Name: Isolement et caractérisation dune tête et du cou squameux Carcinome Sous-population Ayant les cellules souches Caractéristiques (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 28 s
Description: Découvrez l'isolement de cellules souches cancéreuses du carcinome épidermoïde de la tête et du cou par cytométrie en flux multiparamétrique. Cette méthode permet d'étudier la résistance aux traitements et la récidive tumorale.

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Nous remercions Thibault Andrieu et Sébastien Dussurgey de la Plateforme de Cytométrie en Flux de l’UFR BioSciences Gerland-Lyon-Sud (UMS3444/US8) pour leurs conseils et leur aide lors de notre tri. Ce travail a été réalisé dans le cadre scientifique de l’ETOILE et du Labex-PRIMES (ANR-11LABX-0063).

Toutes les procédures animales ont été réalisées conformément aux directives locales sur les soins aux animaux. Tous les détails de cette étude ont été approuvés par le CECCAPP, un comité d&#39;éthique français. 1. La sélection d&#39;une population latérale (SP) par le colorant Hoechst efflux Dosage <ol><li> Coloration 50 millions de cellules avec le colorant Hoechst 33342. <ol><li> Préparer deux 15 ml dans des tubes stériles à fond conique: un tube marqué &quot;HOECHST&quot; et une étiqueté «Hoechst et vérapamil». Préparer 10 ml de solution de chlorhydrate de vérapamil 5 mM dans de l&#39;eau stérile. Préparer le milieu de culture (MC) pour les cellules souches. <ol><li> Pour préparer CM pour le SCC (CM-CSC), combiner les éléments suivants: Eagle modifié milieu de Dulbecco (DMEM): F12 (1: 3, v: v), 5% de sérum de veau foetal (FCS), 0,04 mg / L d&#39;hydrocortisone , 100 U / ml de pénicilline, 0,1 g / l de streptomycine et 20 ug / L de facteur de croissance épidermique (EGFR). </li></ol></li><li> Sous une hotte à flux laminaire, trypsiniser cellules. Retirez le support, laver avec sle phosphate de terile une solution saline tamponnée (PBS) et ajouter 1 ml de trypsine-EDTA (0,5 g / L) pour un flacon de 75 cm. Incuber 3 min à 37 ° C. Arrêter la réaction en ajoutant du milieu de culture utilisé pour la lignée cellulaire parentale. Compter le nombre de cellules en utilisant un compteur de cellules. <ol><li> Pour préparer CM lignée cellulaire parentale (CM-P), de compléter DMEM avec 10% de FCS, 0,4 mg / L d&#39;hydrocortisone, 100 U / ml de pénicilline et 0,1 g / L de streptomycine). </li></ol></li><li> Diluer la suspension cellulaire obtenue à l&#39;étape 1.1.2 pour obtenir 10 7 cellules / ml dans du CM-P. Divisez la suspension cellulaire dans les 2 tubes préparés: mettre 100 pi (10 6 cellules) dans le tube &quot;Hoechst et vérapamil&quot; et 4 ml (4 x 10 7 cellules) dans le tube &quot;Hoechst&quot;. </li><li> Dans l&#39;échantillon &quot;Hoechst et vérapamil&quot;, ajouter 10 pi de solution de chlorhydrate de 5 mM vérapamil (concentration finale: 0,5 mM) et mélanger doucement. Ajouter 5 ul de 1 g / L de solution de Hoechst (concentration finale: 0,1 g / l). Dans l&#39;échantillon &amp; #34; Hoechst &quot;, ajouter 5 pl de 1 g / solution par 10 6 cellules (200 au total ul) L Hoechst Désormais, conserver les échantillons protégés contre l&#39; exposition de la lumière directe en utilisant une feuille d&#39;aluminium.. </li><li> Incuber tous les tubes dans un bain d&#39;eau à 37 ° C pendant 1 h 30 min. Mélanger doucement toutes les 15 min pour empêcher les cellules de s&#39;installer. </li><li> Tubes à centrifuger à 250 g pendant 5 min à 4 ° C. Retirer le surnageant et remettre en suspension chaque culot avec 2 ml de 1 x PBS. </li><li> Tubes à centrifuger à 250 g pendant 5 min à 4 ° C. Retirer le surnageant. Resuspendre &quot;Hoechst et le vérapamil&quot; culot dans 500 pl de 5 mg / l d&#39;iodure de propidium (PI) dilué dans du tampon PBS et le culot &quot;HOECHST&quot; dans 4 ml de 5 mg / L PI dilué dans du tampon PBS. </li><li> Transfert solutions d&#39;échantillon à travers un tamis de 70 um cellulaire pour éliminer les agrégats et de recueillir des cellules individuelles dans des tubes pour l&#39;absorption de l&#39;échantillon sur la cytométrie de flux. Conserver les échantillons sur la glace et la protection contre l&#39;exposition de la lumière directe en utilisant une feuille d&#39;aluminium. </li></ol></li><li> jesolation de la population latérale Hors colorant Hoechst par Cell Sorting. <ol><li> Effectuer Hoechst séparation cellulaire négative sur une cytométrie en flux trieur avec les paramètres suivants: laser UV (355 nm), 2 détecteurs sur le chemin laser UV avec Hoechst bleu (450/50 BP) et rouge Hoechst (610/20 BP) filtres, et 2 collectionneurs. <ol><li> Tout d&#39;abord, analyser l&#39;échantillon &quot;Hoechst&quot; qui sert de contrôle positif pour la coloration et cytomètre de flux set-up. </li><li> Utilisation du logiciel cytomètre, sur la fenêtre &quot;Global Feuille&quot;, cliquez sur &quot;Dot Plot&quot; (cinquième top photo de droite) et de créer un graphique sur la feuille de calcul global. En ordonnée, avec un clic droit, sélectionnez FSC-A (diffusion vers l&#39; avant) et sur ​​l&#39; abscisse, SSC-A (diffusion latérale) (figure 1A). De la même manière, créer un SSC-W par rapport SCC-H dot plot. Sur ce second tracé de points, pour créer une région de P1, cliquez sur &quot;Polygon gate&quot; (quatorzième top photo de droite) (figure 1B) 33. Note: La région P1 seraenglober des cellules individuelles et discriminer doublets. </li><li> Facultatif: Exclure PI cellules positives en créant une FSC-A par rapport à PI fermée sur P1. Sur cette parcelle de point, sélectionnez la population négative PI (P2) pour exclure les cellules mortes positives PI. </li><li> Utilisation du logiciel cytomètre, sur la fenêtre &quot;Global Feuille&quot;, cliquez sur &quot;Dot Plot&quot; et créer un graphique sur la feuille de calcul global. En ordonnée, avec un clic droit, sélectionnez bleu Hoechst-A et abscisse, rouge Hoechst-A. Avec un clic droit sur la population, sélectionnez &quot;Afficher la population» et P1. Sur cette parcelle de point, créer une région (P2) pour sélectionner les cellules négatives population du côté de colorant Hoechst (SP) qui apparaît comme un bras latéral sur la gauche de la principale population de cellules (figure 1C). </li></ol></li><li> Analyser l&#39;échantillon &quot;Hoechst&quot; et de recueillir 10.000 événements. Pour veiller à ce que la porte P2, qui représente la population de SP, est bien placé, analyser l&#39;échantillon &quot;Hoechst et vérapamil&quot; (10.000 événements)d&#39;observer la disparition de la population de SP (figure 1D). </li><li> Collecter les SP Hoechst colorant cellules négatives dans un tube de 15 ml contenant 1 ml de CM-CSC préparés 1.1.1.1. </li><li> A la fin du tri cellulaire, centrifuger la suspension de cellules à 250 g pendant 5 minutes, éliminer le surnageant et remettre en suspension le culot avec 1 ml de CM-SCC. Compter le nombre de cellules triées en utilisant un compteur de cellules et de transférer un nombre approprié de cellules dans un flacon de culture (voir le tableau 1). Ajouter CM-CSC et incuber à 37 ° C et 5% de CO 2 atmosphère. </li><li> Maintenir des cellules en culture dans les mêmes conditions pour un maximum de 2 passages jusqu&#39;à ce qu&#39;il y ait un minimum de 5 x 10 7 cellules (voir l&#39; étape 3, &quot;méthode de culture cellulaire»). </li></ol></li></ol> 2. Sélection de la haute / ALDH élevée Sous-population CD44 dans la population Side Classé <ol><li> Coloration 50 millions de cellules SP avec le kit de détection ALDH et CD44 Anticorps. <ol><li> Préparer sept tubes de 15 ml stériles étiquetés comme suit: «non marqué» (Tube a), &quot;CD44-APC&quot; (Tube b), &quot;IgG1-APC&quot; (Tube c), &quot;ALDH&quot; (Tube d), &quot;ALDH et DEAB &quot;(Tube e),&quot; ALDH et CD44-APC &quot;(Tube f),&quot; ALDH, DEAB et CD44-APC &quot;(Tube g). Conservez tous les tubes et réactifs à 4 ° C au cours de la coloration. </li><li> Préparer un tampon A avec 4,5 ml de tampon 1 (contenue dans le kit) et 45 pi de CD44-APC (allophycocyanine) anticorps (dilution 1: 100). Préparer un tampon B avec 100 ul de tampon 1 et 1 pi d&#39;anticorps IgG1-APC (dilution 1: 100). Préparer le tampon C avec 4 ml de tampon 1 et 20 ul du réactif de la trousse. </li><li> Préparer une suspension cellulaire des cellules préalablement trié (étape 1.2.5) à 10 7 cellules / ml. Ajouter 100 pl (10 6 cellules) de la suspension cellulaire sur les tubes a, b et c et 4 ml (4 x 10 7 cellules) à tubes f. Pour le moment, ne pas mettre les cellules dans des tubes d, e et g. </li><li> Centrifuger les tubes contenant les cellules à 250 xg pendant 5 min. Eliminer le surnageant et remettre en suspension les pastilles dans des tubes a, b et c dans 100 ul de tampon 1. Ajouter 5 ul de diéthylaminobenzaldéhyde (DEAB), un inhibiteur de l&#39;ALDH tubes e et g. <ol><li> Resuspendre les cellules dans le tube f avec 4 ml de réactif C et à transférer immédiatement 100 pl dans des tubes d, e et g. Incuber tous les tubes dans un bain d&#39;eau à 37 ° C pendant 30 min et protéger contre l&#39;exposition de la lumière directe en utilisant une feuille d&#39;aluminium. Mélanger la suspension cellulaire doucement par tourbillonnement au bout de 15 min pour empêcher les cellules de se fixer. </li></ol></li><li> A partir de ce moment, garder les tubes sur la glace et à l&#39;abri de l&#39;exposition de la lumière directe en utilisant une feuille d&#39;aluminium. Centrifuger tous les tubes à 250 g pendant 5 min à 4 ° C et retirer le surnageant. </li><li> tube Resuspendre f dans 4 ml et tubes b et g avec 100 pi de tampon A. Tube Resuspendre c avec 100 pi de tampon B. Pour les autres tubes, ajouter 100 pi de tampon 1. Incuber 10 min à 4 °; C. </li><li> Centrifuger tous les tubes à 250 g pendant 5 min à 4 ° C et retirer le surnageant. Rincer une fois avec 1 ml de tampon 1 (4 ml pour le tube f) et centrifuger à nouveau à 250 g pendant 5 min à 4 ° C. Retirer le surnageant. Remettre en suspension le culot dans le tube f 4 ml et de tous les autres tubes dans 1 ml de tampon 1. </li><li> Transférer les solutions d&#39;échantillon à travers 70 crépines cellulaires um pour éliminer les agrégats et de recueillir des cellules individuelles dans des tubes appropriés pour l&#39;absorption de l&#39;échantillon sur cytométrie de flux. </li></ol></li><li> Isolement du CD44 haute / ALDH haute cellule Population par Fluorescence tri cellulaire activé. <ol><li> Effectuer CD44 haute / ALDH haute tri cellulaire sur une cytométrie en flux trieur avec les paramètres suivants: laser bleu (488 nm) et le laser rouge (633 nm), 1 détecteur sur le chemin de laser bleu avec un filtre FITC (530/30), 1 détecteur sur le trajet du laser rouge avec un filtre d&#39;APC (660/20) et 2 collecteurs. </li><li> Utilisation du logiciel cytomètre, cliquez sur &quot;Dot Plo(Le cinquième top photo de droite) t &quot;pour créer une FSC-A par rapport SSC-A tracé de points tel que décrit dans la section 1.2.1.2, pour vérifier la morphologie des cellules et sélectionner une population composée de cellules individuelles avec un SSC-W par rapport SSC-H dot plot. </li><li> Utilisation du logiciel cytomètre, sur la fenêtre &quot;Global Feuille&quot;, cliquez sur &quot;Dot Plot&quot; et créer un graphique sur la feuille de calcul global. En ordonnée, avec un clic droit, sélectionnez APC-A et abscisse, FITC-A afin de sélectionner la population à double teinté. Créer une porte en utilisant des tubes d et e pour sélectionner des cellules haute ALDH (Figure 2A). Nota: Les cellules positives disparaissent dans le tube électronique traité avec DEAB (figure 2B). <ol><li> Sur le même graphique, créer une deuxième porte en utilisant des tubes b et c afin de sélectionner les cellules CD44 élevées (Figure 2C et 2D). Les cellules positives disparaissent dans le tube contenant IgG1-APC. Analyser tubes f et g et créer une troisième porte qui comprend CD44 haute / ALDH &lt;sup&gt; cellules élevées (Figure 2E et 2F). Remarque: si des cellules positives sont présentes dans le tube contenant IgG1-APC (figure 2D), l&#39;interaction entre les cellules et l&#39;anticorps APC colorées ne sont pas spécifiques. </li></ol></li><li> Collecter CD44 haute / ALDH cellules élevées dans un tube de 15 ml contenant 1 ml de CM-CSC. Collecter aussi CD44 bas / ALDH bas dans un tube de 15 ml contenant 1 ml de CM 19. Note: Préparer CM-CSC comme décrit à l&#39;étape 1.1.1.1. </li><li> Centrifuger la suspension cellulaire à 250 g pendant 5 min, retirer le surnageant et remettre le culot avec 1 ml de CM-CSC. Comptez le nombre de cellules triées. </li></ol></li></ol> 3. Cellule Méthode Culture <ol><li> Après le double-tri des cellules telles que décrites ci - dessus, la plaque les cellules triées dans un flacon de culture approprié (tableau 1) avec CM-CSC à 37 ° C avec 5% de CO 2. Après 18-24 heures,vérifier si les cellules ont adhéré et changer le milieu de culture. Changer le milieu de culture tous les 3 jours jusqu&#39;à ce que les colonies d&#39;expansion est supérieur à 50% confluentes. </li><li> Utiliser le volume approprié de trypsine 0,5 g / l - de l&#39; EDTA (tableau 1) pour trypsiniser cellules du flacon de culture. Incuber les cellules 3 à 5 min à 37 ° C. Ajouter le volume approprié de CM-CSC (Tableau 1) pour arrêter l&#39;action de la trypsine. </li><li> Comptez le nombre de cellules obtenues et la plaque 4 x 10 5 cellules dans un flacon de culture de 175 cm² avec CM-CSC. Incuber à 37 ° C et 5% de CO 2. A cette concentration, les cellules avec un temps de doublement de 24 h seront 70% confluentes en 7 jours. </li><li> Utilisez CSCs pour in vitro ou des expériences in vivo avant d&#39;avoir subi 3 passages. </li></ol> 4. Confirmation de la tumeur potentielle et SCC Caractéristiques <ol><li> Tumor Formation Sphère à confirmer le potentiel de tumeur de la CD44 haute / ALDHLes cellules élevées. <ol><li> Trypsiniser cellules comme décrit dans 3.2. Ajouter 1 x 10 6 cellules à un tube de 15 ml et on centrifuge à 250 g pendant 5 min. Retirer le surnageant et remettre en suspension le culot dans un DMEM: F12 (3: 1) FCS milieu sans, 20 ng / ml de rhEGF, 4 mg / L de l&#39;héparine et 1x B27. Incuber les cellules dans un puits 6 de faible plaques d&#39; ancrage de flacon de culture à 37 ° C et 5% de CO 2. Remarque: Utilisez DMEM: F12 (3: 1) contenant 5% de FCS, 20 ng / ml de rhEGF, 4 mg / L de l&#39;héparine et 1x B27 si la cellule ne se développe pas sans FCS. </li><li> Observer la formation de la sphère de la tumeur à l&#39; aide d&#39; un microscope optique à partir de 4 à 10 jours après le semis (figure 3A). Remarque: le diamètre de la sphère de la tumeur doit être supérieure à 35 um. Cellules CD44 haute / ALDH élevées vont montrer une tumeur formation plus rapide et plus intense de la sphère en termes de nombre et de la taille par rapport à CD44 faible / ALDH faible. </li></ol></li><li> Évaluation de In Vivo tumorigénicité AprèsInjection sous - cutanée de CD44 élevé ALDH élevées cellules / NOD-SCID Souris. <ol><li> Après le tri, remettre en suspension les cellules dans du PBS à trois concentrations différentes (10 4 cellules / ml, 10 5 cellules / ml, et 10 6 cellules / ml). Injecter sous - cutanée de 100 ul de 10 4 cellules / ml (10 3 cellules) dans la région du flanc droit de 6 souris. Faites de même pour 10 5 cellules / ml (10 4 cellules), et 10 6 cellules / ml (10 5 cellules). Note: dilution inférieure à 10 3 cellules peuvent être testées. </li><li> Injecter la même concentration de cellules CD44 ALDH bas / bas dans la région du flanc gauche. Moniteur injecté des souris pour un maximum de 10 semaines pour voir la progression tumorale 19. </li></ol></li></ol>

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<li>Kanojia, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proteomic+profiling+of+cancer+stem+cells+derived+from+primary+tumors+of+HER2%2FNeu+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">Proteomic profiling of cancer stem cells derived from primary tumors of HER2/Neu transgenic mice.</a> Proteomics. 12 (22), 3407-3415 (2012).</li>
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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole décrit une méthode fiable pour l&#39;isolement réussi de cellules souches cancéreuses à partir d&#39;une lignée cellulaire spécifique qui est applicable à d&#39;autres lignées de cellules HNSCC. Tête et du cou CSCs isolés sont ensuite appropriés pour une caractérisation moléculaire in vitro et la validation fonctionnelle par la transplantation chez des souris immunodéficientes 19. Cependant, certaines modifications peuvent être testés en fonction de la population de côté ou les CD44 <sup...

Tête et cou épidermoïde carcinome (CETC) est une tumeur maligne commune dans le monde entier et malgré les progrès réalisés dans les traitements actuels, les patients ayant une maladie avancée ont un mauvais pronostic. Le taux de survie à 5 ans globale du patient est d&#39;environ 30%, malgré la combinaison d&#39;approches thérapeutiques, y compris la chirurgie, chimio-radiothérapie et-thérapies ciblées. Des études récentes attribuent une récidive locale et de métastases à distance à la survie des cellules souches comme le cancer (CSC) suivant des thérapies anticancéreuses 1. Il y a accumulation de preuves étayant l&#39;existence de cellules présentant des cellules souches propriétés (capacités état ​​indifférencié, auto-renouvellement et de différenciation, et l&#39; activité de la télomérase) dans diverses tumeurs solides , y compris du sein, du cerveau, de la prostate, du poumon, du côlon, du pancréas, du foie et de la peau 2- 10. Cependant, l&#39;origine de CSCs reste incertaine 11,12. Ils peuvent résulter de la transformation maligne des cellules souches normales 3,13 ou dedifferenciation des cellules tumorales qui acquièrent des caractéristiques telles que CCM-14,15. Par conséquent, la compréhension des voies distinctes relatives à CSCs permettra de mieux comprendre le diagnostic et le traitement des CETC résistant tôt. Il a été proposé que les cellules souches cancéreuses possèdent également des phénotypes résistants qui soustraient chimiothérapie et la radiothérapie classique, ce qui entraîne une rechute de la tumeur par rapport à la masse des cellules tumorales et 16-19 sont localisées dans des niches 20 hypoxique. De nombreux facteurs ont été proposés pour expliquer ces résistances de CSCS, tels que la propension à quiescence, amélioré la réparation de l&#39; ADN, des mécanismes de contrôle du cycle cellulaire régulés à la hausse, et de balayage des radicaux libres 21. En outre, plusieurs voies moléculaires oncogéniques peuvent être spécifiquement activées dans CSCs 17. Afin d&#39;améliorer la connaissance des CSC pour-thérapies ciblées en outre, nous avons besoin de méthodes fiables pour l&#39;identification et l&#39;isolement des CSCs, en raison de l&#39;hétérogénéité des marqueurs liés à des cellules souches dansdivers types de cancers 22. En CETC, cellules souches , initiatrices de tumeurs ont été isolées à partir de tumeurs de patients primaire par le tri des cellules exprimant différents biomarqueurs du SCC (tels que la drogue efflux transporteurs expression 23, CD44 élevé, CD24 faible CD133 élevé, c-Met + phénotype 10,24, 25, ou ALDH haute activité 26) ou la culture de la tumeur primaire du patient pour former squamospheres qui ont des propriétés du SCC. Néanmoins, le nombre de squamospheres diminue considérablement après deux passages, donnant ainsi une petite taille de l&#39; échantillon pour une caractérisation des études 27. Par conséquent, des essais in vitro à partir de lignées cellulaires bien établies est une solution plus facile à concevoir des expériences en vue d&#39;améliorer la connaissance des CSC. Le but de cet article est de proposer une méthode pour isoler CSCs de lignées de cellules HNSCC utilisant cytométrie de flux multiparamétrique analyse unnd tri cellulaire. L&#39;expression de CD44 en corrélation avec plusieurs propriétés CCM y compris l&#39;activité de ALDH, Side Population (SP) phénotype, la capacité de formation sphéroïde et tumorigénicité sont utilisés pour isoler et caractériser cette sous-population de CSCs. CD44 est une glycoprotéine de surface cellulaire, est impliquée dans l&#39;adhésion cellulaire et la migration. CD44 est fortement exprimé dans de nombreuses tumeurs solides CSCs 28, y compris dans la tête et le cancer du col modèles 29-31. De plus, les cellules CD44 élevées peuvent générer in vivo d&#39; une tumeur hétérogène alors que les cellules CD44 faibles ne peuvent pas 10. Le dosage de PS est basé sur le potentiel différentiel des cellules à efflux le colorant Hoechst 22 par l&#39; intermédiaire de la famille ATP-binding cassette (ABC) , des protéines de transport surexprimés dans la membrane du SCC. Ce dosage comprend l&#39;utilisation d&#39;inhibiteurs de transporteurs ABC tels que le vérapamil dans les échantillons témoins. Aldéhyde déshydrogénase (ALDH) est une enzyme intracellulaire qui est impliqué dans la conversion du rétinol à retl&#39; acide inoic lors de la différenciation des cellules souches début 25,26. Les cellules qui présentent une forte activité ALDH montrent le comportement des cellules souches comme dans HNSCC 26 et un très petit nombre de cellules élevées ALDH sont capables de générer des tumeurs in vivo 26,32. La combinaison de ces marqueurs et des propriétés a été utilisé avec succès par Bertrand e t al. , Pour étudier la résistance in vitro et in vivo de ces cellules souches cancéreuses à un rayonnement de photons et 19 ions carbone. Leurs résultats ont clairement montré que la combinaison de différents marqueurs cellulaires et propriétés sont plus sélectifs pour les études utiles sur les populations HNSCC CCM que les approches mono-marqueurs.

<table><tbody><tr><td>Sérum de veau fœtal Gold</td><td>GE Healthcare</td><td>A15-151</td><td></td></tr><tr><td>Hydrocortisone soluble dans l’eau</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H0396-100MG</td><td></td></tr><tr><td>Pénicilline/Streptomycine 100x</td><td>Dominique Dutscher</td><td>L0022-100</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>61965-026</td><td></td></tr><tr><td>F12 Mélange de noix (1x) + GlutaMAX-I</td><td>Gibco</td><td>31765-027</td><td></td></tr><tr><td>EGF</td><td>Promega</td><td>G5021</td><td>La solution doit être préparée juste avant l’utilisation car elle est très instable</td></tr><tr><td>Héparine</td><td>StemcellTM Technologies</td><td>7980</td><td></td></tr><tr><td>B-27 Supplément (50x), moins la vitamine A</td><td>Gibco</td><td>12587-010</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>14533</td><td>Corrosif, toxicité aiguë (orale, cutanée, inhalation) catégorie 4</td></tr><tr><td>Chlorhydrate de vérapamil</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>V-4629</td><td>Toxicité aiguë (orale, cutanée, inhalation) catégorie 3</td></tr><tr><td>Iodure de propidium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4170</td><td>Toxicité aiguë (orale, cutanée, inhalation) catégorie 4</td></tr><tr><td>ALDEFLUOR Kit</td><td>Stem Cell</td><td>1700</td><td></td></tr><tr><td>CD44-APC, anticorps humain</td><td>Miltenyi Biotech</td><td>130-095-177</td><td></td></tr><tr><td>IgG1-APC, anticorps humain</td><td>Miltenyi Biotech</td><td>130-093-189</td><td></td></tr><tr><td>Z1 Coulter particule</td><td>Beckman Coulter</td><td>6605698</td><td></td></tr><tr><td>Microscope optique</td><td>Olympus&nbsp ;</td><td>CKX31</td><td></td></tr><tr><td>SQ20B Lignée cellulaire</td><td>Don de John Little' s</td> <td>Laboratoire-Lignée</td><td></td></tr> <tr><td>cellulaire FaDu</td><td>ATCC</td><td>HTB-43</td><td></td></tr><tr><td>Plaques à faible ancrage</td><td>Thermo Fischer Scientific</td><td>145383</td><td></td></tr><tr><td>BD FACSDiva software v8.0.1</td><td>BD Biosciences</td><td>-</td><td></td></tr></tbody></table>

isolement et caractérisation d&#39;une tête et du cou squameux carcinome sous-population ayant les cellules souches caractéristiques

Isolation and Characterization of a Head and Neck Squamous Cell Carcinoma Subpopulation Having Stem Cell Characteristics

Malgré les progrès dans la compréhension de la tête et du cou carcinomes épidermoïdes (CETC) progression, le taux de survie à cinq ans reste faible en raison de la récidive locale et des métastases à distance. Une hypothèse pour expliquer cette récurrence est la présence de cellules souches comme le cancer (CCM) qui présentent une chimio- inhérente et radio-résistance. Afin de développer de nouvelles stratégies thérapeutiques, il est nécessaire d&#39;avoir des modèles expérimentaux qui valident l&#39;efficacité des traitements ciblés et donc de disposer de méthodes fiables pour l&#39;identification et l&#39;isolement des CSC. A cette fin, nous présentons un protocole pour l&#39;isolement des cellules souches cancéreuses à partir de lignées cellulaires humaines HNSCC qui repose sur la combinaison de deux tries successives de cellules réalisées par cellules activées par fluorescence (FACS). La première est basée sur la propriété de CSCs à surexpriment ATP-Binding Cassette (ABC) protéines de transport et donc exclure, entre autres, des colorants d&#39;ADN vitaux tels que Hoechst 33342. Les cellules triées avec eest la méthode sont identifiés comme une «population de côté» (SP). Étant donné que les cellules SP représentent un pourcentage faible (&lt;5%) des cellules parentales, une phase de croissance est nécessaire afin d&#39;augmenter leur nombre avant le second tri cellulaire. L&#39;étape suivante permet la sélection des cellules qui possèdent deux autres caractéristiques de cellules souches de CETC -à- dire de haut niveau du marqueur de surface cellulaire CD44 (CD44 haute) et la surexpression de l&#39; aldéhyde déshydrogénase (ALDH haute) expression. Depuis l&#39;utilisation d&#39;un marqueur unique a de nombreuses limites et les pièges pour l&#39;isolement des cellules souches cancéreuses, la combinaison de SP, CD44 et des marqueurs de l&#39;ALDH fournira un outil utile pour isoler CSCs pour d&#39;autres essais analytiques et fonctionnelles nécessitant des cellules viables. Les caractéristiques de souches comme des cellules souches cancéreuses a finalement été validés in vitro par la formation de tumorispheres et l&#39;expression de β-caténine.

L&#39;isolement des CSCs de lignées de cellules HNSCC requis deux tris successifs en raison de la très faible pourcentage de CSCs dans la lignée cellulaire parentale. Le premier tri est basé sur la capacité des cellules souches cancéreuses à exclure le colorant Hoechst du fait de transporteurs à efflux. Cela a abouti à l&#39; acquisition de 1-5% de la population totale des cellules triées (figure 1). Au cours du colorant Hoechst cellulaire négative tri, vérifier la taill...

Comprendre le rôle des cellules souches cancéreuses dans la récidive tumorale et la résistance aux thérapies est devenu un sujet de grand intérêt au cours de la dernière décennie. Cet article décrit l’isolement et la caractérisation de la sous-population de cellules souches cancéreuses à partir de lignées cellulaires de carcinome épidermoïde de la tête et du cou (HNSCC).

Isolement et caractérisation d&#39;une tête et du cou squameux Carcinome Sous-population Ayant les cellules souches Caractéristiques

Despite advances in the understanding of head and neck squamous cell carcinomas (HNSCC) progression, the five-year survival rate remains low due to local ...

L'objectif général de cette procédure est d'isoler les cellules souches cancéreuses à partir de carcinomes épidermoïdes de la tête et du cou, ou lignées cellulaires de CECCT. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du traitement du cancer, notamment sur la manière d'utiliser la chimiothérapie pour surmonter la radio-résistance tumorale. Le principal avantage de cette technique est qu'elle utilise une combinaison de marqueurs pour obtenir une grande spécificité dans l'isolement des cellules souches cancéreuses à partir de lignées cellulaires de CECCT.La procédure sera démontrée par Prescillia Battiston-Montagne, notre technicienne, et Marion Gilormini, doctorante de mon laboratoire. Pour sélectionner une population latérale de cellules souches cancéreuses au moyen du test d'efflux du colorant Hoechst, étiquetez d'abord un tube conique « Hoechst » et un autre « Hoechst et Vérapamil ». Ensuite, lavez une culture cellulaire de CSHN avec du PBS stérile, puis ajoutez un millilitre de trypsine-EDTA.Après trois minutes à 37 degrés Celsius, arrêter la réaction avec du milieu de culture cellulaire frais et compter les cellules. Diluer la culture à une concent

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Un dispositif de cloisonnement microfluidique pour étudier la migration des cellules souches du cancer est décrit. Cette nouvelle plate-forme crée un microenvironnement cellulaire viable et permet la visualisation microscopique de locomotion de cellules vivantes. Très mobiles cellules cancéreuses sont isolées pour étudier les mécanismes moléculaires de l'infiltration agressive, pouvant conduire à des thérapies plus efficaces futures.

Évaluation de la migration des cellules souches du cancer utilisant compartimenter dispositifs microfluidiques et imagerie des cellules vivantes

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Essai de discrimination de la population du côté cancéreux : une méthode pour isoler des cellules souches cancéreuses à l’aide d’un test d’efflux de colorant de Hoechst

Cet article décrit la préparation de tissus mélanome fraîchement obtenu dans des cultures de cellules primaires, et comment supprimer les contaminations des érythrocytes et des fibroblastes à partir des cellules tumorales. Enfin, nous décrivons comment...

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Ce protocole expérimental décrit l’isolement des CSCA à partir d’échantillons de cellules et de tissus cancéreux du sein ainsi que les tests in vitro et in vivo qui peuvent être utilisés pour évaluer le phénotype et la fonction des CSBC.

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Découvrez l'isolement de cellules souches cancéreuses du carcinome épidermoïde de la tête et du cou par cytométrie en flux multiparamétrique. Cette méthode permet d'étudier la résistance aux traitements et la récidive tumorale.

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