Name: Caractérisation et Application des échantillonneurs passifs pour la surveillance des pesticides dans leau (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-03T09:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 34 s
Description: Découvrez la caractérisation et l'application des échantillonneurs passifs pour surveiller les pesticides dans l'eau. Cette méthode simple et intégrée dans le temps permet d'évaluer les risques environnementaux avec précision.

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L’EPA suédoise (Naturvårdsverket) (accord 2208-13-001) et le Centre for Chemical Pesticides (CKB) sont vivement reconnaissants pour le financement de ce projet. Nous remercions Märit Peterson, Henrik Jernstedt, Emma Gurnell et Elin Paulsson de l’OMK-lab, SLU, pour leur aide habile en matière de soutien analytique et de fourniture d’étalons de pesticides.

1. Passif Sampler Conception et préparation <ol><li> Des feuilles de caoutchouc de silicone <ol><li> Découper les feuilles de caoutchouc de silicone (600 mm x 600 mm, 0,5 mm d&#39;épaisseur) en bandes de 2,5 mm x 600 mm et 2,5 mm x 314 mm en utilisant un outil de coupe en acier inoxydable et les relier au moyen d&#39;un rivet aveugle en acier inoxydable (3,2 mm x 10 mm ) avec un pistolet à rivet pour obtenir une taille totale échantillonneur de bande de 2,5 mm x 914 mm (surface = 457 cm 2, la masse de sorbants = 15,6 g, volume = 22,9 cm 3). </li></ol></li><li> Placer les caoutchoucs de silicone dans une chambre d&#39;extraction de Soxhlet. Ajouter 50 ml EA dans la chambre d&#39;extraction et ajoutez 250 ml EA et trois pierres d&#39;ébullition dans un ballon rond de la bouteille de 500 ml. <ol><li> Relier la chambre d&#39;extraction avec le flacon de la bouteille et d&#39;un condenseur. Nettoyer les caoutchoucs de silicone par extraction Soxhlet pendant 96 heures à environ 80 ° C, et les sécher ensuite sous azote gazeux doux. </li></ol></li><li> Fixez les stri en caoutchouc de siliconepe d&#39;un porte-échantillon croisillon en acier inoxydable par enroulement de la bande de caoutchouc de silicone autour des tiges sur le support (figure 1). Fixer chaque extrémité de la bande de caoutchouc de silicone à une tige sur le support à l&#39;aide des attaches de câbles. </li></ol><img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/54053/54053fig1.jpg" /> Figure 1. Schéma de caoutchouc de silicone. Échantillonneur passif schématique pour le caoutchouc de silicone montrant la fixation de la bande de caoutchouc de silicone à un acier inoxydable échantillon d&#39;araignée porte - A) du haut et B) la vue de côté. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54053/54053fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande cette figure.</a> <ol start="2"><li> POCIS-A et POCIS-B <ol><li> Pour POCIS-A, placer 220 mg de HLB sorbant en vrac (surface = 1,78 x 10 6 cm 2) entre deux 9,0 cm par 9,0 cm square polyéthersulfone (PES) membranes (figure 2). </li><li> Pour POCIS-B, placer 220 mg d&#39;un mélange adsorbant ( par exemple, une résine hydroxylée de polystyrène-divinylbenzène (80%) et d&#39; un adsorbant carboné dispersé sur un copolymère de styrène et de divinylbenzène (20%)) (surface spécifique = 2,82 x 10 6 cm 2) entre deux membranes PES (figure 2). </li><li> Comprimer le sorbant et deux PES entre deux anneaux en acier inoxydable manuellement (Ø intérieur = 5,4 cm) et le fixer sur un porte-échantillon d&#39;acier inoxydable (Figure 2). </li></ol></li></ol><img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/54053/54053fig2.jpg" /> Figure 2. Schéma de disques de l&#39; échantillonneur passif. Échantillonneur passif schématique pour POCIS A, B POCIS, SDB-RPS disque et C 18 disque montrant A) l&#39;assemblage de l&#39;échantillonneur passif en utilisant des anneaux en acier inoxydable, polyéthersulfone (PES) Membranes, et la phase de réception, et B) l&#39;assemblage sur un porte-échantillon en acier inoxydable. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54053/54053fig2large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <ol start="3"><li> SDB-RPS disque et C 18 disque <ol><li> Placez la (surface = 35 cm 2, de masse de sorbants = 0,34 g, volume = 1,7 cm 3) SDB-RPS et C 18 disques (surface = 35 cm 2, la masse de sorbants = 0,58 g, volume = 1,7 cm 3) entre deux membranes PES (figure 2). Compresser les disques et les deux PES entre deux anneaux en acier inoxydable manuellement (Ø intérieur = 5,4 cm) et le fixer sur un porte-échantillon d&#39;acier inoxydable (Figure 2). </li></ol></li></ol> 2. Des expériences de laboratoire Uptake NOTE: Les expériences d&#39;absorption de laboratoire ont été effectuées pour caractériser quantitativement l&#39;absorption kinetics pour 124 pesticides individuels pour cinq dispositifs échantillonneurs passifs différents dans des conditions contrôlées. <ol><li> Mener l&#39;étude de l&#39; absorption dans des récipients en verre rectangulaires (chaque ~ 95 L): Réservoir 1) caoutchouc de silicone (n = 16), le réservoir 2) POCIS-A (n = 16), POCIS-B (n = 16), et le réservoir 3 ) SDB-RPS disque (n = 16), C 18 disque (n = 16). Remplir d&#39;eau naturelle dans les trois réservoirs. </li><li> Effectuer toutes les expériences à une température constante de l&#39; eau (~ 20 ° C) et dans des conditions turbulentes à l&#39;eau (~ 10 cm sec -1) à l&#39; aide de deux pompes électriques fixées au mur de chaque côté. Effectuer les expériences dans l&#39;obscurité afin de minimiser l&#39;effet de la photodégradation. </li><li> De Spike chaque récipient en verre avec un mélange standard de pesticides contenant 124 pesticides à l&#39; aide d&#39; une seringue en verre (c ≈ 400 ng L -1 pour les pesticides individuels dans le réservoir d&#39;eau). Extraire les échantillonneurs passifs manuellement à partir des cuves, à des intervalles de 5, 11, 20 et 26 days, afin de déterminer les taux des pesticides d&#39;échantillonnage. </li><li> Surveiller les concentrations des pesticides dans chaque réservoir en recueillant des échantillons de 100 ml d&#39;eau aux jours 0, 5, 11, 20 et 26. L&#39;analyse des échantillons d&#39;eau est effectuée 21 comme décrit par ailleurs. <ol><li> Pour le contrôle de la qualité, d&#39;exposer des échantillons blancs à l&#39;air ambiant pendant 1 h au jour 0 et ensuite stocker et les traiter comme des échantillons réels. Stocker tous les extraits, ainsi que 100 ml d&#39;échantillons d&#39;eau prélevés dans les réservoirs à -18 ° C jusqu&#39;à analyse ultérieure. </li></ol></li></ol> Extraction 3. Sample <ol><li> Le caoutchouc de silicone <ol><li> Avant extraction, sécher la bande de caoutchouc de silicone sous un courant de haute pureté de l&#39;azote gazeux. </li><li> Pour chromatographie-spectrométrie de masse de gaz (GC-MS) analyse, effectuer l&#39;extraction solide-liquide par extraction Soxhlet 22. <ol><li> Placer le caoutchouc de silicone dans l&#39;extracteur Soxhlet. Ajouter 250 ml PE / ACE (50/50, v / v) et 3 boipierres ling dans le ballon de bouteille ronde. </li><li> Spike du caoutchouc de silicone avec 100 ul d&#39;un mélange IS (c = 5 ng ml - 1) à l&#39; aide d&#39; une seringue en verre. Ajouter 50 ml de PE / AS (50/50, v / v) dans l&#39;extracteur Soxhlet. Allumer l&#39;appareil et exécuter l&#39;extraction Soxhlet pendant 19 heures, puis éteindre le chauffage. </li><li> Concentrer les extraits par évaporation rotative suivie d&#39;azote doux purge à 1 ml. Échanger le solvant de CH / AS (90/10, v / v), en ajoutant trois fois 1 ml de CH / AS (90/10, v / v) pendant la purge d&#39;azote à 1 ml. </li></ol></li><li> Pour la chromatographie liquide-spectrométrie de masse tandem (LC-MS / MS) analyse, effectuer l&#39;extraction par extraction Soxhlet 22. <ol><li> Placer le caoutchouc de silicone dans l&#39;extracteur Soxhlet. Ajouter 250 ml de MeOH et 3 pierres d&#39;ébullition dans le ballon de bouteille ronde et 50 ml de MeOH dans l&#39;extracteur Soxhlet. Spike du caoutchouc de silicone avec 100 ul d&#39;un mélange IS (c = 5 ng ml - 1) en utilisant un verre syringe. </li><li> Allumer l&#39;appareil et exécuter l&#39;extraction Soxhlet pendant 19 heures, puis éteindre le chauffage. Concentrer les extraits par évaporation rotative suivie d&#39;azote doux purge à 1 ml. Remplacez le solvant ACN en ajoutant 1 ml ACN pendant l&#39;azote purge à 1 ml. </li></ol></li></ol></li><li> POCIS-A et POCIS-B <ol><li> Ouvrez l&#39;échantillonneur POCIS soigneusement et transférer le sorbant avec de l&#39;eau ultrapure en utilisant un entonnoir dans un solide extraction en phase (SPE) cartouche vide de polypropylène pré-nettoyée (6 ml) contenant deux polyéthylène (PE) frittes. Sécher le sorbant sous vide pour éliminer l&#39;eau. Enregistrer le poids de la cartouche SPE vide et emballé pour contrôler le poids de la matière sorbante. S&#39;il vous plaît noter que les différentes cartouches sont utilisées pour GC-MS et l&#39;analyse LC-MS / MS. </li><li> Avant l&#39;élution, spike sorbant avec 100 ul d&#39;un mélange IS (c = 5 ng ml - 1) à l&#39; aide d&#39; une seringue en verre. sorbants Eluer POCIS-A et POCIS-B à l&#39;aide de 5ml EA pour GC-MS 22. <ol><li> Concentrer les extraits à 1 ml par de l&#39;azote doux purge. Échanger le solvant de CH / AS (90/10, v / v), en ajoutant trois fois 1 ml de CH / AS (90/10, v / v) pendant la purge d&#39;azote à 1 ml. </li></ol></li><li> Les cartouches éluer POCIS-A et B-POCIS à l&#39; aide de 1,5 ml de MeOH puis par 8 ml de DCM / MeOH (80/20; v / v) pour analyse par LC-MS / MS 22. Concentrer les extraits à 1 ml par de l&#39;azote doux purge. Remplacez le solvant ACN en ajoutant 1 ml ACN pendant l&#39;azote purge à 1 ml. </li></ol></li><li> SDB-RPS et C 18 disque <ol><li> Transfert des disques individuels de SDB-RPS et C 18 disques dans un bêcher en verre et les sécher sous azote gazeux. Spike les disques avec 100 ul d&#39;une IS mélange (c = 5 ng ml - 1) à l&#39; aide d&#39; une seringue en verre et sonication eux deux fois dans un récipient en verre à la température ambiante, d&#39; abord avec 5 ml d&#39;AE pendant 10 min, puis avec 3 ml d&#39;EA pendant 10 min. </li><li> Transfert boextraits e dans un tube de verre, se concentrent les 2 ml par soufflage d&#39;azote douce vers le bas, et les diviser en deux fractions de 1 ml (pour GC-MS et l&#39;analyse LC-MS / MS, respectivement). </li><li> Concentrer les extraits à 0,5 ml par de l&#39; azote doux purge et échanger le solvant CH / ACE (90/10, v / v) pour l&#39; analyse GC-MS 22. Concentrer les extraits à 0,5 ml par de l&#39; azote doux purge et échanger le solvant à ACN pour l&#39; analyse LC-MS / MS 22. </li></ol></li></ol> 4. Les échantillons d&#39;eau <ol><li> Spike échantillon de 20 ml d&#39;eau avec 100 ul d&#39;une IS mélange (c = 5 ng ml - 1) en utilisant une seringue en verre, ajouter 3 ml de DCM, vortex pendant 3 minutes et transvaser dans un séparateur de phases pour l&#39; analyse GC-MS 22. <ol><li> Après que les deux phases sont séparées, la phase percoler DCM dans un tube de verre. Répéter l&#39;extraction en utilisant 3 ml de DCM, et rincer le tube avec 2 ml de DCM. Enfin, concentrer les extraits à 0,5 ml par de l&#39;azote doux purge et exchange du solvant à CH / AS (90/10, v / v). </li></ol></li><li> Analyser les échantillons d&#39;eau à l&#39; aide de l&#39; injection de grand volume, analogue à la méthode décrite par ailleurs par LC-MS / MS 21. </li></ol> 5. Analyse instrumentale <ol><li> L&#39;analyse par CG-SM <ol><li> Effectuer l&#39;analyse instrumentale des extraits CH / ECA en utilisant des systèmes GC-MS à ionisation électronique (EI) et le mode ionisation chimique négative (NCI), respectivement 22. </li><li> Pour la méthode GC-MS en utilisant IE, injecter aliquotes de 1 pl avec la méthode d&#39;injection de splitless sur une colonne HP-5ms UI (30 m, 0,25 mm de diamètre intérieur, 0,25 um film). </li><li> Pour la méthode utilisant GC-MS CI, injecter aliquotes de 3 pi sur une colonne HP-5ms UI (30 m, 0,25 mm de diamètre intérieur, 0,25 um film). </li></ol></li><li> L&#39;analyse HPLC-MS / MS <ol><li> Effectuer l&#39;analyse instrumentale de l&#39;ACN extraits par HPLC-MS / MS interfacé avec une source d&#39;ionisation électrospray en négatif ((-) ESI) et ions positifs mode ((+) ESI) 22. </li><li> Pour ESI (+), on dilue 100 ul de l&#39;extrait d&#39;ACN avec 900 ul d&#39;eau ultrapure ajusté à pH 5 en utilisant FA. </li><li> Pour ESI (-), dilué 100 ul d&#39;ACN extrait avec 900 ul de solution de 1% FA dans de l&#39;eau ultrapure. </li><li> Pour ESI (+), en utilisant un gradient binaire constitué de 2-propanol / méthanol / 10 mM de formiate d&#39; ammonium (02/06/92, v / v / v) et du MeOH à un débit de 0,3 ml min -1 d&#39;écoulement. </li><li> Pour ESI (-), utiliser un gradient binaire constitué d&#39;ACN / eau ultrapure 0,1% HAc et ACN + 0,1% HAc à un débit de 0,3 ml min -1 d&#39;écoulement. </li><li> Injecter tous les échantillons en utilisant une grande injection de volume de 500 ul en utilisant deux colonnes en ligne SPE ( à la fois 20 x 2 mm id et 20-25 granulométriques um) et une colonne analytique (C18, 100 x 3 mm, 3,5 pm) 21. </li></ol></li></ol> 6. Théorie sur l&#39;échantillonnage passif NOTE: Le profil absorption de la substance chimique à l&#39;échantillonneur mediu passivem (PSM) est divisé en trois sections: linéaire, curviligne et équilibre (figure 3). <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/54053/54053fig3.jpg" /> Figure 3. Passif courbe échantillonneur d&#39;absorption. A) et C) courbe absorption pour le montant cumulé de l&#39; acétamipride et le diméthoate, respectivement, dans les échantillonneurs passifs (N t) en ng absolue, et B) et D) la concentration du réservoir d&#39;eau de l&#39; acétamipride et le diméthoate, respectivement, en ng L - 1. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54053/54053fig3large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <ol><li> Calculer le volume d&#39;eau équivalent (V eq L) pour un échantillonneur passif en divisant le montant cumulé des composés cibles dans l&#39;échantillonneur passif après t jours d&#39;exposition (N &#39;t </sup&gt;, ng) par la concentration dans la phase aqueuse en utilisant grab et échantillonnage actif intégré de temps (c w, ng L -1). <img alt="L&#39;équation 1" src="/files/ftp_upload/54053/54053eq1.jpg" /> (1) </li><li> Calculer le taux d&#39;échantillonnage (R S, L jour -1) à partir de la phase d&#39;absorption linéaire du profil d&#39;absorption, en prenant la pente de l&#39; équation V en fonction du temps de déploiement. </li><li> Calculez le K PW (L kg -1) pour les pesticides individuels en utilisant l&#39; équation. 2. <img alt="équation 2" src="/files/ftp_upload/54053/54053eq2.jpg" /> (2) où m p est la masse de sorbants par échantillonneur (ng). </li><li> Dans la phase d&#39;absorption linéaire, calculer la concentration TWA de l&#39;analyte dans l&#39; eau dérivée par l&#39;échantillonneur passif (c TWA, ng L -1) en utilisant l&#39; équation. 3. <img alt="l&#39;équation 3" src="/files/ftp_upload/54053/54053eq3.jpg" /> (3) où R S est le saTaux de mpling (L jour -1) et T est le temps de déploiement (jours). </li><li> Dans la phase curviligne, calculer c TWA en utilisant l&#39; équation. 4. <img alt="l&#39;équation 4" src="/files/ftp_upload/54053/54053eq4.jpg" /> (4) </li><li> Dans la phase d&#39;équilibre, calculer c TWA en utilisant l&#39; équation. 5. <img alt="l&#39;équation 5" src="/files/ftp_upload/54053/54053eq5.jpg" /> (5) </li></ol> 7. Analyse statistique des données <ol><li> Testez la distribution non normale des données à l&#39; aide d&#39; un test de Shapiro-Wilk 23. Utilisez non-paramétrique de corrélation des rangs de Spearman pour K PW et R S vs propriétés physico - chimiques des pesticides testés (le rho de Spearman compris entre -1 et 1) 24. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Pour le contrôle de la qualité, comme procédure standard, blancs de laboratoire, les limites de détection (LOD), les recouvrements et la répétabilité ont été examinées 23. Quelques pesticides ont été détectés dans les échantillons témoins à des concentrations faibles. LOD ont été définies comme la valeur du point le plus bas sur la courbe d&#39;étalonnage qui répond aux critères d&#39;un rapport signal sur bruit 3. Les LODs moyennes étaient de 8,0 pg absolue injecté sur la colonne pour le caoutchouc de silico...

Les pesticides sont introduits en continu dans le milieu aquatique et peuvent présenter un risque pour les organismes aquatiques 1. La surveillance des pesticides dans l&#39;environnement aqueux est généralement réalisée en utilisant l&#39; échantillonnage ponctuel, cependant, cette technique d&#39;échantillonnage n&#39;a pas pleinement compte des variations temporelles des concentrations dues aux fluctuations des entrées de débit ou épisodiques (par exemple, les précipitations, les débordements d&#39;égouts unitaires, lagune d&#39; eaux usées libération) 2 , 3. Ainsi, les méthodes de surveillance doivent être améliorées pour une meilleure estimation des risques environnementaux associés aux pesticides. L&#39; échantillonnage passif permet une surveillance continue sur une longue période de temps avec un minimum d&#39; infrastructures et de faibles concentrations de contaminants 4,5. Les échantillonneurs passifs se sont révélés être un outil précieux pour la surveillance dans les eaux souterraines 6, l&#39; eau douce 7-10, les eaux usées et les eaux marines 11 12. Outre des fins de surveillance <sup&gt; 13,14, échantillonneurs passifs ont également été utilisés pour l&#39; analyse non-cible 15, tests de toxicologie 16,17, et comme une alternative à la biosurveillance dans les sédiments et 18. Les échantillonneurs passifs accumulent les produits chimiques en continu de l&#39; eau et fournissent le temps moyen pondéré (TWA) concentrations 14. L&#39;absorption du contaminant dépend de la fréquence d&#39;échantillonnage (R S) et coefficient de partage échantillonneur-eau passive (K PW), qui dépend de la conception passive de l&#39; échantillonneur, le matériel d&#39;échantillonnage, les propriétés physico - chimiques du contaminant, et les conditions environnementales (par exemple, l&#39; eau turbulence, température) 13,14,19,20. La vidéo détaillée vise à montrer comment calibrer et appliquer des échantillonneurs passifs pour les pesticides dans l&#39;eau. Les objectifs spécifiques inclus i) pour effectuer la préparation, l&#39; extraction et l&#39; analyse instrumentale pour 124 pesticides individuels en utilisant cinq types de sampl passive différentsteurs, y compris le caoutchouc de silicone, polaire organique intégrative chimique échantillonneur (POCIS) -A, POCIS-B, SDB-RPS et C 18 disque, ii) d&#39;évaluer R S et K PW pour les pesticides dans une étude en laboratoire d&#39;absorption, et iii) pour montrer comment sélectionner l&#39;échantillonneur passif appropriée du composé d&#39;intérêt et de la façon de calculer les concentrations TWA pour l&#39;échantillonneur passif respective cible. Normes de référence et dispositifs échantillonneurs passifs Les composés cibles comprenaient 124 l&#39; héritage et les pesticides actuellement utilisés , y compris les herbicides, les insecticides et les fongicides (tableau 1). Mélange standard interne (IS mélange) inclus fénoprop (2,4,5-TP), la clothianidine-D 3, éthion et terbuthylazine-D 5. D&#39;autres produits chimiques utilisés comprennent le méthanol (MeOH), l&#39;acétonitrile (ACN), l&#39;acétone (ACE), le dichlorométhane (DCM), le cyclohexane (CH), l&#39;acétate d&#39;éthyle (EA), le pétrole etelle (PE), le 2-propanol, une solution d&#39;ammoniaque à 25%, d&#39;acide acétique (HAc) et d&#39;acide formique (FA). Cinq dispositifs différents d&#39;échantillonnage passif ont été caractérisés, y compris le caoutchouc de silicone, POCIS-A et POCIS-B, SDB-RPS, et C 18 disque 1,21. Tableau 1. Taux d&#39;échantillonnage de l&#39; échantillonneur passif (R &#39;S, L jour -1), les coefficients de partage échantillonneur-eau (K&#39; PW, L kg -1) et les équations (Eq.) Utilisés pour le calcul des concentrations dans les échantillons de terrain pour particuliers les pesticides a. (Reproduit de Journal of Chromatography A, 1405, Lutz Ahrens, atlasi Daneshvar, Anna E. Lau, Jenny Kreuger, Caractérisation des cinq dispositifs d&#39;échantillonnage passif pour la surveillance des pesticides dans l&#39;eau, 1-11, Copyright (2015), avec la permission d&#39;Elsevier .) 22 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54053/Table_1.xlsx" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour télécharger ce fichier.</a>

<table><tbody><tr><td>Méthanol</td><td>Merck Millipore</td><td>1.06035.2500</td><td></td></tr><tr><td>Acétonitrile</td><td>Merck Millipore</td><td>1.00029.2500&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Acétone</td><td>Merck Millipore</td><td>1.00012.2500</td><td></td></tr><tr><td>2-propanol</td><td>Merck Millipore</td><td>1.00272.2500</td><td></td></tr><tr><td>Dichlorométhane</td><td>Merck Millipore</td><td>1.06054.2500</td><td></td></tr><tr><td>Ammoniac</td><td>Merck Millipore</td><td>1.05428.1000</td><td>Pureté 25 %</td></tr> <tr><td>Acide formique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>94318-50ML-F</td><td>Pureté ~98 %</td></tr> <tr><td>Éthyle acétate&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>31063-2.5L</td><td>pour l’analyse des résidus de pesticides</td></tr><tr><td>Éther de pétrole</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>34491-4X2.5L</td><td>pour l’analyse des résidus de pesticides</td></tr><tr><td>Acide acétique&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>320099-500ML</td><td>Pureté &ge ; 99,7 %</td></tr><tr><td>cyclohexane&nbsp ;</td><td>Fisher Chemicals</td><td>C/8933/17</td><td>pour l’analyse des résidus</td></tr><tr><td>Tube SPE vide en polypropylène avec frittes PE, 20 &mu ; m porosité, volume 6&nbsp ; ml</td><td>Supelco</td><td>57026</td><td></td></tr><tr><td>Empore SPE Disks, C18, diam. 47&nbsp ; mm</td><td>Supelco</td><td>66883-U</td><td>Échantillonneur passif</td></tr><tr><td>Empore SPE Disques, SDB-RPS (sulfonate en phase inverse), diam. 47&nbsp ; mm</td><td>Supelco</td><td>66886-U&nbsp ;</td><td>Échantillonneur passif</td></tr><tr><td>POCIS-A&nbsp ;</td><td>EST</td><td>POCIS-HLB</td><td>Échantillonneur passif</td></tr><tr><td>POCIS-B</td><td>EST</td><td>POCIS-Pesticide&nbsp ;</td><td>Échantillonneur passif</td></tr><tr><td>Membranes en polyéthersulfone (PES)</td><td>EST</td><td>PES Feuille de</td><td></td></tr><tr><td>caoutchouc de silicone</td><td>Altec</td><td>03-65-4516</td><td>Échantillonneur passif</td></tr><tr><td>Agilent 5975C</td><td>Agilent Technologies</td><td>5975C</td><td>GC-MS</td></tr><tr><td>HP-5MS UI</td><td>J& W Scientific</td><td>HP-5MS</td><td>Colonne analytique pour GC-MS</td></tr><tr><td>Agilent 6460</td><td>Agilent Technologies</td><td>6460</td><td>HPLC-MS/MS</td></tr><tr><td>Strata C18&ndash ; E, 20 x 2 mm de diamètre intérieur et 20 pouces de diamètre intérieur 25 &mu ; m taille des particules</td><td>Phenomenex</td><td>Strata C18&ndash ; E</td><td>Colonne SPE en ligne pour LC-MS/MS</td></tr><tr><td>Strata X, 20 x 2 mm de diamètre intérieur et 20 pouces ; 25 &mu ; m granulométrie</td><td>Phenomenex</td><td>Strata X</td><td>Colonne SPE en ligne pour LC-MS/MS</td></tr><tr><td>Zorbax Eclipse Plus C18</td><td>Agilent Technologies</td><td>Zorbax Eclipse Plus C18</td><td>Colonne analytique pour séparateur de phase LC-MS/MS</td></tr><tr><td>Isolute, 25 ml</td><td>Biotage</td><td>120-1907-E</td><td></td></tr><tr><td>Rivetage aveugle en acier inoxydable, 3.2x10&nbsp ; mm</td><td>Ejot & Avdel</td><td>951222</td><td></td></tr></tbody></table>

caractérisation et application des échantillonneurs passifs pour la surveillance des pesticides dans l&#39;eau

Characterization and Application of Passive Samplers for Monitoring of Pesticides in Water

Cinq échantillonneurs passifs d&#39;eau différents ont été étalonnés dans des conditions de laboratoire pour la mesure de 124 héritage et les pesticides utilisés en cours. Cette étude fournit un protocole pour la préparation de l&#39;échantillonneur passif, étalonnage, méthode d&#39;extraction et d&#39;analyse instrumentale. Taux d&#39;échantillonnage (R S) et passifs des coefficients de partage échantillonneur-eau (K PW) ont été calculées pour le caoutchouc de silicone, polaire organique intégrative chimique sampler POCIS-A, POCIS-B, SDB-RPS et C 18 disque. L&#39;absorption des composés sélectionnés dépendait de leurs propriétés physico - chimiques, à savoir, le caoutchouc de silicone a montré une meilleure absorption des composés plus hydrophobes (log coefficient de partage octanol-eau (K OW)&gt; 5.3), alors que POCIS-A, POCIS-B et SDB- RPS disque était plus approprié pour les composés hydrophiles (log K OW &lt;0,70).

Cinq techniques de l&#39; échantillonneur passif différentes ont été comparés pour l&#39;absorption de 124 héritage et les pesticides utilisés en cours , y compris le caoutchouc de silicone (Figure 1), et POCIS A, B POCIS, SDB-RPS et C 18 disque (Figure 2). La performance du procédé d&#39;extraction et d&#39;analyse instrumentale a été optimisée. Les résultats des expériences d&#39;absorption de laboratoire peut être utilisé pour calculer le <...

Un protocole sur la caractérisation et l’application de cinq dispositifs d’échantillonnage passif différents est présenté.

Caractérisation et Application des échantillonneurs passifs pour la surveillance des pesticides dans l&#39;eau

Five different water passive samplers were calibrated under laboratory conditions for measurement of 124 legacy and current used pesticides. This study ...

L'objectif général de cette procédure est de démontrer la préparation, l'extraction et l'analyse de pesticides à l'aide de cinq dispositifs différents d'échantillonnage passif, et de montrer comment les étalonner en laboratoire pour une utilisation sur le terrain. L'échantillonnage passif constitue un outil prometteur pour répondre rapidement à des questions de mesure des pesticides, de manière continue à de faibles concentrations, afin d'améliorer, par exemple, les évaluations des risques environnementaux. Le principal avantage de l'échantillonnage passif réside dans sa simplicité en tant que méthode intégrée dans le temps permettant de mesurer un large éventail de pesticides dans les milieux aqueux.Cette méthode constitue un outil précieux pour la surveillance des pesticides dans l'eau. Elle peut également être utilisée pour des analyseurs non ciblés, des tests de toxicité, et comme alternative à la sédimentométrie et à la biomonitorisation. Après cette procédure, les taux d'échantillonnage et les coefficients de partition entre l'échantillonneur passif et l'eau peuvent être calculés à partir du profil d'absorption des pesticides individuels.Découper des feuilles de caoutchouc de silicone en bandes de 2,5 millimètres sur 600 millimètres et de 2,5 millimètres sur 214 millimètres à l’aide d’un couteau en acier inoxydable. Les relier à l’aide d’un rivet aveugle en acier inoxydable et d’un pistolet à rivets afin d’obtenir une bande échantillonneuse totale de 2,5 millimètres sur 914 millimètres. Après avoir nettoyé les caoutchoucs de silicone par extraction au solvant selon le protocole décrit dans le texte, fixer une bande de caoutchouc de silicone à un porte-échantillonneur en acier inoxydable en enroulant la bande autour des tiges du support.Fixer chaque extrémité de la bande en caoutchouc de silicone à une tige du support, en utilisant la boucle située à l’extrémité de la bande en caoutchouc de silicone. Pour le POCIS A, placer 220 milligrammes de sorbant HLB en vrac entre deux membranes PES carrées de 9,0 centimètres sur 9,0 centimètres. Pour le POCIS B, placer 220 milligrammes d’un mélange de sorbants entre deux membranes PES.Comprimez manuellement le sorbant et les deux membranes PES entre deux anneaux en acier inoxydable, puis fixez-les sur un porte-échantillon en acier inoxydable. Ensuite, placez les disques SDBRPC et C18 entre deux membranes PES. De la même manière, compressez manuellement les disques et les deux membranes PES entre deux anneaux en acier inoxydable et fixez-les sur un porte-échantillon en acier inoxydable.Remplir les trois réservoirs avec de l’eau naturelle. Réaliser toutes les expériences à température d’eau constante et en conditions d’eau turbulente à l’aide de deux pompes électriques fixées sur la paroi du réservoir de chaque côté. Effectuer également les expériences à l’obscurité afin de minimiser l’effet de la photodégradation.Ensuite, ajoutez à chaque récipient en verre un mélange standard de pesticides contenant 124 pesticides à l'aide d'une seringue en verre. Réalisez l'étude d'absorption dans des récipients en verre rectangulaires de 95 litres. Désignez le réservoir un pour le caoutchouc de silicone, le réservoir deux pour POCIS A, POCIS B, et le réservoir trois pour le disque SDB-RPS et le disque C18.Retirer manuellement les échantillonneurs passifs des réservoirs à des intervalles de 5, 11, 20 et 26 jours afin de déterminer les taux d'échantillonnage des pesticides. En outre, surveiller les concentrations des pesticides dans chaque réservoir en prélevant des échantillons d'eau de 100 millilitres aux jours 0, 5, 11, 20 et 26. Avant l'extraction, sécher la bande de caoutchouc silicone sous un flux d'azote gazeux de haute pureté.Pour l'analyse par chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse, effectuez l'extraction solide-liquide par extraction Soxhlet. Après avoir placé le caoutchouc de silicone dans l'extracteur Soxhlet, ajoutez 250 millilitres d'éther de pétrole et d'acétone ainsi que 3 pierres d'ébullition dans le ballon à fond rond. Ajoutez par pointage 100 microlitres d'un mélange d'étalon interne sur le caoutchouc de silicone à l'aide d'une pipette.Ensuite, ajoutez 50 millilitres d'acétone pétroléthérique dans l'extracteur de Soxhlet. Allumez le chauffage et effectuez l'extraction pendant 19 heures, puis éteignez le chauffage. Concentrez les extraits par évaporation rotative suivie d'un léger balayage à l'azote jusqu'à un millilitre.Échanger le solvant contre un mélange de 90 à 10 de cyclohexane sur acétone en ajoutant 3 fois 1 millilitre de cyclohexane-acétone lors de l'évaporation à l'azote jusqu'à 1 millilitre. Pour l'analyse par chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse, le caoutchouc de silicone est extrait avec 300 millilitres de méthanol. Échanger le solvant contre de l'acétonitrile en ajoutant un millilitre d'acétonitrile lors de l'évaporation à l'azote jusqu'à un millilitre.Ouvrir soigneusement l’échantillonneur POCIS et transférer le sorbant à l’aide d’eau ultra-pure, en utilisant un entonnoir, dans une cartouche préalablement nettoyée en polypropylène pour extraction sur colonne solide, contenant deux frits en polyéthylène. Sécher le sorbant sous vide afin d’éliminer l’eau. Avant l’élution, ajouter 100 microlitres d’un mélange d’étalon interne sur le sorbant à l’aide d’une pipette.Éluer les cartouches POCIS A et POCIS B à l’aide de 1,5 millilitre de méthanol, suivi de 8 millilitres de dichlorométhane à méthanol (80:20) pour l’analyse par LC-MS/MS. Concentrer les extraits à 1 millilitre par évaporation douce à l’azote, puis échanger le solvant contre de l’acétonitrile en ajoutant 1 millilitre d’acétonitrile pendant l’évaporation à l’azote jusqu’à un volume final de 1 millilitre. Pour l’analyse par chromatographie en phase gazeuse-spectrométrie de masse, les POCIS A et B sont élutés à l’aide de 5 millilitres d’acétate d’éthyle, et le solvant est échangé contre un mélange cyclohexane/acétone (90:10) en ajoutant trois fois 1 millilitre de cyclohexane à l’acétone pendant l’évaporation à l’azote jusqu’à un volume final de 1 millilitre.Transférer individuellement les disques de SDB-RPS et de C18 dans un bécher en verre et les sécher sous flux d'azote. Ajouter 100 microlitres d'un mélange d'étalons internes sur les disques à l'aide d'une pipette. Soniquer les disques deux fois dans un bécher en verre à température ambiante.D'abord avec cinq millilitres d'acétate d'éthyle pendant dix minutes, puis avec trois millilitres d'acétate d'éthyle pendant dix minutes. Transférez les deux extraits dans un même tube en verre avant de les concentrer à deux millilitres par évaporation douce à l'azote. Répartissez les échantillons en deux fractions d'un millilitre chacune pour les analyses par GCMS et LCMSMS.Dans une fraction, concentrer les extraits à 0,5 millilitre par évaporation douce à l'azote, puis remplacer le solvant par du cyclohexane et de l'acétone pour l'analyse en GCMS. Pour l'analyse en LCMSMS, concentrer les extraits à 0,5 millilitre par évaporation douce à l'azote et remplacer le solvant par de l'acétonitrile. Les résultats présentés ici illustrent l'absorption de l'acétamipride dans du caoutchouc silicone en nanogrammes, montrant une absorption linéaire du jour 0 au jour 20, puis une absorption curvilinéaire du jour 20 au jour 26.Ce graphique montre des résultats exemplaires de l'absorption de la diméthoate dans le caoutchouc de silicone, exprimée en nanogrammes. On observe une absorption linéaire du jour 0 au jour 10, puis un équilibre après le jour 10. Les cinq échantillonneurs passifs testés ont été capables d'accumuler des pesticides présentant une large gamme de coefficients de partage octanol-eau différents, ce qui montre que le caoutchouc de silicone convient mieux aux composés hydrophobes, tandis que les composés plus polaires ont été mieux absorbés par les disques POCIS A, POCIS B et SDB-RPS.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment préparer, extraire et analyser des pesticides à l’aide de cinq dispositifs différents d’échantillonnage passif, ainsi que la manière de les étalonner en laboratoire. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de garder à l’esprit que cette étude a été menée en conditions statiques, tandis que les futures études d’absorption devraient envisager d’utiliser une exposition en continu ou un étalonnage en conséquence. L’utilisation de composés de performance, ajoutés par ajout contrôlé à l’échantillonneur passif avant le déploiement, permet de calculer les taux d’échantillonnage n-zéro et d’obtenir des estimations plus précises des concentrations moyennes temporelles.Veuillez noter que le travail avec des solvants organiques, des acides et des bases peut être extrêmement dangereux, et des précautions telles que la blouse de laboratoire, les gants et la protection oculaire doivent être prises lors de l'exécution de cette procédure.

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Un profileur de microdialyse est décrit pour échantillonner les solutés d’eau interstitielle dissous à travers une interface sol-eau oxique-anoxique in situ avec un minimum de perturbation. Ce dispositif est conçu pour capturer les changements rapides dans les profils concentration-profondeur induits par les perturbations à l’interface sol-eau et au-delà.

Échantillonnage de soluté dissous à travers une interface sol-eau oxique-anoxique à l’aide de profileurs de microdialyse

Ce protocole présente un flux de travail entièrement automatisé pour l’extraction de la géosmine et du 2-méthylisobornéol à partir de l’eau et des tissus de poissons riches en lipides. La méthode permet de détecter précocement ces molécules avant qu’elles n’atteignent les seuils d’odeur. Des données représentatives d’un milieu aquacole sont fournies.

Extraction et détection de la géosmine et du 2-méthylisobornéol dans l’eau et les poissons à l’aide de sondes d’extraction par sorption de grande capacité et de GC-MS

Nous fournissons ici une description détaillée de l’échantillonnage des eaux souterraines à partir d’un forage pour l’analyse des microplastiques à l’aide d’un système d’échantillonnage breveté développé à cet effet. Le protocole détaille les méthodes d’échantillonnage des microplastiques dans les trous de forage, ainsi que la séparation et l’identification chimique des microplastiques.

Échantillonnage et identification des microplastiques dans les eaux souterraines

De nombreux minéraux réactifs importants se forment lors de la réhabilitation in situ des eaux souterraines ; cependant, les méthodes conventionnelles basées sur des carottes de forage posent souvent des défis pour la collecte de ces minéraux. Cet article propose des techniques pour utiliser le Min-Trap, un dispositif d’échantillonnage passif innovant, afin de collecter et mesurer efficacement les minéraux réactifs provenant de puits de surveillance conventionnels.

Déploiement et récupération des échantillonneurs minéraux

Découvrez la caractérisation et l'application des échantillonneurs passifs pour surveiller les pesticides dans l'eau. Cette méthode simple et intégrée dans le temps permet d'évaluer les risques environnementaux avec précision.

Caractérisation et Application des échantillonneurs passifs pour la surveillance des pesticides dans l'eau

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