Name: Mesure de boucles de volume de pression chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 15 s
Description: Apprenez à mesurer les boucles pression-volume chez la souris pour évaluer la fonction cardiaque. Cette méthode permet d'analyser les effets physiologiques des manipulations génétiques sur le cœur.

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L&#39;auteur aimerait remercier le financement du NHLBI (K08 HL102066 et R01 HL114832).

<ol><li>Mozaffarian, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+disease+and+stroke+statistics--2015+update%3A+a+report+from+the+American+Heart+Association%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart disease and stroke statistics--2015 update: a report from the American Heart Association.</a> Circulation. 131 (4), e29-e322 (2015).</li>
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<li>Townsend, D., Yasuda, S., Li, S., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emergent+dilated+cardiomyopathy+caused+by+targeted+repair+of+dystrophic+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Emergent dilated cardiomyopathy caused by targeted repair of dystrophic skeletal muscle.</a> Mol Ther. 16 (5), 832-835 (2008).</li>
<li>Townsend, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+administration+of+micro-dystrophin+restores+cardiac+geometry+and+prevents+dobutamine-induced+cardiac+pump+failure%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Systemic administration of micro-dystrophin restores cardiac geometry and prevents dobutamine-induced cardiac pump failure.</a> Mol Ther. 15 (6), 1086-1092 (2007).</li>
<li>Strakova, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dystrobrevin+increases+dystrophin%27s+binding+to+the+dystrophin-glycoprotein+complex+and+provides+protection+during+cardiac+stress%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Dystrobrevin increases dystrophin's binding to the dystrophin-glycoprotein complex and provides protection during cardiac stress.</a> J Mol Cell Cardiol. 76, 106-115 (2014).</li>
<li>Yasuda, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dystrophic+heart+failure+blocked+by+membrane+sealant+poloxamer%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Dystrophic heart failure blocked by membrane sealant poloxamer.</a> Nature. 436 (7053), 1025-1029 (2005).</li>
<li>Townsend, D., Daly, M., Chamberlain, J. S., Metzger, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-dependent+dystrophin+loss+and+genetic+reconstitution+establish+a+molecular+link+between+dystrophin+and+heart+performance+during+aging%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Age-dependent dystrophin loss and genetic reconstitution establish a molecular link between dystrophin and heart performance during aging.</a> Mol Ther. 19 (10), 1821-1825 (2011).</li>
<li>Townsend, D., Yasuda, S., McNally, E., Metzger, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+pathophysiological+mechanisms+of+cardiomyopathy+in+hearts+lacking+dystrophin+or+the+sarcoglycan+complex%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Distinct pathophysiological mechanisms of cardiomyopathy in hearts lacking dystrophin or the sarcoglycan complex.</a> FASEB J. 25 (9), 3106-3114 (2011).</li>
<li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).</li>
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<li>Palpant, N. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+disease+in+mucopolysaccharidosis+type+I+attributed+to+catecholaminergic+and+hemodynamic+deficiencies%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Cardiac disease in mucopolysaccharidosis type I attributed to catecholaminergic and hemodynamic deficiencies.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 300 (1), H356-H365 (2011).</li>
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<li>Schmähl, D., Port, R., Wahrendorf, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+dose-response+study+on+urethane+carcinogenesis+in+rats+and+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Cancer%22%5BJournal%5D)">A dose-response study on urethane carcinogenesis in rats and mice.</a> Int J Cancer. 19 (1), 77-80 (1977).</li>
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<li>Reyes, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancement+of+contractility+with+sustained+afterload+in+the+intact+murine+heart%3A+blunting+of+length-dependent+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Enhancement of contractility with sustained afterload in the intact murine heart: blunting of length-dependent activation.</a> Circulation. 107 (23), 2962-2968 (2003).</li>
<li>Segers, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conductance+catheter-based+assessment+of+arterial+input+impedance%2C+arterial+function%2C+and+ventricular-vascular+interaction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Conductance catheter-based assessment of arterial input impedance, arterial function, and ventricular-vascular interaction in mice.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1157-H1164 (2005).</li>
<li>Townsend, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+administration+of+membrane+sealant+prevents+severe+cardiac+injury+and+ventricular+dilatation+in+dystrophic+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Chronic administration of membrane sealant prevents severe cardiac injury and ventricular dilatation in dystrophic dogs.</a> J Clin Invest. 120 (4), 1140-1150 (2010).</li>
<li>Sato, T., Shishido, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ESPVR+of+in+situ+rat+left+ventricle+shows+contractility-dependent+curvilinearity%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">ESPVR of in situ rat left ventricle shows contractility-dependent curvilinearity.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 274 (5 Pt 2), H1429-H1434 (1998).</li>
<li>Sunagawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+coronary+arterial+pressure+on+left+ventricular+end-systolic+pressure-volume+relation+of+isolated+canine+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of coronary arterial pressure on left ventricular end-systolic pressure-volume relation of isolated canine heart.</a> Circ Res. 50 (5), 727-734 (1982).</li>
<li>Cingolani, H. E., Pérez, N. G., Cingolani, O. H., Ennis, I. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Anrep+effect%3A+100+years+later%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">The Anrep effect: 100 years later.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 304 (2), H175-H182 (2013).</li>
<li>Baan, J., van der Velde, E. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+of+left+ventricular+end-systolic+pressure-volume+relation+to+type+of+loading+intervention+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs.</a> Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).</li>
<li>Rankin, J. S., Olsen, C. O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+airway+pressure+on+cardiac+function+in+intact+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">The effects of airway pressure on cardiac function in intact dogs.</a> Circulation. 66 (1), 108-120 (1982).</li>
</ol>

L’auteur n’a rien à divulguer.

Il y a trois étapes critiques dans cette procédure: 1) la mise en place du tube d&#39;intubation et une ventilation appropriée, 2) mise en place du cathéter IV jugulaire, et 3) la mise en place correcte du cathéter de PV dans le ventricule gauche. Détermination de la fréquence respiratoire appropriée est une partie importante de fournir une assistance ventilatoire. souris conscientes maintiennent généralement la ventilation alvéolaire avec peu profondes respirations rapides. En général, les souris ventilées auront beauc...

Les maladies cardiovasculaires continue d&#39;être une cause importante de mortalité et de morbidité dans le monde entier 1. Les maladies du cœur présentent des défis particulièrement difficiles dans le développement de nouvelles thérapies. Les progrès en génétique prévoient la possibilité d&#39;identifier une multitude de contributeurs potentiels génétiques au développement de maladies cardiaques. Le caractère intégrateur du système cardio-vasculaire exige que ces cibles génétiques validés dans des modèles animaux intacts. La flexibilité et le faible coût du logement génétiques de la souris ont apporté à l&#39;avant-garde pour l&#39;évaluation du rôle physiologique d&#39;un gène donné. La petite taille de la souris présente des défis uniques pour l&#39;évaluation de la fonction cardiaque. Il existe plusieurs modalités qui peuvent fournir des informations sur la fonction cardiaque, mais seule la mesure simultanée de la pression et du volume ventriculaire permet pression-volume (PV) d&#39;analyse de la boucle de la fonction ventriculaire. PV boucles toutoe la fonction cardiaque devant être analysé indépendamment de sa connexion au système vasculaire; un facteur important pour déterminer le rôle fonctionnel d&#39;un élément génétique particulier. L&#39;évaluation des boucles pression-volume a été utilisé expérimentalement et cliniquement depuis de nombreuses années et abondante littérature existe en ce qui concerne l&#39;analyse de ces ensembles de données 2,3. L&#39;adaptation de la technologie de boucle PV à la souris a été un progrès important pour la compréhension de la physiologie cardiaque murin 4-6. Cathéter à base couplent technologies de boucle PV un capteur de pression et l&#39;utilisation de conductance pour estimer le volume ventriculaire. Le volume ventriculaire est déterminée en examinant les variations d&#39;un champ électrique généré par le cathéter. Cette méthode modélise le ventricule d&#39;un cylindre, dont la hauteur est définie par la distance entre les électrodes sur le cathéter et le rayon est calculé à partir de conduction d&#39;un champ électrique à travers le sangle ventricule 7-9. Le signal de conductance mesuré par le cathéter comporte deux volets. Le premier est la conduction à travers le sang; celle-ci varie avec le volume du ventricule et constitue le signal principal utilisé pour déterminer le volume ventriculaire. Le second composant résulte de la conduction à travers et le long de la paroi du ventricule. Ceci est appelé conductance parallèle et doit être retiré afin de déterminer le volume ventriculaire absolue. Il existe deux systèmes disponibles dans le commerce pour la collecte de données pression-volume dans le laboratoire de recherche et la méthode utilisée pour calculer et retirer la conductance parallèle est la principale différence entre les 6,10,11. cathéters de conductance nécessitent l&#39;injection d&#39;une solution saline hypertonique pour le calcul de la conductance parallèle. Cette injection modifie transitoirement la conductivité du sang dans le ventricule, tandis que la conductivité de la paroi reste constante. A partir de ces données, il est possible de déterminer lacomposante du signal de conductance qui provient du sang et provient de ce que la paroi ventriculaire. Cette approche suppose que la conductance parallèle ne varie pas au cours du cycle cardiaque. La méthode d&#39;admission repose sur des changements de phase dans le champ électrique pour évaluer la contribution de la paroi ventriculaire au signal de volume global. Cette méthode repose sur une série de constantes prédéterminées pour la conductivité du sang et du myocarde afin de déterminer le volume final, mais permet des mesures en continu de la conductance parallèle au cours du cycle cardiaque. Ces deux systèmes fournissent de bonnes estimations du volume ventriculaire gauche et les différences entre eux ne sont pas susceptibles d&#39;être physiologiquement significative. Le modèle cylindrique du ventricule et d&#39;autres hypothèses rendent ces approches à base de cathéter pas aussi précis que d&#39;autres modalités, mais ces données sont fournies sur une base battement par battement qui est essentiel pour l&#39;évaluation de la charge des mesures indépendantes de la fonction cardiaque. La procédure décrite ici est utilisée dans mon laboratoire et a fourni des données pour un grand nombre d&#39;études portant sur ​​les mécanismes physiopathologiques de base de dystrophique cardiomyopathie 12-18. La procédure décrite ci-dessous est l&#39;un des deux qui peut être utilisé pour obtenir des données de boucle PV. Bien que bon nombre des principes sont applicables pour les deux approches, ce protocole mettra l&#39;accent sur une approche apical à thorax ouvert; un protocole de poitrine fermée a été détaillée ailleurs 19,20. Alors que la procédure sera décrite en détail, les principes généraux importants pour exposer le cœur avec un minimum de dommages, soit le cœur ou les poumons. Tout au long du protocole, il est important de se rappeler que c&#39;est une procédure non-survie et que d&#39;avoir une bonne exposition du cœur est d&#39;une importance cruciale pour la bonne mise en place du cathéter.

<table><tbody><tr><td>Dumont 5/45 (2)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-33</td><td></td></tr><tr><td>Pince à dilatation de récipient</td><td>Outils de science fine</td><td>18153-11</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Dissection Ciseaux à ressort</td><td>Roboz Instruments</td><td>RS-5668</td><td></td></tr><tr><td>Pince Octogon - Dentelée/Courbée</td><td>Outils de science fine</td><td>11041-08</td><td></td></tr><tr><td>Pince Octogon - Dentelée/droite</td><td>fine Outils scientifiques</td><td>11040-08</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux de dissection - Lame lourde</td><td>Outils de sciences fines</td><td>14082-09</td><td></td></tr><tr><td>Ruban chirurgical Transpore</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Suture en soie</td><td>Outils scientifiques fins</td><td>18020-30</td><td></td></tr><tr><td>Ventilateur TOPO</td><td>Kent Scientific</td><td>TOPO</td><td></td></tr><tr><td>Martin ME 102 Unité électrochirurgicale</td><td>Appareil</td> <td>HarvardPY2 72-2484</td><td></td></tr><tr><td>Pompe à seringue</td><td>Lucca Technologies</td><td>GenieTouch</td><td></td></tr><tr><td>Stéréomicroscope avec support de perche</td><td>Nikon</td><td>SMZ-800N</td><td></td></tr><tr><td>Thermomètre à thermocouple</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-91100-40</td><td></td></tr><tr><td>T/Pump Recirculateur d’eau chaude</td><td>Kent Scientific</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>ADVantage Système Pression-Volume</td><td>Transonic</td><td>ADV500</td><td></td></tr><tr><td>Acquisition et analyse de données</td><td>DSI</td><td>Ponemah ACQ-16</td><td></td></tr></tbody></table>

mesure de boucles de volume de pression chez la souris

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

Comprendre les causes et la progression de la maladie cardiaque présente un défi important pour la communauté biomédicale. La flexibilité génétique de la souris offre un grand potentiel pour explorer la fonction cardiaque au niveau moléculaire. La petite taille de la souris présente des défis en ce qui concerne l&#39;exécution phénotypage cardiaque détaillée. Miniaturisation et d&#39;autres progrès technologiques ont fait de nombreuses méthodes d&#39;évaluation cardiaque possible chez la souris. Parmi ceux-ci, la collecte simultanée des données de pression et de volume fournit une image détaillée de la fonction cardiaque qui ne sont pas disponibles par le biais de toute autre modalité. Voici une procédure détaillée pour la collecte de données en boucle pression-volume est décrit. Inclus est une discussion sur les principes qui sous-tendent les mesures et les sources potentielles d&#39;erreur. la gestion Anesthetic et approches chirurgicales sont discutées en détail car ils sont à la fois critique pour obtenir la mesure hémodynamique de haute qualités. Les principes du développement du protocole hémodynamique et les aspects pertinents de l&#39;analyse des données sont également abordées.

Par convention, le volume est tracée sur l&#39;axe X et la pression sur l&#39;axe des Y comme dans la figure 1. Les boucles pression-volume résultant d&#39; une pression de traçage en fonction du volume doit ressembler à un rectangle dont les arêtes verticales représentant la variation isovolumiques de la pression ( à savoir, lorsque les deux valves mitrale et aortique sont fermés). L &#39;horizontale inférieure représente le remplissage du ventricule à travers ...

Ce manuscrit décrit un protocole détaillé pour la collecte de données de pression-volume de la souris.

Mesure de boucles de volume de pression chez la souris

Understanding the causes and progression of heart disease presents a significant challenge to the biomedical community. The genetic flexibility of the ...

L'objectif général de la mesure des boucles pression-volume chez la souris est d'obtenir une évaluation détaillée de la fonction cardiaque. Cette méthode est utile pour la caractérisation physiologique de souris possédant des manipulations génétiques spécifiques, ce qui peut à son tour permettre de mieux comprendre le rôle de protéines spécifiques dans la fonction cardiaque. Le principal avantage de cette technique réside dans le fait qu'elle fournit une évaluation détaillée de la fonction contractile, indisponible avec d'autres méthodologies.Une fois la souris préparée pour la chirurgie, commencez par pratiquer une incision au niveau de l'incisure sternale, s'étendant d'environ cinq millimètres à droite de la ligne médiane jusqu'à environ cinq millimètres à gauche de la ligne médiane. Réalisez une deuxième incision s'étendant le long du bord droit de la première incision, en direction rostrale, jusqu'à environ deux millimètres en retrait de l'extrémité de la mandibule. Ensuite, effectuez une troisième incision allant de l'extrémité rostrale de la deuxième incision jusqu'à environ cinq millimètres à droite de la ligne médiane.Et rétracter le lambeau cutané résultant vers la droite pour exposer les tissus sous-jacents. Ensuite, sous un microscope stéréoscopique, disséquer par émoussage les glandes salivaires parotidienne et sous-mandibulaire au niveau de la ligne médiane afin d'exposer la musculature sous-jacente recouvrant la trachée. Puis séparer par émoussage les muscles sterno-hyoïdiens droit et gauche.Lorsque la trachée est visible, passez un morceau de suture en soie 3-0 de dix centimètres sous les tissus du cou, en prenant soin de ne pas inclure l'œsophage. À l’aide d’une aiguille de calibre 20, pratiquez une large incision dans l’espace situé juste en dessous du larynx, avant le premier anneau trachéal. Retirez alors immédiatement le masque d’anesthésie de l’animal et insérez soigneusement le tube endotrachéal dans la trachée.Une fois le tube fixé, prolonger le bord gauche de l'incision cutanée initiale jusqu'au processus xiphoïde et à travers la ligne médiane, jusqu'à environ un centimètre et demi à droite de la ligne médiane. Ensuite, pratiquer une dissection émousse pour rétracter latéralement le lambeau cutané, exposant ainsi la musculature sous-jacente. Puis utiliser des pinces dilatatrices vasculaires pour isoler l'insertion du grand pectoral du côté droit, près de l'aspect costal du sternum.Caute´riser et sectionner le muscle. Ensuite, sectionner le grand pectoral le long de son insertion au niveau du sternum. Puis débrider le grand dorsal du même côté.Rétractez l'extrémité coupée vers le crâne pour découvrir les côtes. Utilisez une paire de pinces fines pour disséquer soigneusement les couches musculaires intercostales afin d'accéder à la cavité thoracique. Une fois l'espace pleural ouvert, insérez délicatement les dilatateurs vasculaires à extrémité émoussée et soulevez la paroi thoracique avec une force douce vers le haut.À présent, incisez latéralement le long des muscles intercostaux en prenant soin de ne pas endommager le lobe pulmonaire, puis prolongez l'incision vers la ligne médiane, en restant à trois ou quatre millimètres à l'extérieur de celle-ci afin d'éviter l'artère mammaire interne qui court parallèlement au sternum. Ensuite, insérez un petit applicateur en coton imprégné de sérum physiologique à travers l'incision en direction de la ligne médiane et exercez une légère traction vers le haut pour écarter la paroi thoracique des structures sous-jacentes. Utilisez soigneusement un bistouri électrique pour sectionner la paroi thoracique, en commençant au bord médial de l'incision et en terminant environ un centimètre en dehors de la ligne médiane du côté gauche.Une fois que le tissu a été soigneusement cautérisé, utilisez des ciseaux pour couper délicatement à travers le sternum. L'apex du cœur doit être clairement visible. Ensuite, à l’aide d’une dissection émoussée, sectionez le péricarde et identifiez la veine cave caudale.Pour placer le cathéter dans la veine jugulaire, orienter un cathéter aiguille de 30 gauge fixé à une seringue contenant dix pour cent d'albumine de manière à ce que l'aiguille repose d'elle-même sur la veine jugulaire, avec la biseau vers le haut. Pour visualiser la veine jugulaire, saisir l'aiguille avec une pince dans une main et rétracter la glande salivaire à l’aide de pinces à tissus dans l’autre main. Appliquer une traction douce sur les tissus entourant la veine jugulaire pour créer une tension sur la paroi du vaisseau.Ensuite, en utilisant un angle d'approche faible, insérez soigneusement l'aiguille dans la veine et avancez la pointe de trois à quatre millimètres à l'intérieur du vaisseau. Lorsque le cathéter est en place, fixez l'aiguille aux glandes salivaires sous-jacentes à l'aide de colle chirurgicale et commencez à perfuser la solution d'albumine. Pour positionner le cathéter pression-volume, déplacez d'abord une seringue contenant une solution saline équilibrée et le cathéter pression-volume près de la souris, en maintenant la pointe du cathéter à peu près à la hauteur du cœur, puis mettez à zéro la mesure de pression.Ensuite, à l’aide d’un petit applicateur en coton imbibé de sérum physiologique, positionner le cœur de manière à visualiser l’apex, puis utiliser une aiguille de calibre 25 pour pratiquer une incision par ponction aussi proche que possible du centre de l’apex. Après retrait de l’aiguille, insérer rapidement mais délicatement le cathéter à travers l’incision. Les boucles de pression-volume ventriculaire peuvent alors être mesurées.Après le positionnement du cathéter, réduisez l'anesthésie afin de mettre en évidence les effets cardio-dépresseurs que celle-ci pourrait induire. En cas de perte sanguine excessive durant l'intervention, vous pouvez simplement augmenter le volume d'albumine perfusé. Par convention, le volume est porté sur l'axe des abscisses (X) et la pression sur l'axe des ordonnées (y).Les boucles pression-volume résultant du tracé de la pression en fonction du volume doivent ressembler à un rectangle, dont les bords verticaux représentent les variations isovolumiques de la pression. Le côté horizontal inférieur représente le remplissage ventriculaire à travers la valve mitrale, et le côté horizontal supérieur représente la vidange ventriculaire à travers la valve aortique. Chez une souris sauvage en bonne santé, on s'attend à des pressions du ventricule gauche comprises entre 90 et 110 millimètres de mercure, avec une vitesse maximale de la dérivée maximale de la pression allant de 8000 à 12000 millimètres de mercure par seconde.En outre, l'un des artefacts de mesure les plus courants pouvant compliquer l'analyse des données de volume et de pression est l’emprisonnement du cathéter, qui se manifeste par une surpression en fin de systole, probablement due à la compression directe du transducteur de pression par un muscle papillaire ou une autre structure dynamique à l'intérieur du ventricule. Lors de la réalisation de cette procédure, il est essentiel de surveiller en continu la souris afin de maintenir une profondeur d'anesthésie adéquate. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en environ une heure, selon le protocole utilisé après le positionnement du cathéter.Une fois cette procédure terminée, les perfusions de composés expérimentaux peuvent être utilisées pour évaluer leurs effets sur la fonction cardiaque. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment placer chirurgicalement un cathéter pression-volume dans le ventricule gauche de la souris et obtenir des boucles pression-volume de haute qualité pour l'analyse cardiaque.

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