Un modèle de souris de Retinal Ischémie-reperfusion Grâce à une élévation de la pression intraoculaire

L’objectif global de cette technique est de fournir un modèle expérimental de lésion ischémienne-reperfusion rétinienne, et de ses conséquences pathologiques. Cette méthode est couramment utilisée pour étudier les mécanismes sous-jacents à l’ischémie-reperfusion rétinienne, ainsi que pour évaluer des approches thérapeutiques potentielles pour traiter les pathologies associées. Le principal avantage de cette technique est qu’elle crée une blessure très ciblée sur les structures oculaires, tout en causant des dommages minimes aux tissus environnants.

L’utilité de cette technique s’étend à la compréhension et à trois mois de multiples manifestations de l’ischémie-reperfusion rétinienne, y compris : l’inflammation, le stress oxydatif et le dysfonctionnement du regard dans l’unité neurovasculaire rétinienne. La démonstration vidéo de cette méthode est essentielle car les techniques chirurgicales de placement des canules peuvent être difficiles à reproduire sans un guide visuel. Avant de commencer la procédure, réchauffez une cage vide sur la table.

Ensuite, insérez l’extrémité pointue du tube en Y pré-percé de l’ensemble primaire dans une bouteille d’héparine sodique à 0,1 % et suspendez le bas de l’héparine sodique à une extension de perche IV. Ouvrez le capuchon du filtre à air sur le tube. Ensuite, élevez la bouteille d’héparine sodium à 163 centimètres du dessus de la table jusqu’au sommet de la goutte d’héparine de sodium, pour produire une pression d’écoulement d’héparine sodique de 120 millilitres de mercure.

Ouvrez le tube du site Y pré-percé de l’ensemble primaire, pour permettre à l’héparine sodique de remplir le tube, et connectez le tube du site Y pré-percé de l’ensemble primaire au collecteur à cinq vannes. Ensuite, à l’aide de raccords de tube Luer mâle à Luer mâle, connectez des aiguilles d’un demi-pouce de calibre 30 au collecteur à cinq ports. Insérez chacune des aiguilles dans son propre segment de dix pouces de tube de calibre 30.

Ensuite, à l’aide d’hémostats, cassez les nouvelles pointes d’aiguille d’un demi-pouce de calibre 30 et insérez leurs extrémités émoussées dans les extrémités ouvertes du tube de calibre 30. Ensuite, utilisez du ruban adhésif pour disposer les tubes à aiguilles de sorte que les tubes reliés aux orifices intérieurs soient positionnés au-dessus des tubes reliés aux orifices extérieurs afin d’éviter l’enchevêtrement du tube pendant la canulation de la chambre antérieure. Maintenant, allumez le débit d’héparine sodique à 0,1 % vers le collecteur à cinq vannes et vers chaque orifice individuel pendant deux à trois minutes pour éliminer toutes les bulles d’air.

Ensuite, désactivez tous les ports du collecteur à cinq vannes. Pour effectuer la canulation, après avoir administré l’anesthésie, placez toutes les souris dans la cage chaude sur la table d’opération, confirmant l’obtention d’une anesthésie profonde par absence de réponse au pincement des orteils après cinq à dix minutes. Administrez ensuite une goutte de Tropicamide pour la dilatation des pupilles, et une goutte de Proparacaïne pour l’anesthésie locale dans chacun des yeux des animaux, et disposez les souris dans l’ordre d’anesthésie, de sorte que la première souris anesthésiée soit la première souris à être canulée.

En attendant que les gouttes oculaires fassent effet, préparez des morceaux de ruban adhésif droits de quatre pouces, en tirant fermement sur le ruban avant de le déchirer et en mettant de côté un morceau de ruban adhésif par animal. Notez que si vous ne tirez pas fermement sur le ruban, le ruban sera enroulé. Lorsque la première souris est prête, placez l’animal sous un microscope chirurgical.

Ensuite, allumez le premier port d’héparine sodique à 0,1 % sur le collecteur à cinq valves et utilisez une paire de pinces pour proptoser doucement un œil. Ensuite, insérez l’aiguille de la canule de calibre 30 dans la chambre antérieure à mi-chemin entre les fibres zonulaires et l’apex de la cornée. En prenant soin d’éviter de pénétrer une deuxième fois dans la conrea.

Notez qu’un léger mouvement de torsion est utilisé pour insérer la canule profondément dans la chambre antérieure. Maintenant, appuyez le tube de calibre 30 contre le dessus de la table pour minimiser tout mouvement de la canule insérée tout en cherchant un morceau de ruban adhésif, et utilisez le ruban pour fixer le tube à la table. Une fois le tube fixé, notez l’heure de début de la chirurgie.

Utilisez le microscope pour vérifier qu’il n’y a pas de fuite et que l’œil d’ischémie-reperfusion est plus grand que l’œil controlatéral, afin d’établir la présence d’une distension oculaire. Appliquez de l’Hypromellose sur les deux yeux toutes les 30 minutes, jusqu’à la fin de l’expérience pour lubrifier la cornée et sceller les micro-fuites. Si un animal bouge pendant la procédure, soulevez la queue et administrez un booster de kétamine par voie intrapéritonéale.

90 minutes après la canulation du premier animal, retirez doucement la canule de la chambre antérieure et lubrifiez les deux yeux avec de la gelée lubrifiante. Au fur et à mesure que les canules suivantes sont retirées, replacez chaque souris dans la cage sur la table d’opération, jusqu’à ce que les animaux soient complètement rétablis. Une fois que toutes les canules ont été retirées, désinfectez-les avec des lingettes imbibées d’alcool.

Ensuite, utilisez une seringue de 60 millilitres remplie d’air pour expulser l’héparine sodique du collecteur à cinq valves, des aiguilles de calibre 30, du tube de calibre 30 et des canules. Ensuite, rincez tous les instruments avec une seringue de 60 millilitres remplie d’eau distillée. Enfin, expulsez l’eau distillée de tous les matériaux avec 60 millilitres d’air et stockez l’équipement désinfecté et rincé pour une utilisation ultérieure.

L’immunomarquage NeuN des noyaux neuronaux révèle une perte significative de cellules nuronales, suite à une agression ischémie-reperfusion, par imagerie microscopique confocale, sept jours après une lésion ischémie-reperfusion. En effet, la quantification manuelle des cellules NeuN positives dans le contrôle, et des yeux reperfusés par l’ischémie, démontre une diminution du nombre de neurones de la couche cellulaire du gangelion après une lésion, indiquant la présence de la mort cellulaire induite par l’ischémie-reperfusion. Les amplitudes inférieures des ondes a et b documentées par électrorétinographie signifient également l’apparition d’altérations de la fonction neuronale rétinienne induites par l’ischémie-reperfusion par rapport aux yeux témoins non blessés.

Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée sur dix animaux en environ cinq heures, y compris les deux dernières heures passées à attendre que les souris se remettent de l’anesthésie. Lors de la tentative de cette procédure, il est important de maintenir une anesthésie profonde. Comme une sédation efficace empêchera le déplacement de la canule par le mouvement de l’animal.

Après cette procédure, d’autres méthodes, comme l’électrorétinographie, peuvent être effectuées pour répondre à des questions supplémentaires sur la fonction rétinienne. Cette technique a permis aux chercheurs dans les domaines de l’ophtalmologie, des neurosciences et de la biologie vasculaire d’explorer la pathogenèse neurovasuclarienne rétinienne et l’intervention thérapeutique chez les rongeurs. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de créer une lésion rétinienne ciblée, à travers la canulation de la chambre antérieure oculaire.

N’oubliez pas que travailler avec des instruments chirurgicaux peut être extrêmement dangereux et que des précautions, telles que l’utilisation d’un broyeur efficace pour les objets tranchants, doivent toujours être prises lors de l’exécution de cette procédure.