Une méthode améliorée pour Rapid intubation de la trachée chez la souris

L’objectif global de cette procédure est de fournir une administration rapide, facile et fiable de réactifs dans les poumons murins par intubation. La méthode limite également le risque de dommages résiduels aux tissus environnants et est peu coûteuse. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans les domaines de la biologie pulmonaire de base et des mécanismes des maladies.

Tels que les lésions pulmonaires aiguës et la fibrogenèse. Les principaux avantages de cette technique sont qu’elle est hautement reproductible, facile à maîtriser, qu’elle ne nécessite pas d’équipement spécialisé ni de longs temps de récupération. La procédure doit être effectuée à l’aide d’outils stérilisés.

Alors, autoclavez à la fois la pince à extrémité émoussée et l’abaisse-goutte. Dans une hotte stérilisée, préparez un stock de réactif à administrer par intubation. Un bolus d’un volume compris entre 30 et 45 microlitres est recommandé.

Soniquez la solution pendant 10 minutes à 35 kilohertz pour assurer un mélange uniforme. Maintenant, préparez l’espace de travail. Désignez au moins un mètre carré d’espace pour l’espace de travail lui-même.

Ainsi que des emplacements distincts pour les animaux avant et après la procédure. Maintenant, préparez un tableau de procédure. Ce modèle personnalisé est découpé dans une tôle d’aluminium et renforcé par un support en T.

Des planches commerciales similaires sont également disponibles. À l’aide de quelques bandes de ruban adhésif, fixez la base du tableau de procédure à la paillasse, de sorte qu’il soit directement devant l’expérimentateur. Attachez ensuite une longueur de suture de 4,0 entre les deux vis de positionnement de la planche de procédure.

Ensuite, construisez un spiromètre. Retirez les pistons de trois seringues d’un millilitre. Chargez ensuite jusqu’à 60 microlitres de PBS dans le haut de chaque corps de seringue.

Fixez sans serrer l’une de ces trois seringues au moyeu d’un cathéter. Lors de l’utilisation, l’air émanant de la trachée fera monter et descendre le PBS dans le canon. Placez-le à côté du tableau d’instructions.

Placez les deux autres seringues supplémentaires à portée de main pour servir de sauvegarde. Ensuite, dans une quatrième seringue, aspirez 300 microlitres d’air et placez-le sur un côté de la planche. Préparez également quelques longueurs de ruban adhésif de six pouces pour fixer l’animal à la planche.

Ensuite, mettez en place une chambre d’isoflurane si nécessaire. Fixez les conduites d’oxygène, d’isoflurane et de vide aux orifices appropriés de la chambre et du vide de dégagement. Commencez par anesthésier la souris.

Il est important de noter que des facteurs tels que l’âge, le poids et la santé de l’animal peuvent tous modifier la réponse aux anesthésiques, chaque laboratoire doit optimiser l’exposition à l’isoflurane pour répondre à ses propres besoins. Pendant ce temps, chargez le bolus de réactif dans l’embout d’une pipette et mettez-le de côté. Lorsque la souris est sous sédation, suspendez-la par ses incisives supérieures au fil sur la plate-forme de procédure, avec le dos de l’animal à plat contre la surface de la plate-forme.

Maintenant, en faisant attention de ne pas restreindre la ventilation, collez sans serrer la partie inférieure de la cavité thoracique, juste au-dessus du diaphragme, sur la plate-forme, pour maintenir l’animal aligné pendant la procédure. Ensuite, réglez l’illuminateur à col de cygne sur 80 à 100 %Positionnez la lumière à un à deux centimètres de la surface de la peau près du plexus solaire et vérifiez régulièrement qu’elle ne surchauffe pas la peau. De l’arrière de la plate-forme, utilisez la pince à extrémité émoussée pour localiser la langue.

Ensuite, en prenant soin d’éviter les incisives inférieures, saisissez doucement et tirez la langue hors de la cavité buccale. Tout en fixant la langue, aplatissez-la avec l’abaisse-plat dans la main non dominante, en laissant la pince se libérer. Maintenant, guidez le col de cygne approximativement du plexus solaire jusqu’aux bronches de la tige principale pour éclairer la trachée.

La trachée se distingue également facilement par l’action de la respiration, qui fera fluctuer l’intensité de la lumière lorsqu’elle quittera la trachée. Lorsqu’elle est correctement positionnée, la trachée peut être considérée comme une broche centrale de lumière, avec une lumière ambiante minimale dans la cavité buccale elle-même. Le cathéter ne doit pas pénétrer dans la cavité buccale tant que la vue de la trachée n’est pas idéale.

La trachée ne peut pas être mise en évidence en manipulant la source lumineuse ou l’abaisseur. Les chercheurs doivent relâcher la langue et retenter la procédure. Ensuite, inclinez la seringue pour suivre le trajet naturel de la trachée.

Et abaissez l’embout du cathéter de calibre 22, avec la seringue attachée contenant le PBS, directement dans la lumière. Maintenant, insérez le cathéter dans cinq millimètres supplémentaires et retirez l’abaisse-langue. Si elle est correctement placée, la bulle PBS dans le baril commencera à monter et à descendre à chaque respiration.

Soyez patient lorsque vous recherchez cet indicateur, car une sédation lourde et légère peut modifier la fréquence de la respiration. Déplacez ensuite la seringue vers la main non dominante. Tout en saisissant l’emphague, retirez délicatement la seringue en laissant le cathéter en place.

À partir de la main dominante, déposez le bolus de réactif préparé directement au centre du moyeu du cathéter. Fixez ensuite la deuxième seringue avec 300 microlitres d’air et éjectez l’air dans le moyeu. Cela aidera à s’assurer que le bolus est bien réparti dans les poumons.

Maintenant, retirez la seringue et remplacez-la par une seringue contenant la bulle de PBS. La bulle continuera à monter et à descendre si la procédure a été effectuée avec succès. Maintenant, retirez le cathéter et le ruban adhésif.

Et placez l’animal dans un endroit sec et chaud jusqu’à ce qu’il reprenne conscience. Généralement en quelques minutes. Les souris intubées ont été surveillées quotidiennement pour la perte de poids.

Les souris ont été prélevées quatre, 10 et 17 jours après l’intubation intratrachéale avec de la bléomycine. Un lavage broncho-alvéolaire a été prélevé dans ces poumons et analysé. Des taux élevés d’IgM ont démontré une augmentation significative de la perméabilité pulmonaire en fonction du temps, ce qui indique un dysfonctionnement de la barrière épithéliale et/ou endothéliale.

Les poumons droits ont été réparés et colorés au trichrome de Masson. La réponse fibrogène, un marqueur bien établi de la teneur totale en collagène, a été quantifiée. Les coupes histologiques ont mis en évidence un épaississement de l’interstitium pulmonaire dépendant du traitement et une augmentation des lésions fibrotiques.

Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en moins d’une minute si elle est correctement exécutée. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler que la manipulation des tissus mous entourant la trachée n’est ni nécessaire ni recommandée. Et cela peut compromettre à la fois la santé de l’animal et l’intégrité de l’expérience.