td><td>http://www.leica-microsystems.com/products/confocal-microscopes/details/product/leica-tcs-sp5-mp/</td></tr></tbody></table>

imagerie fibres sérotoninergiques dans la moelle épinière de souris utilisation du clarity / technique cubic

Imaging Serotonergic Fibers in the Mouse Spinal Cord Using the CLARITY/CUBIC Technique

fibres descendantes longues à la moelle épinière sont essentiels pour la locomotion, la perception de la douleur, et d&#39;autres comportements. Le motif de terminaison des fibres dans la moelle épinière de la plupart de ces systèmes de fibres n&#39;a pas été complètement étudiée chez toutes les espèces. fibres sérotoninergiques, qui projettent de la moelle épinière, ont été étudiés chez des rats et des opossums sur des coupes histologiques et leur signification fonctionnelle a été déduite en fonction de leur motif de terminaison de fibre dans la moelle épinière. Avec le développement de CLARITY et techniques CUBES, il est possible d&#39;étudier ce système de fibre et de sa distribution dans la moelle épinière, ce qui est susceptible de caractéristiques inconnues des voies sérotoninergiques supraspinales révéler. Ici, nous fournissons un protocole détaillé pour l&#39;imagerie des fibres sérotoninergiques dans la moelle épinière de souris à l&#39;aide du CLARITY combiné et techniques CUBES. Le procédé implique la perfusion d&#39;une souris avec une solution d&#39;hydrogel et la clarification du tissu avec une Combination de la compensation des réactifs. le tissu de la moelle épinière a été effacé en un peu moins de deux semaines, et la coloration immunofluorescence ultérieure contre la sérotonine a été achevée en moins de dix jours. Avec un microscope à fluorescence multi-photon, le tissu a été numérisé et une image en 3D a été reconstruit en utilisant un logiciel Osirix.

Cette section présente les résultats de l&#39;anticorps de la sérotonine coloration dans la moelle épinière de souris transparent en utilisant une combinaison des CLARITY et protocoles CUBES. Nous montrons que les fibres sérotoninergiques sont présentes dans toutes les strates de la moelle épinière avec une prédominance dans la partie ventrale de la corne ventrale (figure 1, vous pouvez aussi consulter la vidéo 1). Le contrôle de tissu n&#39;a pas eu de ...

Les projections supraspinales sont importantes pour la perception de la douleur et d’autres comportements, et les fibres sérotoninergiques sont l’un de ces systèmes de fibres. La présente étude s’est concentrée sur l’application du protocole combiné CLARITY/CUBIC à la moelle épinière de souris afin d’étudier la terminaison de ces fibres sérotoninergiques.

Imagerie fibres sérotoninergiques dans la moelle épinière de souris Utilisation du CLARITY / Technique CUBIC

Long descending fibers to the spinal cord are essential for locomotion, pain perception, and other behaviors. The fiber termination pattern in the spinal ...

L'objectif général de cette expérience CLARITY/CUBIC est de révéler les caractéristiques tridimensionnelles des fibres sérotoninergiques dans la moelle épinière de souris, qui ne sont pas observables par l'histologie traditionnelle. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la neuroanatomie, telles que : comment les fibres sérotoninergiques sont-elles réparties dans la moelle épinière ? Les principaux avantages de cette technique sont qu'elle permet d'observer les fibres sérotoninergiques in situ, ainsi que d'identifier des vecteurs non détectables par l'histologie classique.Bien que cette méthode puisse fournir des informations sur l'organisation du système nerveux central, elle peut également être appliquée à d'autres systèmes, comme le système cardiovasculaire. Nous avons cherché à utiliser cette méthode pour la première fois lorsque nous avons atteint les limites d'une méthode de traçage classique pour analyser les fibres sérotoninergiques dans la moelle épinière de la souris. Commencez par fixer les membres d'une souris anesthésiée sur une platine de dissection en plastique dans une hotte aspirante.Confirmer l'absence de réponse à la pincée des orteils et utiliser une paire de ciseaux pour ouvrir la peau au niveau du thorax. Ensuite, ouvrir le thorax pour exposer le cœur et insérer une aiguille de calibre 25, reliée à un tube de pompe péristaltique, dans le ventricule gauche. Sectionner l'oreillette droite afin de créer un point de sortie pour le sang.Ensuite, lavez le cœur avec 40 millilitres de solution saline à 9 pour cent à un débit d'environ 10 millilitres par minute. Une fois tout le sang éliminé, perfusez l'animal avec 35 millilitres d'hydrogel fraîchement préparé et refroidi à l'état glacé, au même débit de perfusion. Ensuite, incisez la peau au niveau du dos de la souris et disséquez les muscles situés à proximité des vertèbres.Après avoir coupé les arcs vertébraux d'un côté et les avoir rabattus de l'autre côté, exciser la moelle épinière de la colonne vertébrale à l'aide de ciseaux fins. Immédiatement après la récolte, placer la moelle épinière dans 15 millilitres de solution d'hydrogel fraîchement préparée, et la laisser toute la nuit à quatre degrés Celsius. Le jour suivant, retirer 10 millilitres de l'hydrogel et verser le reste de la solution ainsi que la moelle épinière dans un tube de cinq millilitres.Ajouter de la solution fraîche d'hydrogel jusqu'à ce que le tube soit plein, puis tendre un petit morceau de parafilm sur l'ouverture du tube, en veillant à ce que le parafilm entre en contact avec l'hydrogel et qu'aucune bulle d'air ne subsiste entre la solution et le film. L'élimination de l'air du tube constitue l'étape la plus délicate. Pour s'assurer qu'aucune bulle n'est présente, remplir lentement le tube avec la solution d'hydrogel, puis poser soigneusement le parafilm sur l'ouverture du tube, sans faire déborder le gel.Maintenant, enroulez une deuxième bande de parafilm autour du col du tube et incubez la moelle épinière dans un four à 37 degrés Celsius toute la nuit. Lorsque la solution d'hydrogel se transforme en gel, utilisez une clé pour retirer le gel et le tissu nerveux du tube. Pour retirer l'hydrogel de la moelle épinière, appuyez brièvement un tissu grossier contre le gel.Le gel adhérera au tissu lorsqu'il sera retiré. Lorsque la moelle épinière sera propre, placez-la dans du PBS pour des lavages de quatre à six heures sur un agitateur. Après 24 heures, utilisez une lame de rasoir pour couper la moelle épinière en sections coronales de deux à trois millimètres de longueur, puis transférez les fragments de tissu dans cinq millilitres de solution de clarification CUBIC fraîchement préparée.Agiter les morceaux dans l’étuve à 37 degrés Celsius pendant 72 heures, puis remplacer la solution de clarification âgée de trois jours par une solution fraîchement préparée. Deux à trois jours plus tard, vérifier la transparence du tissu à l’aide d’un papier portant des caractères de taille 8. Lorsque les caractères sont visibles à travers le tissu clarifié, remplacer la solution de clarification CUBIC par quatre millilitres de PBST frais, puis effectuer quatre lavages de six heures chacun.Pour colorer les segments de la moelle épinière en vue d'une imagerie fluorescente, incubez le tissu dans la solution appropriée d'anticorps primaire pendant trois jours sur agitateur dans l'étuve à 37 degrés Celsius. À la fin de la coloration par l'anticorps primaire, immergez le tissu dans quatre millilitres de PBST pour quatre lavages de six heures chacun dans l'étuve à 37 degrés Celsius. Ensuite, remplacez le PBST par la solution appropriée d'anticorps secondaire pendant trois jours supplémentaires sur agitateur dans l'étuve à 37 degrés Celsius.Le quatrième jour, lavez l'anticorps secondaire non lié avec du PBST, comme vient de l'être démontré. Pour imager les segments, remplacez le dernier lavage au PBST par quatre millilitres de glycérol à 85 % afin d'homogénéiser l'indice de réfraction du tissu. Après environ une heure, vérifiez la transparence du tissu.Lorsque le tissu est transparent, transférez les segments de la moelle épinière sur une grande lame en verre fine. Ensuite, déposez quelques gouttes de glycérol à 85&nbsp;% à côté du tissu de la moelle épinière et recouvrez le tissu avec une lamelle en verre de 22 par 50 millimètres. Placez la lame dans le cadre de maintien du microscope et positionnez le tissu sur le trajet de la lumière.Ensuite, sélectionnez le laser à hélium-néon et vérifiez la luminosité du signal positif sur l'image en direct afin d'ajuster l'intensité du laser. Une fois le laser réglé à l'intensité optimale, utilisez un objectif 20x pour sélectionner la zone de balayage du tissu de la moelle épinière. Réglez ensuite l'appareil pour créer un z-stack dont la profondeur de chaque coupe est de trois micromètres.Enfin, balayer le tissu du haut vers le bas de la pile z, d'abord avec l'objectif 20x, puis effectuer un balayage en pile z avec l'objectif 63x. Un logiciel 3D peut ensuite être utilisé pour reconstruire les vidéos tridimensionnelles appropriées. Ici, on peut observer la présence de fibres sérotoninergiques dans toutes les lames de la moelle épinière, avec une prédominance dans la portion ventrale de la corne antérieure.Dans la corne ventrale, des fibres sérotoninergiques fortement regroupées sont présentes dans la région médio-ventrale, s'étendant vers la partie latérale de la corne ventrale, certaines des fibres immunopositives s'étendant également depuis la corne ventrale vers la corne dorsale ou le canal central. Des fibres immunopositives sont présentes dans toutes les lames de la corne dorsale, mais on observe un petit intervalle entre les fibres positives des lames deux et quatre, particulièrement dans la partie latérale de la corne dorsale. Sur une coupe horizontale, des fibres sérotoninergiques fortement regroupées dans la corne ventrale le long de l'axe longitudinal de la moelle épinière peuvent être observées émettant régulièrement des branches le long de l'axe perpendiculaire au faisceau de fibres.Ces branches divergent davantage encore le long de leur trajet vers la portion latérale de la corne ventrale. Comparées à ces branches, celles qui s'étendent vers la ligne médiane sont plus irrégulières et plus fines. Sous l'objectif 63x, on observe que les fibres sérotoninergiques de la corne dorsale voyagent le long de l'axe de la moelle épinière et se terminent à divers points le long du trajet du faisceau, avec des fibres épaisses réparties sporadiquement parmi les fibres fines.Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en moins de trois semaines, si elle est correctement effectuée. Après cette procédure, d'autres méthodes, comme le double marquage avec un anticorps contre la choline acétyltransférase, peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires sur la terminaison des fibres sérotoninergiques sur les motoneurones. Depuis son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de l'imagerie biomédicale pour explorer les relations spatiales complexes entre différents types cellulaires dans des spécimens animaux ou des tissus humains.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de clarifier le tissu de la moelle épinière de souris pour l'imagerie 3D après une coloration immunofluorescente.

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Un protocole minimalement invasive pour stabiliser la colonne vertébrale de souris et d'effectuer...

Dans l&#39;imagerie in vivo de la moelle épinière de souris utilisant microscopie à deux photons

Source : Pekarek, B. T., et. al., Imagerie et quantification des dendrites neuronales intactes via le nettoyage tissulaire CLARITY. J. Vis. Exp. (2021)Dans cette vidéo, nous démontrons la préparation, l’imagerie et l’analyse d’un cerveau de souris dégagé pour examiner les arborescences dendritiques, la morphologie de la colonne vertébrale et la distribution neuronale à l’aide de techniques de microscopie confocale et de reconstruction 3D.

Imagerie par microscopie confocale d’arborescences dendritiques intactes et de la morphologie de la colonne vertébrale dans le cerveau d’une souris dégagée

Pour obtenir des images haute résolution de cellules marquées par fluorescence dans de grands tissus, idéalement, les échantillons biologiques doivent être imagés sans section. 3DISCO est une procédure simple de nettoyage des tissus basée sur l’incubation séquentielle avec des solvants organiques. Une fois dégagés, les organes deviennent transparents, ce qui permet un balayage laser de bout en bout de l’échantillon.

Imagerie Effacé systèmes biologiques intacts au niveau cellulaire par 3DISCO

Dans cette vidéo, nous décrivons une procédure pour l'implantation d'une chambre d'imagerie optique chronique sur la moelle épinière dorsale d'une souris vivante. La chambre, la procédure chirurgicale, et l'imagerie chronique sont examinées et démontrées.

Une procédure pour l'implantation d'une chambre pour la colonne vertébrale longitudinale In Vivo Imagerie du cordon spinal de souris

Une nouvelle préparation ex vivo pour l'imagerie de la moelle épinière de souris. Ce protocole permet l'imagerie à deux photons d'interactions cellulaires vivants tout au long de la moelle épinière.

Deux photons Imaging of Cellular Dynamics dans la moelle épinière de souris

Les techniques de clarification optique révolutionnent la façon dont les tissus sont visualisés. Dans ce rapport, nous décrivons les modifications apportées au protocole CLARITY (Clear Lipid-exchange Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel) qui donne des résultats plus cohérents et moins coûteux.

Clearing optique du système nerveux central de souris utilisant CLARITY passive

Ici, nous présentons un protocole pour adapter la méthode CLARITY des tissus cérébraux pour les rétines de montage entier afin d’améliorer la qualité de la coloration immunohistochimique standard et de l’imagerie à haute résolution des neurones rétinins et de leurs structures subcellulaires.

Immunomarquage de rétines à monture entière avec la méthode de nettoyage tissulaire CLARITY

La morphologie dendritique neuronale sous-tend souvent la fonction. En effet, de nombreux processus pathologiques qui affectent le développement des neurones se manifestent par un phénotype morphologique. Ce protocole décrit une méthode simple et puissante pour analyser les tonnelles dendritiques intactes et leurs épines associées.

Imagerie et quantification de dendrites neuronales intactes via CLARITY Tissue Clearing

Le protocole fournit une méthode détaillée d’imagerie neuronale dans une tranche de cerveau à l’aide d’une méthode de nettoyage destissus, Sca l eSF. Le protocole comprend la préparation des tissus cérébraux, la clarification des tissus, la manipulation des tranches nettoyées et l’imagerie par microscopie confocale à balayage laser des structures neuronales, des niveaux mésoscopiques aux niveaux microscopiques.

Une méthode de nettoyage des tissus pour l’imagerie neuronale des échelles mésoscopiques aux échelles microscopiques

Des techniques mini-invasives et un dispositif de laboratoire simple améliorent la reproductibilité du modèle de lésion de la moelle épinière en réduisant les dommages opératoires chez les animaux de laboratoire et en permettant le maintien de la morphologie anatomique. La méthode est intéressante car les résultats fiables et la procédure reproductible facilitent les recherches sur les mécanismes de réparation des maladies.

Établissement d’un modèle de lésion médullaire par contusion chez la souris basé sur une technique mini-invasive

Découvrez l'imagerie 3D des fibres sérotoninergiques dans la moelle épinière de souris par CLARITY/CUBIC. Cette méthode révèle la distribution spatiale des fibres in situ, surpassant l'histologie traditionnelle pour l'étude de la neuroanatomie et de la perception de la douleur.

Imagerie fibres sérotoninergiques dans la moelle épinière de souris Utilisation du CLARITY / Technique CUBIC

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