Un système d'injection de pression pour les enquêtes de la neuropharmacologie de traitement de l'information dans Awake Behaving Singe Macaque Cortex

L’objectif global de cette procédure d’injection sous pression est de manipuler de manière pharmacologique le voisinage direct du site d’enregistrement. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des neurosciences cognitives, comme montrer la contribution spécifique des neurotransmetteurs à la modulation descendante du traitement de l’information corticale par anticipation. Le principal avantage de cette technique est que nous sommes en mesure de manipuler de manière fiable l’entourage direct de l’électrode d’enregistrement pendant une période de temps définie, avec une large sélection d’agonistes et d’antagonistes.

La modulation du traitement de l’information corticale par anticipation est fonctionnellement importante pour de nombreux processus cognitifs, y compris la modulation descendante du traitement de l’information sensorielle par l’attention. Le singe rhésus est un modèle animal bien adapté pour étudier l’implication des systèmes de neurotransmetteurs dans de telles modulations. Pendant que l’animal effectue une tâche cognitive, des enregistrements de cellules uniques combinés à des manipulations neuropharmacologiques locales et temporaires sont effectués.

Le système décrit ici peut fournir une mesure stable de l’activité d’un seul neurone avec et sans injections pharmacologiques à proximité directe du site d’enregistrement chez un singe éveillé et au comportement défavorable. Pour commencer cette procédure, nettoyez les tubes de guidage du système d’enregistrement en trempant les fils de nettoyage dans de l’huile de silicone stérile et en les faisant passer plusieurs fois à travers les tubes de guidage individuels. Ensuite, insérez la micropipette en verre de quartz dans un tube de guidage du système d’enregistrement.

Après avoir fixé la micropipette dans le système d’enregistrement, fixez le tube stérile à la broche métallique de la micropipette. Veillez à ne pas casser la micropipette en utilisant deux pinces stériles pour appliquer une pression égale sur la broche et le tube. Ensuite, utilisez de la superglue pour sceller la jonction entre le tube et la micropipette.

Attendez au moins trois heures que la colle durcisse avant de remplir la micropipette de liquide. Après l’insertion de la micropipette, insérez les microélectrodes dans d’autres positions du système d’enregistrement. Avant chaque enregistrement, prélevez le tube de la substance à injecter et laissez-le atteindre la température ambiante s’il est réfrigéré.

Ensuite, appliquez de l’huile de silicium stérile sur l’espace du tube de guidage et les pointes des électrodes et de la micropipette afin de lubrifier le système pour un mouvement fluide. Ensuite, vérifiez les pointes des électrodes et de la micropipette à l’aide d’un microscope pour vous assurer qu’elles sont intactes. Alignez les électrodes et la micropipette de manière à ce qu’elles sortent des tubes de guidage à la même longueur.

Pour positionner les électrodes et la micropipette en position zéro, enfoncez-les dans les tubes de guidage jusqu’à ce qu’ils ne soient plus visibles. Par la suite, réglez la profondeur des électrodes et de la micropipette à zéro dans le logiciel. Ensuite, remplissez une seringue stérile avec une solution saline stérile et insérez l’aiguille dans le tube en prenant soin de ne pas percer la paroi.

Faites sortir la micropipette du tube de guidage pour un contrôle visuel du flux de substance. Ensuite, rincez au moins deux millilitres de solution saline stérile à travers le tube et la micropipette pour vous assurer qu’il ne reste pas d’air dans la seringue ou dans le tube. N’appliquez pas trop de pression sur le piston de la seringue et assurez-vous que la jonction entre le tube et la micropipette est scellée.

Après cela, remplissez une nouvelle seringue stérile avec la solution à injecter. Remplacez-le par le corps de la seringue saline et assurez-vous qu’aucun air n’est transféré dans le système. Afin d’éliminer complètement la solution saline du tube, rincez le système avec 250 microlitres de la solution à injecter.

Maintenant, à l’aide du logiciel de commande du moteur, rétractez les électrodes et la micropipette dans les tubes de guidage à une profondeur d’au moins 500 micromètres. Ensuite, abaissez l’anneau du tube de guidage au bas des tubes de guidage pour maintenir leur position relative fixe. Nettoyez la base du système avec de l’éthanol, en particulier là où il touchera la chambre d’enregistrement du singe.

Ensuite, fermez le système d’enregistrement en replaçant le capot avant et en serrant les vis. Dans cette procédure, réglez la position x-y du système d’enregistrement pour définir le point auquel les tubes-guides atteignent la dure-mère, à l’intérieur de la chambre d’enregistrement implantée de manière chronique. Assurez-vous que les tubes de guidage sont complètement rétractés.

Ensuite, mettez le système d’enregistrement en position et placez la seringue dans la pompe de micro-injection. Faites glisser la partie mobile de la pompe jusqu’à ce qu’elle soit fermement en place derrière le piston de la seringue. Si une goutte de substance est visible à l’extrémité des tubes de guidage, retirez-la soigneusement à l’aide d’un coton-tige stérile.

Ensuite, montez solidement le système d’enregistrement sur la chambre d’enregistrement du singe. Abaissez lentement les tubes de guidage dans la chambre d’enregistrement jusqu’à ce qu’ils atteignent la dure-mère. Ensuite, pilotez les électrodes à l’aide du logiciel de commande du moteur.

Vérifiez régulièrement l’impédance des électrodes à différentes profondeurs. Une fois que les électrodes ont réussi à pénétrer dans la dure-mère, avancez la micropipette. Dirigez les électrodes et la micropipette jusqu’à la profondeur de la zone d’intérêt.

Ensuite, enfoncez lentement les électrodes et la micropipette jusqu’à ce qu’une électrode soit suffisamment proche pour enregistrer l’activité d’une seule unité avec un bon rapport signal/bruit, et n’oubliez pas de positionner l’électrode d’enregistrement et la micropipette à la même profondeur, en assurant une distance minimale entre elles. Lors d’un bloc d’injection, injectez une quantité prédéfinie de la substance à intervalles réguliers, en définissant le volume d’injection à l’aide de la fonction step. Ensuite, appuyez sur le bouton d’injection toutes les minutes en fonction de l’horloge du logiciel d’enregistrement.

Notez le temps et l’essai au cours duquel la substance est injectée, la profondeur des électrodes et de la micropipette, ainsi que la quantité de substance éjectée. Faites suivre le bloc d’injection du bloc de récupération, dans lequel aucune substance n’est injectée. Surveiller et maintenir la qualité d’enregistrement des unités individuelles sélectionnées jusqu’à la fin du bloc de récupération.

Après l’enregistrement, rétractez les électrodes et la micropipette dans les tubes de guidage, puis rétractez manuellement les tubes de guidage. Ensuite, retirez le système d’enregistrement de la chambre d’enregistrement du singe. Ensuite, libérez la seringue de la pompe d’injection et transférez le système dans la zone de préparation pour le nettoyage.

Nous avons utilisé ce système pour étudier les effets pharmacologiques sur l’activité neuronale dans différents états attentionnels. Cette figure montre l’effet de la scopolamine sur le taux de décharge moyen du neurone de l’échantillon dans chacune des trois conditions attentionnelles. La cadence de décharge des neurones pour les deux conditions d’attention spatiale, ainsi que pour la condition sensorielle, a chuté peu de temps après la première injection du bloc d’injection et pendant le bloc de récupération, a augmenté, après un certain retard, au même niveau qu’avant l’injection.

Cette figure montre un enregistrement de contrôle d’un deuxième échantillon de neurone dans lequel une solution saline a été injectée en utilisant le même protocole que pour l’injection de scopolamine. Pendant le bloc d’injection, aucun changement dans la vitesse de décharge du neurone n’a été observé par rapport au bloc de contrôle. Ici, nous avons illustré en détail comment effectuer des injections fiables et prédimensionnées et des enregistrements de cellules uniques de haute qualité avec un système d’injection sous pression prêt à l’emploi.

Nous espérons que cette méthode inspirera d’autres scientifiques à étudier les contributions neuromodulatrices à la dynamique de l’activité neuronale.