Le benthique Échange de O ₂, N ₂ et nutriments dissous par petit noyau incubations

L’objectif global de cette expérience biogéochimique des sédiments est d’effectuer des mesures réalistes des échanges de solutés et de gaz entre la surface des sédiments et l’eau sus-jacente, dans le but d’affiner les bilans de masse aquatiques et d’éclairer les efforts de modélisation biogéochimique. Cette méthode pourrait aider à répondre à des questions clés en biogéochimie aquatique, telles que l’importance de nos sédiments en tant que puits et sources d’éléments nutritifs et d’oxygène. Il est optimisé pour la mesure de la dénitrification aquatique, un puits majeur dans le cycle de l’azote aquatique.

Le principal avantage de cette technique est qu’elle est très efficace et qu’elle nous permet d’avoir une couverture spatiale et temporelle considérable des processus biogéochimiques des sédiments. Commencez par noter l’emplacement du site d’échantillonnage par GPS. Déterminez ensuite l’oxygène, la température et la salinité de l’eau de fond à l’aide d’une sonde de qualité de l’eau YSI.

Abaissez-le à environ un mètre au-dessus des sédiments et prenez une lecture. Ensuite, prenez des relevés avec un PAR mètre et un cadre d’abaissement à la surface et au fond pour estimer l’atténuation lumineuse de l’eau. Maintenant, préparez le carottier.

Pour les études en eau profonde, utilisez une carotte de 6,35 centimètres de diamètre intérieur, et pour les sédiments contenant des microalgues benthiques ou de grandes populations animales, utilisez une carotte de 10 centimètres de diamètre intérieur. Maintenant, déployez le carottier sur le côté du bateau et abaissez-le lentement pour minimiser les perturbations lors de la pénétration dans les sédiments. Après avoir récupéré le carottier, insérez les tubes de carottage dans la boîte.

Insérez un bouchon en butyle dans le haut de chaque tube de carotte, puis fixez une plaque acrylique avec un joint torique à chaque bas. Pour un carottier, placez la plaque inférieure en acrylique dans la doublure du carottier avant de retirer le noyau du carottier. Après le carottage, examinez le noyau de flux et la boîte de carottes à la recherche de perturbations visibles ou d’une remise en suspension excessive.

Pour les expériences de flux, l’équilibre idéal entre les sédiments et l’eau dans la carotte est de 15 centimètres de chacun, mais dans les sédiments grossiers ou très compactés, il est acceptable de collecter moins de sédiments. Cependant, si les taux d’appauvrissement en oxygène sont excessifs, déplacez l’équilibre vers plus d’eau. Stockez les carottes dans un refroidisseur d’eau isolé inondé d’eau ambiante du site pour maintenir les températures in situ.

Assurez-vous que la glacière reste verticale. Ensuite, récupérez l’eau de fond des emplacements de carottage dans des bonbonnes de 20 litres à l’aide d’une pompe à membrane. En général, remplissez deux ou trois bonbonnes et recueillez-les à plusieurs endroits si l’on s’attend à ce que la chimie de l’eau change d’un site à l’autre.

Si une pompe n’est pas disponible dans l’eau peu profonde et non stratifiée, une tourie peut être remplie manuellement. Maintenant, transportez rapidement les noyaux aérobies vers l’installation d’incubation avant qu’ils ne deviennent anoxiques. Une fois sur place, inspectez les carottes et jetez celles qui ont été dérangées pendant le transport.

Placez ensuite les noyaux, y compris l’ébauche de la colonne d’eau, dans un incubateur à bain et réglez la température sur la température de l’eau de fond mesurée. Remplissez l’incubateur avec l’eau de fond recueillie, en immergeant complètement les carottes de sédiments. Une carotte vierge, une carotte sans aucun sédiment, est également remplie d’eau de fond.

Ajoutez également de l’eau de fond dans des bonbonnes de cinq litres avec des robinets qui seront utilisés pour distribuer de l’eau de remplacement. Pour l’aération, utilisez un petit bulleur en T fabriqué à partir d’un tuyau en PVC de 1/2 pouce et un coupleur à trois voies. Couvrez le tube de 1/8 de pouce avec un tuyau en PVC, et drainez l’eau et assurez la circulation et l’aération.

Maintenant, laissez les carottes s’équilibrer pendant au moins deux heures à toute la nuit dans l’obscurité avant de prélever un échantillon. Une fois que les noyaux se sont équilibrés, fixez des toupies aux noyaux. Avec la vanne d’échantillonnage ouverte, balayez doucement toutes les bulles d’air sous la toupie et scellez le noyau de l’eau du réservoir.

Ensuite, élevez une bonbonne à eau de remplacement de 30 à 40 centimètres au-dessus des noyaux d’incubation, puis démarrez les conduites de drainage à partir de la tourie et, une fois qu’elles coulent, fixez les conduites au sommet des noyaux. Fermez ensuite les vannes. Maintenant, allumez le plateau tournant d’agitation central et ajustez la vitesse de rotation pour mélanger la colonne d’eau sans remettre les sédiments en suspension.

40 tours par minute fonctionnent habituellement. Après environ cinq minutes, ouvrez la vanne d’eau de remplacement et la vanne d’échantillonnage. Ensuite, fixez un court morceau de tube à la valve d’échantillonnage à l’aide d’un verrou de leurre.

Placez ce tube d’échantillonnage dans un tube d’échantillon en verre de sept millilitres et débordez-le d’eau. Ajoutez ensuite 10 microlitres de chlorure mercurique à l’échantillon et bouchez le tube. Pour l’échantillonnage du soluté, fixez un cylindre de seringue de 20 millilitres à la vanne d’échantillonnage et ouvrez la vanne d’eau de remplacement.

Fixez ensuite un piston et un disque filtrant à la seringue chargée et filtrez l’échantillon dans des flacons de prélèvement. L’échantillonnage dans l’obscurité comprend généralement quatre périodes d’échantillonnage à des intervalles d’une demi-heure à deux heures ou plus, selon le taux d’absorption d’oxygène. À l’aide d’optodes calibrés, gardez une trace des niveaux d’oxygène dans l’eau échantillonnée.

En général, l’appauvrissement de 25 % de l’oxygène permet de mesurer les changements de concentration en nutriments. Un échantillonnage plus long est possible, mais n’échantillonnez pas après une appauvrissement de 50 % en oxygène. Si les sédiments proviennent d’environnements peu profonds et éclairés, après le quatrième échantillon, allumez les lumières et prélevez trois autres échantillons.

Stockez les échantillons collectés sous l’eau à la température d’incubation. Après avoir prélevé des échantillons, mesurez le volume d’eau restant dans la carotte en fonction de la hauteur de la colonne d’eau ou en drainant toute l’eau dans un cylindre gradué. Des mesures de flux de sédiments ont été prises près d’une installation aquacole sur la rivière Choptank.

La chute rapide d’oxygène a été quelque peu atténuée par l’éclairage, mais le taux de photosynthèse n’était pas aussi élevé que la respiration. Les niveaux d’oxygène du noyau de contrôle n’ont que légèrement changé. Les concentrations d’azote ont été déterminées à l’aide de rapports azote/argon avec une précision de 0,02 %, soit environ 100 nanomoles par litre d’azote.

Dans l’obscurité ou la lumière, la teneur en azote des carottes de sédiments a augmenté beaucoup plus que les augmentations observées dans l’ébauche d’eau. Les flux d’ammonium dissous étaient assez élevés pendant l’obscurité. Une augmentation de 20 micromoles par litre a été observée dans une carotte.

Même sous éclairage, les noyaux avaient des concentrations d’ammonium croissantes. Les deux carottes et l’ébauche de la colonne d’eau présentaient une concentration décroissante de nitrates et de nitrites au fil du temps, avec des taux de diminution plus faibles pendant l’éclairage. Une fois maîtrisées, ces procédures d’incubation peuvent être réalisées efficacement par deux scientifiques, généralement sur une période de six à huit heures, en fonction des taux de respiration des sédiments.

Lors de cette procédure, il est important de ne pas oublier de prélever une interface sédiment-eau intacte et de maintenir une température constante similaire à celle observée sur le terrain. Une fois l’incubation terminée, ces carottes peuvent être utilisées pour l’échantillonnage de la teneur en chlorophylle, de la taille des grains, de la mauvaise chimie de l’eau et de la réactivité spécifique à la masse des sédiments. Après son développement, l’utilisation de rapports azote/gaz argon pour mesurer la dénitirification a fourni une approche alternative pour la mesure de la dénitrification et des flux nets de diazote.

Les scientifiques ont appliqué cette technique de rapport des gaz à la mesure de la dénitrification des zones humides, des lacs, des réservoirs, des estuaires et des sédiments côtiers peu profonds, offrant ainsi une alternative utile à la méthodologie isotopique.