Name: Génération de signalisés et Mutants dans Modèle sans marqueurs cyanobactérielles espèces (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-29T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 45 s
Description: Découvrez une méthode de génération de mutants non marqués chez Synechocystis sp. PCC6803 et de mutants marqués chez Synechococcus sp. PCC7002. Cette technique permet des manipulations génétiques répétées pour la recherche en génétique cyanobactérienne.

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<ol><li>Zwirglmaier, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+phylogeography+of+marine+Synechococcus+and+Prochlorococcus+reveals+a+distinct+partitioning+of+lineages+among+oceanic+biomes%5BTitle%5D)+AND+%22Environ+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Global phylogeography of marine Synechococcus and Prochlorococcus reveals a distinct partitioning of lineages among oceanic biomes.</a> Environ Microbiol. 10, 147-161 (2008).</li>
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<li>Vieira, J., Messing, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pUC+plasmids%2C+an+M13mp7-derived+system+for+insertion+mutagenesis+and+sequencing+with+synthetic+universal+primers%5BTitle%5D)+AND+%22Gene%22%5BJournal%5D)">The pUC plasmids, an M13mp7-derived system for insertion mutagenesis and sequencing with synthetic universal primers.</a> Gene. 19, 259-268 (1982).</li>
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<li>Hein, S., Tran, H., Steinbuchel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synechocystis+sp.+PCC6803+possesses+a+two-component+polyhydroxyalkanoic+acid+synthase+similar+to+that+of+anoxygenic+purple+sulfur+bacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Synechocystis sp. PCC6803 possesses a two-component polyhydroxyalkanoic acid synthase similar to that of anoxygenic purple sulfur bacteria.</a> Arch Microbiol. 170, 162-170 (1998).</li>
<li>Ng, A. H., Berla, B. M., Pakrasi, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fine+tuning+of+photoautotrophic+protein+production+by+combining+promoters+and+neutral+sites+in+Synechocystis+6803%2C+a+cyanobacterium%5BTitle%5D)+AND+%22Appl+Environ+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Fine tuning of photoautotrophic protein production by combining promoters and neutral sites in Synechocystis 6803, a cyanobacterium.</a> Appl Environ Microbiol. , (2015).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Les étapes les plus critiques dans la production de mutants non marquées sont: 1) la conception plasmidique soin d&#39;assurer que la région ciblée est modifiée; 2) veiller à ce que les échantillons restent axénique, en particulier lorsqu&#39;elles sont cultivées sur le saccharose; 3) le placage des cellules pour la production mutante marquée sur BG11 transformé d&#39;abord des plaques de gélose dépourvues d&#39;antibiotiques, suivie par l&#39;addition d&#39;agar-agar, plus des antibiotiques 24 heures plus tard; 4) la c...

Les cyanobactéries sont un phylum ancienne et diverse évolutionnaire des bactéries présentes dans presque tous les milieux naturels sur la Terre. Dans les écosystèmes marins , ils sont particulièrement abondants et jouent un rôle clé dans de nombreux cycles de nutriments, ce qui représente environ la moitié de la fixation du carbone 1, la majorité de l&#39; azote fixation 2 et des centaines de millions de tonnes de la production d&#39;hydrocarbures 3 dans les océans chaque année. Chloroplastes, l&#39;organite responsable de la photosynthèse dans les algues et les plantes eucaryotes, sont susceptibles d&#39;avoir évolué à partir d&#39; une cyanobactérie qui a été englouti par un organisme hôte 4. Les cyanobactéries se sont révélés utiles des organismes modèles pour l&#39;étude de la photosynthèse, le transport d&#39;électrons 5 et les voies biochimiques, dont la plupart sont conservés dans les plantes. En plus des cyanobactéries sont de plus en plus utilisé pour la production de denrées alimentaires, les biocarburants 6, 7 et électricité industriels composés 8, en raison de leur salutconversion ghly efficace de l&#39; eau et du CO 2 à la biomasse en utilisant l&#39; énergie solaire 9. De nombreuses espèces peuvent être cultivées sur des terres non arables avec des nutriments minimaux et l&#39;eau de mer, ce qui suggère que les cyanobactéries pourraient être cultivées à grande échelle sans affecter la production agricole. Certaines espèces sont également des sources de produits naturels, y compris les antifongiques, antibactériennes et anti-cancer composés 10,11. La capacité de générer des mutants est essentielle pour comprendre la photosynthèse des cyanobactéries, la biochimie et la physiologie, et essentielle pour le développement de souches à des fins industrielles. La majorité des études publiées générer des souches génétiquement modifiées par insertion d&#39;une cassette de résistance aux antibiotiques au site d&#39;intérêt. Cela limite le nombre de mutations qui peuvent être introduites dans une souche, car seulement quelques cassettes de résistance aux antibiotiques sont disponibles pour une utilisation dans les cyanobactéries. Les souches contenant les gènes conférant aux antibiotiques resistance ne peut pas être utilisé pour la production industrielle dans les étangs ouverts, ce qui est susceptible d&#39;être le seul moyen rentable pour produire des biocarburants et autres produits à faible valeur 12. La génération de mutants non marqués surmonte ces limitations. les mutants non marqués ne contiennent pas d&#39;ADN étranger, à moins d&#39;inclure intentionnellement, et peuvent être manipulées à plusieurs reprises. Par conséquent, il est possible de générer autant de modifications dans une souche telle que souhaitée. En outre, des effets polaires sur les gènes en aval du site de modification peuvent être minimisés, ce qui permet une modification plus précise de l&#39;organisme 13. Pour générer des souches de mutants, des plasmides suicides contenant au moins deux fragments d&#39;ADN identiques à des régions dans le chromosome de cyanobactéries flanquant le gène à supprimer (appelée 5 &#39;et 3&#39; des régions adjacentes) sont tout d&#39;abord construit. Deux gènes sont ensuite insérés entre ces régions adjacentes. L&#39;un d&#39;entre eux codant pour une protéine de résistance à un antibiotique; le second code SacB, qui produces levansucrase, un composé conférant une sensibilité au sucrose. Dans la première étape du procédé, les mutants marqués, les souches contenant l&#39; ADN étranger certains sont générés. Le produit de construction de plasmide est mélangé avec les cellules de cyanobactéries, et l&#39;ADN est repris naturellement par l&#39;organisme. Les transformants sont sélectionnés par croissance sur des plaques d&#39;agar contenant l&#39;antibiotique approprié et le génotype mutant vérifié par PCR. plasmides de suicide ne peuvent pas se répliquer dans la souche d&#39;intérêt. Par conséquent, toutes les colonies résistantes aux antibiotiques vont résulter d&#39;un événement de recombinaison dans lequel le gène d&#39;intérêt inséré dans le chromosome. Pour générer des mutants non marqués, le mutant marqué est ensuite mélangé avec un second plasmide suicide ne contenant que les régions flanquantes 5 &#39;et 3&#39;. Cependant, si l&#39;insertion de l&#39;ADN étranger est nécessaire, un plasmide consistant en 5 &#39;et 3&#39; des régions avec une cassette contenant les gènes d&#39;intérêt inséré entre ces fragments d&#39;ADN flanquant, peut être utilisé. Selection est par croissance sur des plaques de gélose contenant du saccharose. Sous forme de saccharose est létal pour les cellules lorsque le produit du gène sacB est exprimé, les seules cellules qui survivent sont ceux dans lesquels un deuxième événement de recombinaison a eu lieu, de sorte que le gène de la sensibilité du saccharose, en plus du gène de résistance aux antibiotiques, a été recombinée de la le chromosome et sur le plasmide. En conséquence de l&#39;échange par recombinaison, les régions de flanquement et des ADN entre eux sont insérés dans le chromosome. Nous avons utilisé avec succès ces méthodes pour générer de multiples mutations chromosomiques dans la même souche de Synechocystis sp. PCC6803 (ci - après dénommé Synechocystis) 13,14, pour introduire des mutations ponctuelles dans un gène d&#39;intérêt et 13 pour l&#39; expression de cassettes de gènes. Alors que la génération de KO non marqués a été démontrée avant notre travail dans Synechocystis 15,16, une méthode détaillée, aidé parune présentation visuelle des étapes critiques, ne sont pas accessibles au public. Nous avons également appliqué la même méthode pour la production de KO marquées dans un autre modèle cyanobactérie, Synechococcus sp. PCC7002 (ci - après dénommé Synechococcus). Ce protocole offre une méthode claire et simple pour générer des mutants et un protocole rapide pour la validation et le stockage de ces souches.

<table><tbody><tr><td>NaNO3</td><td>Sigma</td><td>S5506</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4.7H2O</td><td>Sigma</td><td>230391</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma</td><td>C1016</td><td></td></tr><tr><td>acide citrique</td><td>Sigma</td><td>C0759</td><td></td></tr><tr><td>Na2EDTA</td><td>Fisher</td><td>EDT002</td><td></td></tr><tr><td>H3BO3</td><td>Sigma</td><td>339067</td><td></td></tr><tr><td>MnCl2.4H2O</td><td>Sigma</td><td>M3634</td><td></td></tr><tr><td>ZnSO4.7H2O</td><td>Sigma</td><td>Z4750</td><td></td></tr><tr><td>Na2MoO4.2H2O</td><td>Sigma</td><td>331058</td><td></td></tr><tr><td>CuSO4.5H2O</td><td>Sigma</td><td>209198</td><td></td></tr><tr><td>Co(NO3)2.6H2O</td><td>Sigma</td><td>239267</td><td></td></tr><tr><td>Citrate d’ammonium ferrique</td><td>Sigma</td><td>F5879</td><td></td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Sigma</td><td>P3786</td><td></td></tr><tr><td>Na2CO3</td><td>Fisher</td><td>SODC001</td><td></td></tr><tr><td>TES</td><td>Sigma</td><td>T1375</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Fisher</td><td>SODH001</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H3375</td><td></td></tr><tr><td>cyanocobalamine</td><td>Sigma</td><td>47869</td><td></td></tr><tr><td>Na2S2O3</td><td>Sigma</td><td>72049</td><td></td></tr><tr><td>Bacto</td><td>agar BD</td><td>214010</td><td></td></tr><tr><td>Saccharose</td><td>Fisher</td><td>SUC001</td><td></td></tr><tr><td>Boîte de Pétri 90 mm triple ventilée</td><td>Greiner</td><td>633185</td><td></td></tr><tr><td>0.2 &micro ; m filtres</td><td>Sartorius</td><td>16534</td><td></td></tr><tr><td>100 ml flacons</td><td>Pyrex</td><td>CON004</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm M 100 mm x 38&nbsp ; m</td><td>Bemis</td><td>FIL003</td><td></td></tr><tr><td>Phusion ADN polymérase haute fidélité&nbsp ;</td><td>Phusion</td><td>F-530</td><td></td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Melford</td><td>MB1200</td><td></td></tr><tr><td>Kit de purification d’ADN&nbsp ;</td><td>MoBio</td><td>12100-300</td><td></td></tr><tr><td>Restriction endonucléases</td><td>NEB</td><td></td><td></td></tr><tr><td>T4 ligase</td><td>Thermo Scientific</td><td>EL0011</td><td></td></tr><tr><td>Luria Bertani broth</td><td>Invitrogen</td><td>12795-027</td><td></td></tr><tr><td>MES</td><td>Sigma</td><td>M8250</td><td></td></tr><tr><td>Sulfate de kanamycine</td><td>Sigma</td><td>60615</td><td></td></tr><tr><td>Ampicilline</td><td>Sigma</td><td>A9518</td><td></td></tr><tr><td>GeneJET plasmide miniprep</td><td>kit Thermo Scientific</td><td>K0503</td><td></td></tr><tr><td>14 ml tube à fond rond</td><td>BD falcon</td><td>352059</td><td></td></tr><tr><td>GoTaq G2 Flexi DNA polymérase</td><td>Promega</td><td>M7805</td><td></td></tr><tr><td>425-600 &micro ; Billes de verre m</td><td>Sigma</td><td>G8772</td><td></td></tr><tr><td>Glycérol</td><td>Sigma</td><td>G5516</td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Sigma</td><td>D8418</td><td></td></tr><tr><td>Ampoules fluorescentes</td><td>Gro-Lux</td><td>69</td><td></td></tr><tr><td>HT multitron photobioréacteur</td><td>Infors</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

génération de signalisés et mutants dans modèle sans marqueurs cyanobactérielles espèces

Generation of Marked and Markerless Mutants in Model Cyanobacterial Species

Les cyanobactéries sont des organismes écologiquement importants et des plateformes potentielles pour la production de biocarburants et de produits industriels utiles. La manipulation génétique des cyanobactéries, en particulier des organismes modèles tels que Synechocystis sp. PCC6803 et Synechococcus sp. PCC7002, est un outil clé pour la recherche fondamentale et appliquée. La génération de mutants non marqués, par lesquels des altérations chromosomiques sont introduites dans une souche par l’insertion d’une cassette de résistance aux antibiotiques (un fragment d’ADN manipulable contenant un ou plusieurs gènes), suivie d’un retrait ultérieur de cette cassette à l’aide d’un marqueur sélectionnable négatif, est une technique particulièrement puissante. Les mutants non marqués peuvent être manipulés génétiquement à plusieurs reprises, ce qui permet d’introduire autant de modifications que nécessaire dans une souche. De plus, l’absence de gènes codant pour des protéines de résistance aux antibiotiques dans la souche mutée est souhaitable, car elle évite la possibilité d’une « fuite » d’organismes résistants aux antibiotiques dans l’environnement. Cependant, les méthodes détaillées pour les cycles répétés de manipulation génétique des cyanobactéries ne sont pas bien décrites dans la littérature scientifique. Nous fournissons ici une description complète de cette technique, que nous avons utilisée avec succès pour générer des mutants avec des délétions multiples, des mutations ponctuelles au sein d’un gène d’intérêt et l’insertion de nouvelles cassettes de gènes.

La conception du plasmide est essentielle pour le succès de la génération des deux mutants marqués et non marqués. La figure 1 donne un exemple de plasmide A et B utilisées pour générer un mutant de deletion dans les gènes et Synechocystis cpcC1 cpcC2 13. Dans chaque cas, les régions flanquantes 5 &#39;et 3&#39; sont à peu près 900-1,000 pb. régions flanquant réduits peuvent être utilisées, bien que le plus petit, nous avons mis à l&...

L’introduction de multiples altérations génomiques dans les cyanobactéries est un outil essentiel dans le développement de souches à des fins industrielles et de recherche fondamentale. Nous décrivons un système de génération de mutants non marqués chez l’espèce cyanobactérienne modèle Synechocystis sp. PCC6803 et de mutants marqués chez Synechococcus sp. PCC7002.

Génération de signalisés et Mutants dans Modèle sans marqueurs cyanobactérielles espèces

Cyanobacteria are ecologically important organisms and potential platforms for production of biofuels and useful industrial products. Genetic manipulation ...

L’objectif général de cette procédure est de démontrer un système de génération de mutants non marqués chez l’espèce cyanobactérienne Synechocystis PCC6803 et de mutants marqués chez l’espèce Synechococcus PCC7002. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la génétique des cyanobactéries. Comme comment introduire des altérations chromosomiques dans une souche.Par insertion d’un gène de résistance aux antibiotiques, suivie d’un retrait ultérieur de cette cassette, à l’aide d’un marqueur sélectionnable négatif. Le principal avantage de cette technique est que les souches peuvent être manipulées génétiquement à plusieurs reprises. Permettre d’introduire dans une souche autant d’alternances que nécessaire.Après avoir préparé les milieux, les souches de cyanobactéries et les plasmides, selon le protocole de texte. Mettez en place une culture fraîche en inoculant une boucle pleine de cellules cyanobactériennes, dans 30 à 50 millilitres de milieu BG11. Cultivez la culture à la lumière de 30 degrés Celsius pendant deux à trois jours, jusqu’à un OD7500, égal à 0,2 à 0,6.Après l’incubation, centrifugez un à deux millilitres de la culture à 2 300 g pendant cinq minutes. Ensuite, après avoir jeté le surnageant, utilisez le milieu BG11 pour laver les granules une fois, en pipetant doucement pour remettre les cellules en suspension. Comme le vortex peut entraîner la perte de pili, qui sont essentiels à l’absorption de l’ADN.Après avoir à nouveau granulé les cellules et retiré le surnageant, ajoutez le milieu BG11 à un volume final de 100 microlitres et transférez les cellules dans un tube à fond rond de 14 millilitres. Ensuite, ajoutez 1 microgramme du plasmide A préalablement préparé aux cellules. Et tapotez doucement pour mélanger.Ensuite, posez les tubes horizontalement dans l’incubateur à 30 degrés Celsius et incubez pendant quatre à six heures. Après l’incubation, étaler des aliquotes du mélange d’ADN plasmidique de culture cellulaire sur des plaques de gélose BG11 sans antibiotiques. Et incuber à 30 degrés Celsius.Environ 24 heures plus tard, préparer une solution de gélose à 0,6 %, dans de l’eau contenant de la kanamycine. Et laissez-le refroidir à 42 degrés Celsius. Ajoutez ensuite 2,5 à trois millilitres sur les bords des plaques de culture et inclinez la plaque, de sorte que la solution forme une couche supérieure de gélose uniforme à la surface.Incuber les plaques environ sept jours pour que les colonies soient visibles. Divisez ensuite une plaque de gélose BG11 fraîche et de kanamycine en six secteurs. Et utilisez un cure-dent à bout émoussé pour faire ressortir les colonies individuelles.Pour effectuer une PCR, pour confirmer un knockout marqué, transférez une petite quantité de cellules dans un tube contenant 50 microlitres d’eau et environ 20 billes de verre de 425 à 600 micromètres. Secouez les cellules et les billes à environ 2 000 tr/min pendant cinq minutes, avant d’essorer à 15 700 g pendant cinq minutes. Ensuite, utilisez cinq microlitres de surnageant pour préparer des réactions PCR de 50 microlitres avec des préliminaires d’ADN.Pour valider les mutants, après avoir conçu des amorces selon le protocole de texte, amplifiez le produit à l’aide du programme suivant, et incluez un contrôle de type sauvage. À l’aide de gelelektroforeses, vérifiez le génotype des transformants knock-out. Montrant une bande d’environ quatre paires de kilobase et dépourvue de la bande de type sauvage.Pour plus de détails, reportez-vous au protocole textuel. Si une bande de type sauvage est toujours présente, retracez la souche sur la plaque fraîche et répétez la PCR. Répétez le processus de validation jusqu’à ce que le mutant soit séparé et qu’aucune bande de type sauvage ne soit observée dans la réaction PCR.Pour une souche qui présente un profil mutant marqué, re-streak sur une plaque fraîche pour l’utiliser dans la génération d’un knockout non marqué. Pour générer des mutants Synechocystis non marqués, mettez en place une nouvelle culture de l’inactivation marquée en inoculant la boucle pleine de cellules dans 30 à 50 millilitres de milieu BG11. Cultivez la culture pendant deux à trois jours jusqu’à OD750, égal à 0,2 à 0,6.Centrifugez 10 millilitres de la culture à 2, 300 g pendant cinq minutes et jetez le surnageant. Ensuite, utilisez le milieu BG11 pour laver doucement les cellules. Après avoir ajouté BG11 à un volume final de 200 microlitres et transféré les cellules dans un tube à fond rond de 14 millilitres, ajoutez 1 microgramme d’ADN plasmidique B aux cellules et tapotez doucement pour mélanger.Ensuite, déposez les tubes horizontalement dans l’incubateur et incubez pendant quatre à six heures. Après l’incubation, ajoutez 1,8 millilitre de milieu BG11 et incubez les échantillons pendant un total de quatre jours en agitant. C’est un temps suffisant pour permettre à la recombinaison de se produire dans les multiples copies chromosomiques.Des aliquotes de 50, 10 et 1 microlitre de la culture transformée sur des plaques de gélose BG11 plus 5 % de saccharose et incuber pendant environ sept jours pour générer des colonies uniques. Ensuite, à l’aide d’un cure-dent à bout émoussé, faites éclore 30 à 50 colonies individuelles sur des plaques de BG11 plus de kanamycine. Appliquez ensuite du BG11 plus 5 % de saccharose.Les colonies qui se développent sur du BG11 et du saccharose, mais pas sur des plaques contenant de la kanamycine, sont potentiellement non marquées. Les colonies qui se développent sur les deux plaques sont susceptibles d’être résistantes au saccharose en raison d’une mutation du gène sacB. En suivant la méthode PCR, démontrée plus tôt dans cette vidéo, vérifiez les knockouts non marqués, qui produiront une bande de gel correspondant à la taille de type sauvage moins la région supprimée.Si la souche présente un profil mutant non marqué, il faut la réappliquer sur de la gélose BG11 fraîche sans antibiotiques. Pour conserver les souches à long terme, mettez en place une nouvelle culture de la souche en inoculant une boucle pleine de cellules dans 30 à 50 millilitres de milieu BG11. Cultivez la culture pendant trois à quatre jours jusqu’à ce que la DO 750 soit égale à 0,4 à 0,7.Après avoir utilisé BG11 pour laver les cellules une fois, remettez la pastille en suspension dans environ deux millilitres de BG11. Ajoutez 0,8 millilitre de cellules concentrées dans un tube. Ajoutez ensuite 0,2 millilitre de glycérol stérilisé à 80 %.Dans un autre tube, ajoutez 0,93 millilitre de cellules concentrées et 0,07 millilitre de DMSO. Stockez les deux tubes à moins 80 degrés Celsius. Pour raviver les souches, retirez le tube et utilisez un cure-dent à bout émoussé pour gratter certaines cellules sur une plaque de gélose sans antibiotiques.Ensuite, utilisez une boucle stérile pour faire des traînées comme d’habitude. Cette figure montre des exemples de plasmides A et B utilisés pour générer des mutants de délétion. Dans chaque cas, les cinq régions de bordage principal et les trois régions de bordage principal sont d’environ 900 à 1 000 paires de bases.Le plasmide B peut également contenir une cassette de gènes entre les cinq premiers et trois premiers d’environ une paire de kilobases flanquant les régions. Ou une version modifiée de la séquence du gène natif. Lors de la transformation avec le plasmide A, plusieurs centaines de colonies apparaîtront sur une plaque après sept à 10 jours.Si les gènes ne sont pas essentiels et que les mutants présentent une croissance, similaire à celle de la souche de type sauvage, alors tous les chromosomes doivent contenir une séquence insérée de copie npt1/sacB, déterminée par PCR. Si les gènes ne sont pas essentiels et que les mutants se développent lentement, plusieurs cycles de re-streaking avec des concentrations croissantes de kanamycine sont nécessaires pour obtenir un mutant marqué ségrégué. Si, lors de la remise en stries, un mutant marqué n’est pas obtenu, le gène est probablement essentiel à la survie.La majorité des colonies individuelles, obtenues par transformation avec le plasmide B, seront sensibles à la kanamycine et résistantes au saccharose. Comme démontré ici, l’amplification par PCR de la région cible dans ces colonies, montre que près de 100 % du profil mutant non marqué. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en quelques heures sur une période de six semaines si elle est exécutée correctement.Lors de cette procédure, il est important de ne pas oublier d’utiliser une technique stérile. Suite à cette procédure, d’autres méthodes telles que la mesure de la production d’oxygène, ou la chromatographie en phase gazeuse spectrométrie de masse, peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires, comme la mesure des taux de photosynthèse ou de la production de métabolites. Après son développement, cette technique a ouvert la voie aux chercheurs dans le domaine de la génétique des cyanobactéries.Explorer les principaux processus biochimiques et physiologiques de cet embranchement, ainsi que les souches développementales à des fins industrielles. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de générer des knockouts non marqués chez les espèces de Synechococcus PCC6803.

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