May 17th, 2016
L’objectif de ce protocole est d’évaluer la pression artérielle systémique chez des souris conscientes se déplaçant librement à l’aide de dispositifs de radiotélémétrie implantables.
L’objectif de ce protocole est d’évaluer la pression artérielle systémique chez des souris conscientes se déplaçant librement à l’aide de dispositifs de radiotélémétrie implantables. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des maladies vasculaires et permet d’évaluer de nombreux facteurs impliqués dans la régulation de la pression artérielle. Le principal avantage de cette technique est qu’elle permet de collecter une grande variété de paramètres physiologiques à partir d’animaux se déplaçant librement sans les artefacts associés à l’utilisation de la contention, de l’interaction humaine ou de l’anesthésie qui sont requis par d’autres techniques.
Hébergez les animaux de cette étude à 21 degrés Celsius avec 60 % d’humidité relative sous un cycle d’obscurité légère de 12 heures, et avec un accès libre à la nourriture et à l’eau. Pesez une souris sélectionnée, en la manipulant doucement et calmement. Comme le corps doit s’adapter à une sonde de télémétrie, la souris doit peser au moins 20 grammes.
Pour induire l’anesthésie, utilisez une chambre d’induction avec quatre à cinq pour cent d’isoflurane soufflant à 0,45 litre par minute. Transférez la souris inconsciente dans une plaque chauffante et fournissez-lui deux pour cent d’isoflurane via un cône nasal. Confirmez ensuite l’état anesthésié par un pincement de l’orteil.
Si la souris n’est pas réactive, procédez à l’épilation de la face ventrale de son cou à l’aide d’une crème pour cheveux. Essuyez ensuite les cheveux et l’excès de crème et nettoyez la peau avec trois applications alternées de bétadine et d’alcool isopropylique à 70 %. Les télémètres de cette expérience peuvent être réutilisés s’ils sont stérilisés conformément aux instructions du fabricant et si les extrémités de leurs cathéters sont remplies avec le gel du fabricant.
Maintenant, avec la souris en position couchée, faites une incision médiane d’un centimètre sous le cou de la souris avec un scalpel. Sur le côté gauche de la coupe, créez un espace sous-cutané en séparant soigneusement la peau du tissu conjonctif sous-jacent. Ensuite, retournez la souris et utilisez un scalpel pour faire une incision de 1,5 centimètre dans le côté dorsal gauche derrière l’omoplate.
Créez ainsi une poche sous-cutanée suffisamment grande pour accueillir l’appareil. Insérez maintenant l’émetteur dans la poche. Insérez ensuite une petite pince d’hémostatique dans l’incision du dos et manœuvrez-la sous-cutanée vers l’ouverture antérieure du cou.
À l’aide de la pince, saisissez doucement un tube en plastique de quatre centimètres de long et tirez l’hémostat vers l’arrière à travers le tunnel et hors de l’incision latérale dans le dos. Desserrez le tube une fois qu’il dépasse des incisions abdominale et dorsale. Maintenant, par l’arrière, insérez le capteur du cathéter dans le tube pour tunneliser l’extrémité du cathéter de détection de pression à travers le cou.
Ensuite, à partir de l’avant du cou, tirez et retirez le tube en polyéthylène et fermez l’incision dorsale à l’aide de clips métalliques. Ensuite, séparez soigneusement les glandes mandibulaires à l’aide d’applicateurs en coton. Rétractez ensuite la glande mandibulaire gauche à l’aide d’un crochet de hauban élastique.
Maintenant, à l’aide d’une pince incurvée à pointe fine, localisez l’artère carotide le long du côté gauche de la trachée et isolez soigneusement le vaisseau des tissus environnants. Ensuite, séparez doucement le nerf vague de l’artère carotide en prenant soin de ne pas couper ou endommager le nerf ou l’artère. Une fois séparés, passez trois morceaux de suture 7-0 non résorbable sous l’artère carotide isolée et attachez la suture crânienne pour fermer le flux sanguin.
Tirez sur la suture la plus proche du sternum pour obstruer temporairement le flux sanguin de l’aorte. Maintenant, faites un nœud lâche à l’aide de la suture centrale pour fixer le cathéter. Faites ensuite une petite incision dans l’artère entre les sutures à l’aide de micro-ciseaux.
À l’aide d’une pince à canulation spéciale, fixez doucement le cathéter afin que la sonde ne soit pas expulsée. Ensuite, utilisez une pince à épiler pour saisir doucement l’artère. Maintenant, récupérez le cathéter et insérez-le dans le vaisseau par la petite incision.
L’étape la plus critique de ce protocole consiste à insérer la sonde dans la cuve. Assurez-vous donc d’être détendu et assis confortablement lorsque vous l’exécutez, car une bonne coordination des mains est essentielle pour cette étape. Ensuite, resserrez le nœud de suture intermédiaire autour de l’artère et avancez doucement le cathéter.
Relâchez ensuite doucement la suture proximale au sternum et continuez à avancer le cathéter vers l’aorte transverse. Lors de l’avancement du cathéter dans l’artère carotide, il est important de regarder l’extrémité du micro de la sonde. Aller trop loin obstruera l’aorte et la souris mourra.
Une fois que le cathéter a été inséré à la bonne marque, resserrez doucement la suture inférieure et supérieure autour du cathéter pour le fixer à l’artère carotide. Enfin, fermez l’incision cutanée avec une suture 5-0 non résorbable et scellez l’incision avec un adhésif tissulaire. Surveillez la souris postopératoire jusqu’à ce qu’elle présente des postures et des comportements normaux.
Au cours des premières 24 heures, administrer l’analgésie selon les directives du vétérinaire du personnel. Une fois que les animaux se sont rétablis, cinq à sept jours après l’opération, logez-les individuellement dans une cage à souris ordinaire placée sur la plaque réceptrice de télémétrie. Pour collecter des données, placez la cage de la souris sur une plaque réceptrice de télémétrie et allumez l’émetteur à l’aide du dispositif magnétique du fabricant.
Après la procédure décrite, les données peuvent être acquises à distance par un récepteur. Les traces sont visualisées sur un écran d’ordinateur pour le contrôle de la qualité. Des détails tels que l’identification de l’animal, la pression artérielle diastolique et systolique et la date d’acquisition sont également indiqués.
La pression artérielle peut être enregistrée en continu ou pendant de courts intervalles programmés. Une découverte facilement apparente des enregistrements continus de la pression artérielle murine est qu’ils suivent un rythme circadien. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’implanter des sondes de télémétrie pour la surveillance basale noire.
Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 30 minutes si elle est correctement exécutée.
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Ce protocole vise à évaluer la pression artérielle systémique chez des souris conscientes et en mouvement libre à l'aide de dispositifs de radiotélémétrie implantables. Cette méthode est cruciale pour comprendre les maladies vasculaires et évaluer les facteurs impliqués dans la régulation de la pression artérielle.
Continuous, artifact-free blood pressure monitoring in freely moving mice is essential for evaluating new vasoactive agents and validating therapeutic targets in cardiovascular research. Implantable telemetry enables high-fidelity, long-term data collection, supporting predictive confidence in early discovery and translational studies. This capability directly impacts portfolio decisions by reducing biological uncertainty and enabling robust target validation.
This telemetry-based method integrates from early discovery through lead identification and preclinical validation, providing a continuous physiological readout for vascular target evaluation.