Name: Génie tissulaire par Intrinsic vascularisation dans un In Vivo Tissue Chambre Ingénierie (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-30T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 55 s
Description: Découvrez la création de tissus vascularisés in vivo par microchirurgie d'une boucle artérioveineuse chez le rat. Cette technique avancée permet l'ingénierie tissulaire pour la régénération d'organes et la médecine régénérative.

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Ce travail a été soutenu par les subventions du NHMRC et la Fondation médicale Stafford Fox. Les auteurs reconnaissent l&#39;assistance chirurgicale de Sue McKay, Liliana Pepe, Anna Deftereos et Amanda Rixon du Experimental médicale et Unité de chirurgie, Hôpital St. Vincent, Melbourne. Un soutien est également fourni par le Département du gouvernement de l&#39;État de Victoria Innovation, Industrie et du Programme d&#39;appui aux infrastructures opérationnelles de développement régional.

Les protocoles décrits ici ont été approuvés par le Comité d&#39;éthique animale de Melbourne Hospital de St. Vincent, en Australie et ont été menées dans le strict respect des lignes directrices australiennes du Conseil national de la santé et de la recherche médicale. NOTE: Deux protocoles de chambre sont décrits ci-dessous. Les deux modèles différents et leurs conceptions spécifiques de la chambre sont illustrés sur la figure 1. Chambre (1) est réalisé en polycarbonate (pour le modèle de chambre de la boucle de artérioveineuse chez le rat). Il est cylindrique avec un diamètre intérieur de 13 mm et une hauteur de 4 mm. Une fenêtre à un moment donné dans le mur permet un accès sans entrave pour le pédicule. Dans le second modèle (pour accréditive rat modèle de chambre de pédicule), la chambre est faite de polyacrylique et est rectangulaire (10 x dimensions 8 x 4 mm 3 internes). Il dispose de deux ouvertures de 1,5 mm sur les côtés opposés pour recevoir l&#39;artère et la veine fémorales comme ils transgressent la chambre. 1. Rat artério Boucle Chambre Modèle (One Chamber par animal) NOTE: Avant de commencer la chirurgie, assurez-vous que tous les instruments ont été correctement stérilisés. De même, assurer la instruments reposent sur des serviettes stériles et sont à une distance raisonnable du champ chirurgical pour éviter toute contamination lors de la procédure. <ol><li> Préparation de l&#39;animal pour la chirurgie <ol><li> Utiliser des rats pesant au moins 250 g pour leur grande taille des navires pour la création de la boucle artérioveineuse. </li><li> Anesthésier l&#39;animal avec 4% inhalation isoflurane. Corroborer profondeur suffisante de l&#39;anesthésie en évaluant l&#39;insensibilité aux pieds-pincement. Après l&#39;anesthésie, garder l&#39;animal anesthésié de façon adéquate tout au long de la procédure avec 2% d&#39;isoflurane. </li><li> Placez l&#39;animal dans une position couchée sur un coussin chauffant et appliquer du lubrifiant stérile pour les yeux pour éviter la dessiccation pendant la chirurgie. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;un rasoir électrique, de se raser les deux aines et enlever les poils avec un morceau de gaze humide. </li><li> Prep les sites chirurgicaux avec chlorhexidine/ Solution d&#39;éthanol à 70% et draper l&#39;animal avec des serviettes stériles. Administrer une dose unique de carprofène (5 mg / kg par voie sous-cutanée), comme analgésique. </li></ol></li><li> Récolte de la veine fémorale Graft <ol><li> En utilisant une lame # 15, faire une incision de 4 cm de la peau sur l&#39;aine gauche parallèle au ligament inguinal. Ceci expose le coussinet adipeux inguinal. </li><li> Couper à travers le coussinet adipeux circonférentiellement avec des ciseaux en laissant attaché à son pédicule vasculaire sur la base des vaisseaux épigastriques. </li><li> Utilisation de micro ciseaux, libérer les adhérences du tissu conjonctif vaporeux entre la paroi abdominale et vaisseaux fémoraux sous-jacents. </li><li> Placer un écarteur sur la paroi abdominale et tirez dedans. Ceci expose le ligament inguinal et la longueur totale des vaisseaux fémoraux. </li><li> Utilisation de micro pince et ciseaux courbes disséquer la veine épigastrique et l&#39;isoler de sa graisse environnante en tirant et en coupe doucement. Cette veine agit comme une attache lors de la construction de la boucle. </li><li> Using micro pinces et micro ciseaux courbes ouvrir la gaine périvasculaire contenant les vaisseaux fémoraux et nerveux tout le chemin du ligament inguinal à son extrémité distale de la bifurcation vers la branche épigastrique. </li><li> Utilisation de micro pince, ramasser la veine fémorale par son adventice et doucement séparer des tissus environnants et accompagnant l&#39;artère. Pour ce faire, avec des micro pinces et courbes rondes pointes ciseaux micro en tirant le tissu en dehors et en coupant à travers elle. REMARQUE: Ne jamais saisir toute l&#39;épaisseur de la paroi de la veine, car cela pourrait causer un traumatisme à l&#39;intima qui le rend vulnérable à la thrombose. </li><li> branches ligaturer latérales trouvées lors de la dissection avec une suture 10/0 de nylon ou de les coaguler avec un coagulateur bipolaire. </li><li> Avec la veine fémorale complètement libre, ligaturer ses extrémités proximale et distale avec des sutures en soie 4/0. Assurez-vous d&#39;obtenir une greffe de veine d&#39;au moins 10 mm de longueur et comprend environ 0,5 cm de longueur de la branche épigastriques à utiliser comme une attache de câble de haubanagepour maintenir la boucle ouverte dans la chambre. </li><li> Utilisation de micro pinces et ciseaux micro droites, couper l&#39;adventice à partir des extrémités de la greffe en tirant doucement et couper. Cela peut aussi être fait plus tard, avant anastomoses microchirurgie. </li><li> Rincer la greffe de veine avec une solution saline héparinée (10 U / ml d&#39;héparine) et laisser reposer dans la solution. Fermez la plaie en utilisant un fonctionnement continu 4/0 suture de soie ainsi que deux ou trois points de suture interrompues simples supplémentaires. </li></ol></li><li> Création de artério Boucle et Implantation de la Chambre <ol><li> Répétez les étapes 1.2.1 à 1.2.4 de la même manière exacte sur le membre controlatéral. </li><li> Utilisation de micro pince, disséquer et d&#39;isoler à la fois l&#39;artère épigastrique et la veine former le coussinet adipeux environnant. Pour ce faire, en tirant doucement le tissu loin des vaisseaux </li><li> Utilisation de micro pince, ramasser l&#39;artère fémorale par son adventice et la libérer des tissus environnants. Pour ce faire, avec des micro pinces et micro ronde pointue incurvéeciseaux ro en tirant le tissu en dehors et en coupant à travers elle. Ligaturer ou coaguler ses branches latérales. </li><li> Ligaturer l&#39;artère et la veine fémorale distale par rapport à l&#39;apparition des vaisseaux épigastriques 4/0 en utilisant une suture de soie. </li><li> Placer une seule pince proximalement sur chacune de l&#39;artère et la veine fémorale. L&#39;utilisation d&#39;un micro ciseaux droite forte, faire une transversale propre coupe dans chaque distale du vaisseau à l&#39;émergence des branches épigastriques. Placez un contraste en plastique fond stérile sous les vaisseaux. </li><li> Rincer les récipients vigoureusement avec des quantités généreuses de sérum physiologique héparinisé jusqu&#39;à ce que tout le sang est retiré de la lumière. </li><li> Apportez la greffe de veine dans le champ opératoire et de supprimer toute adventice redondante à partir des extrémités des navires comme pour l&#39;étape 1.2.10, si nécessaire. </li><li> Effectuer les deux anastomoses microchirurgie avec suture 10/0 en nylon. Anastomose à l&#39;extrémité proximale de la greffe de veine de la veine fémorale et l&#39;extrémité distale de l&#39;artère fémorale. Cela va permettre au sang de circuler felon artériel du côté veineux sans résistance de valves à l&#39;intérieur du greffon veineux. REMARQUE: Assurez-vous que les vaisseaux fémoraux et la veine du greffon reste dans leur position naturelle sans rebondissements. </li><li> Vérifier les fuites sur les deux sites anastomotiques. Résoudre les petites fuites, qui ressemblent non pulsatoire du sang sortant du site de l&#39;anastomose, en plaçant un petit morceau de graisse sur le dessus et en comprimant doucement pendant 5-10 min. fuites pulsantes plus grands qui inondent rapidement le champ entier auront besoin des points supplémentaires. </li><li> Vérifier la perméabilité de la boucle de artérioveineuse. occlusion douce de l&#39;artère fémorale doit faire rétrécir alors que le même dans la veine fémorale devrait engorge elle. </li><li> Placez la base de la chambre de l&#39;ingénierie tissulaire dans la boucle artérioveineuse avec ce dernier repos dans sa position naturelle sans torsions ou Kinks. </li><li> Fixez la base de la chambre du ligament inguinal et le fascia du muscle sous-jacent avec 6/0 sutures en nylon. </li><li> Placez le couvercle sur labase de sorte que les vaisseaux fémoraux pénètrent dans la chambre à travers une encoche (fenêtre dans le côté de la chambre). Lors de la fermeture du couvercle, assurez-vous qu&#39;il attrape les branches épigastriques, entre la base de la chambre et le couvercle, qui agissent comme des longes pour tenir la boucle artérioveineuse en position. </li><li> Fermez la plaie en utilisant un fonctionnement continu 4/0 suture de soie ainsi que deux ou trois points de suture interrompues simples supplémentaires. </li><li> Permettre à l&#39;animal de se remettre de l&#39;anesthésie sur un coussin chauffant. </li><li> Ne pas laisser l&#39;animal sans surveillance jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. De même, ne pas retourner un animal qui a subi une intervention chirurgicale à la compagnie d&#39;autres animaux jusqu&#39;à guérison complète. 24 heures plus tard, administrer une autre dose unique de carprofène (5 mg / kg, sous-cutanée) comme analgésique. </li><li> Traiter la plaie avec un onguent antibiotique topique pendant 5 jours. Si la plaie est ouverte, anesthésier l&#39;animal comme à l&#39;étape 1.1.2 par 1.1.5 et fermer la plaie comme dans 1.3.14. Surveiller la santé des animaux par jour. Euthanasier l&#39;animal en utilisant une dose létale d&#39;injection de lethabarb intrapéritonéale (163 mg / kg dans 0,25 ml par 23 aiguille G) si l&#39;animal montre plus d&#39;un des signes modérés de inacitivity, manque d&#39;appétit, perte de poids et la perte de couleur. </li></ol></li></ol> 2. accréditives Pédicule Chambre (Deux Chambers par animal) <ol><li> Préparation de l&#39;animal pour la chirurgie <ol><li> Répétez les étapes 1.1.1 à 1.1.4. Deux chambres peuvent être implantés dans les deux régions de l&#39;aine d&#39;un seul rat. </li></ol></li><li> Isolement des vaisseaux fémoraux et insertion de la Chambre <ol><li> Répétez les étapes 1.2.1 à travers 1.2.8. </li><li> Avec à la fois artère et la veine complètement libéré des tissus environnants et leurs branches ligaturées, amener la chambre dans le champ opératoire. </li><li> Placez chacun des vaisseaux fémoraux intacts sur la fente correspondante de la base de la chambre en vous assurant qu&#39;il n&#39;y a pas de torsions ou Kinks. </li><li> Fermez la chambre par collage desng du couvercle à la base. Fermez la plaie en utilisant un fonctionnement continu 4/0 suture de soie ainsi que deux ou trois points de suture interrompues simples supplémentaires et permettre à l&#39;animal de récupérer comme décrit précédemment. </li></ol></li></ol> 3. Récolte des chambres et traitement des tissus <ol><li> Une fois les points de temps de l&#39;expérience (4-6 semaines après l&#39;implantation) sont atteints, anesthésier l&#39;animal comme à l&#39;étape 1.1.2 et répétez les étapes 1.1.3 à travers 1.1.5. </li><li> Ouvrez la plaie à l&#39;aide d&#39;une lame # 15 et couper à travers les tissus avec des ciseaux jusqu&#39;à ce que la chambre est complètement exposé. </li><li> Exposer les vaisseaux fémoraux proximale à la construction et l&#39;essai pour la perméabilité vasculaire: obturer doucement le vaisseau avec deux microforceps, puis le lait le sang dans une direction distale et enfin libérer la pince proximale. Si le navire se remplit de sang nouveau, ce qui confirme la perméabilité. Ligaturer les vaisseaux fémoraux proximalement dans le cas de la boucle de artérioveineuse et à la fois proximale et distale dans le cas d&#39;ee accréditive configuration, et enlever les chambres avec le tissu contenant en bloc. </li><li> A la fin de l&#39;expérience, l&#39;euthanasie de l&#39;animal à l&#39;aide d&#39;une dose létale d&#39;injection lethobarb intrapéritonéale (163 mg / kg dans 0,25 ml par 23 aiguille G). </li><li> Fixer les tissus de paraformaldéhyde 4% à la température ambiante pendant 24 heures. Tissus Divisez en plusieurs sections transversales (1-2 mm d&#39; épaisseur) et incorporer dans de la cire de paraffine ou optimal composé de température de coupe pour coupes en paraffine (5 um) ou des coupes congelées (10 um), respectivement. 3,4,8,17,22, 24 </li><li> Effectuer une coloration histologique de routine tels que l&#39;hématoxyline et de l&#39;éosine pour examiner la morphologie générale des tissus. Effectuer une coloration immunohistochimique avec un anticorps spécifique pour identifier le type cellulaire d&#39;intérêt, par exemple 3,4,8,17,22,24,29 troponine T cardiaque immunocoloration pour cardiomyocytes. </li></ol>

<ol><li>Spiliopoulos, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+status+of+mechanical+circulatory+support%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiol+Res+Pract%22%5BJournal%5D)">Current status of mechanical circulatory support: A systematic review.</a> Cardiol Res Pract. , 574198(2012).</li>
<li>Hsu, P. L., Parker, J., Egger, C., Autschbach, R., Schmitz-Rode, T., Steinseifer, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+circulatory+support+for+right+heart+failure%3A+Current+technology+and+future+outlook%5BTitle%5D)+AND+%22Artif+Organs%22%5BJournal%5D)">Mechanical circulatory support for right heart failure: Current technology and future outlook.</a> Artif Organs. 36 (4), 332-347 (2012).</li>
<li>Lokmic, Z., Stillaert, F., Morrison, W. A., Thompson, E. W., Mitchell, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+arteriovenous+loop+in+a+protected+space+generates+a+permanent%2C+highly+vascular%2C+tissue-engineered+construct%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">An arteriovenous loop in a protected space generates a permanent, highly vascular, tissue-engineered construct.</a> FASEB J. 21 (2), 511-522 (2007).</li>
<li>Morritt, A. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+tissue+engineering+in+an+in+vivo+vascularized+chamber%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber.</a> Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).</li>
<li>Tanaka, Y., Tsutsumi, A., Crowe, D. M., Tajima, S., Morrison, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+an+autologous+tissue+%28matrix%29+flap+by+combining+an+arteriovenous+shunt+loop+with+artificial+skin+in+rats%3A+preliminary+report%5BTitle%5D)+AND+%22B+J+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Generation of an autologous tissue (matrix) flap by combining an arteriovenous shunt loop with artificial skin in rats: preliminary report.</a> B J Plast Surg. 53 (1), 51-57 (2000).</li>
<li>Cronin, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+murine+model+of+spontaneous+autologous+tissue+engineering%2C+combining+an+arteriovenous+pedicle+with+matrix+materials%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">New murine model of spontaneous autologous tissue engineering, combining an arteriovenous pedicle with matrix materials.</a> Plast Reconstr Surg. 113 (1), 260-269 (2004).</li>
<li>Forster, N. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+prevascularized+tissue+engineering+chamber+supports+growth+and+function+of+islets+and+progenitor+cells+in+diabetic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Islets%22%5BJournal%5D)">A prevascularized tissue engineering chamber supports growth and function of islets and progenitor cells in diabetic mice.</a> Islets. 3 (5), 271-283 (2011).</li>
<li>Choi, Y. S., Matsuda, K., Dusting, G. J., Morrison, W. A., Dilley, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+cardiac+tissue+in+vivo+from+human+adipose-derived+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Engineering cardiac tissue in vivo from human adipose-derived stem cells.</a> Biomaterials. 31 (8), 2236-2242 (2010).</li>
<li>Jeyaraj, R., G, N., Kirby, G., Rajadas, J., Mosahebi, A., Seifalian, A. M., Tan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularisation+in+regenerative+therapeutics+and+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Mater+Sci+Eng+C+Mater+Biol+Appl%22%5BJournal%5D)">Vascularisation in regenerative therapeutics and surgery.</a> Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 54, 225-238 (2015).</li>
<li>Dew, L., Macneil, S., Chong, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularization+strategies+for+tissue+engineers%5BTitle%5D)+AND+%22Regen+Med%22%5BJournal%5D)">Vascularization strategies for tissue engineers.</a> Regen Med. 10 (2), 211-224 (2015).</li>
<li>Weigand, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acceleration+of+vascularized+bone+tissue-engineered+constructs+in+a+large+animal+model+combining+intrinsic+and+extrinsic+vascularization%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Acceleration of vascularized bone tissue-engineered constructs in a large animal model combining intrinsic and extrinsic vascularization.</a> Tissue Eng Part A. 21 (9-10), 1680-1694 (2015).</li>
<li>Vacanti, J. P., Langer, R., Upton, J., Marler, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+cells+in+matrices+for+tissue+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Drug+Deliv+Rev%22%5BJournal%5D)">Transplantation of cells in matrices for tissue regeneration.</a> Adv Drug Deliv Rev. 33 (1-2), 165-182 (1998).</li>
<li>Beahm, E. K., Walton, R. L., Patrick, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progress+in+adipose+tissue+construct+development%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Progress in adipose tissue construct development.</a> Clin Plast Surg. 30 (4), 547-558 (2003).</li>
<li>Vunjak-Novakovic, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Challenges+in+cardiac+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Challenges in cardiac tissue engineering.</a> Tissue Eng Part B Rev. 16 (2), 169-187 (2010).</li>
<li>Garcia, J. R., Garcia, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomaterial-mediated+strategies+targeting+vascularization+for+bone+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Deliv+Transl+Res%22%5BJournal%5D)">Biomaterial-mediated strategies targeting vascularization for bone repair.</a> Drug Deliv Transl Res. , (2015).</li>
<li>Forster, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expansion+and+hepatocytic+differentiation+of+liver+progenitor+cells+in+vivo+using+a+vascularized+tissue+engineering+chamber+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">Expansion and hepatocytic differentiation of liver progenitor cells in vivo using a vascularized tissue engineering chamber in mice.</a> Tissue Eng Part C Methods. 17 (3), 359-366 (2011).</li>
<li>Tilkorn, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Implanted+myoblast+survival+is+dependent+on+the+degree+of+vascularization+in+a+novel+delayed+implantation%2Fprevascularization+tissue+engineering+model%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Implanted myoblast survival is dependent on the degree of vascularization in a novel delayed implantation/prevascularization tissue engineering model.</a> Tissue Eng Part A. 16 (1), 165-178 (2010).</li>
<li>Chang, Q., Lu, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+strategy+for+creating+a+large+amount+of+engineered+fat+tissue+with+an+axial+vascular+pedicle+and+a+prefabricated+scaffold%5BTitle%5D)+AND+%22Med+hypotheses%22%5BJournal%5D)">A novel strategy for creating a large amount of engineered fat tissue with an axial vascular pedicle and a prefabricated scaffold.</a> Med hypotheses. 79 (2), 267-270 (2012).</li>
<li>Walton, R. L., Beahm, E. K., Wu, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((De+novo+adipose+formation+in+a+vascularized+engineered+construct%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurg%22%5BJournal%5D)">De novo adipose formation in a vascularized engineered construct.</a> Microsurg. 24 (5), 378-384 (2004).</li>
<li>Debels, H., Gerrand, Y. W., Poon, C. J., Abberton, K. M., Morrison, W. A., Mitchell, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+adipogenic+gel+for+surgical+reconstruction+of+the+subcutaneous+fat+layer+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Tissue+Eng+Regen+Med%22%5BJournal%5D)">An adipogenic gel for surgical reconstruction of the subcutaneous fat layer in a rat model.</a> J Tissue Eng Regen Med. , (2015).</li>
<li>Lokmic, Z., Mitchell, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+the+microcirculation%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+B+Rev%22%5BJournal%5D)">Engineering the microcirculation.</a> Tissue Eng Part B Rev. 14 (1), 87-103 (2008).</li>
<li>Yap, K. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+liver+progenitor+cell+survival+and+differentiation+in+vivo+by+spheroid+implantation+in+a+vascularized+tissue+engineering+chamber%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Enhanced liver progenitor cell survival and differentiation in vivo by spheroid implantation in a vascularized tissue engineering chamber.</a> Biomaterials. 34 (16), 3992-4001 (2013).</li>
<li>Findlay, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+breast+reconstruction%3A+Bridging+the+gap+toward+large-volume+tissue+engineering+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered breast reconstruction: Bridging the gap toward large-volume tissue engineering in humans.</a> Plast Reconstr Surg. 128 (6), 1206-1215 (2011).</li>
<li>Tee, R., Morrison, W. A., Dusting, G. J., Liu, G. S., Choi, Y. S., Hsiao, S. T., Dilley, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+engineered+cardiac+muscle+flaps+in+syngeneic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats.</a> Tissue Eng Part A. 18 (19-20), 1992-1999 (2012).</li>
<li>Dolderer, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+stability+of+adipose+tissue+generated+from+a+vascularized+pedicled+fat+flap+inside+a+chamber%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Long-term stability of adipose tissue generated from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber.</a> Plast Reconstr Surg. 127 (6), 2283-2292 (2011).</li>
<li>Sekine, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+cell+coculture+within+tissue-engineered+cardiomyocyte+sheets+enhances+neovascularization+and+improves+cardiac+function+of+ischemic+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Endothelial cell coculture within tissue-engineered cardiomyocyte sheets enhances neovascularization and improves cardiac function of ischemic hearts.</a> Circulation. 118, (14 Suppl) 145-152 (2008).</li>
<li>Ting, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+adipogenic+potential+of+various+extracellular+matrices+under+the+influence+of+an+angiogenic+growth+factor+combination+in+a+mouse+tissue+engineering+chamber%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">The adipogenic potential of various extracellular matrices under the influence of an angiogenic growth factor combination in a mouse tissue engineering chamber.</a> Acta Biomater. 10 (5), 1907-1918 (2014).</li>
<li>Zhan, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-synthesized+extracellular+matrix+contributes+to+mature+adipose+tissue+regeneration+in+a+tissue+engineering+chamber%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair+Regen%22%5BJournal%5D)">Self-synthesized extracellular matrix contributes to mature adipose tissue regeneration in a tissue engineering chamber.</a> Wound Repair Regen. 23 (3), 443-452 (2015).</li>
<li>Messina, A., Bortolotto, S. K., Cassell, O. C., Kelly, J., Abberton, K. M., Morrison, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+a+vascularized+organoid+using+skeletal+muscle+as+the+inductive+source%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Generation of a vascularized organoid using skeletal muscle as the inductive source.</a> FASEB J. 19 (11), 1570-1572 (2005).</li>
<li>Lim, S. Y., Hernández, D., Dusting, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growing+vascularized+heart+tissue+from+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiovasc+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Growing vascularized heart tissue from stem cells.</a> J Cardiovasc Pharmacol. 62 (2), 122-129 (2013).</li>
<li>Poon, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+an+adipogenic+hydrogel+from+subcutaneous+adipose+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Biomater%22%5BJournal%5D)">Preparation of an adipogenic hydrogel from subcutaneous adipose tissue.</a> Acta Biomater. 9 (3), 5609-5620 (2013).</li>
<li>Dilley, R. J., Morrison, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularisation+to+improve+translational+potential+of+tissue+engineering+systems+for+cardiac+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Biochem+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Vascularisation to improve translational potential of tissue engineering systems for cardiac repair.</a> Int J Biochem Cell Biol. 56, 38-46 (2014).</li>
<li>Lesman, A., Koffler, J., Atlas, R., Blinder, Y. J., Kam, Z., Levenberg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+vessel-like+networks+within+multicellular+fibrin-based+constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Engineering vessel-like networks within multicellular fibrin-based constructs.</a> Biomaterials. 32 (31), 7856-7869 (2011).</li>
<li>Hussey, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seeding+of+pancreatic+islets+into+prevascularized+tissue+engineering+chambers%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Seeding of pancreatic islets into prevascularized tissue engineering chambers.</a> Tissue Eng Part A. 15 (12), 3823-3833 (2009).</li>
<li>Chen, X., Aledia, A. S., Popson, S. A., Him, L., Hughes, C. C., George, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+anastomosis+of+endothelial+progenitor+cell-derived+vessels+with+host+vasculature+is+promoted+by+a+high+density+of+cotransplanted+fibroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Rapid anastomosis of endothelial progenitor cell-derived vessels with host vasculature is promoted by a high density of cotransplanted fibroblasts.</a> Tissue Eng Part A. 16 (2), 585-594 (2010).</li>
<li>Lin, R. Z., Melero-Martin, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibroblast+growth+factor-2+facilitates+rapid+anastomosis+formation+between+bioengineered+human+vascular+networks+and+living+vasculature%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Fibroblast growth factor-2 facilitates rapid anastomosis formation between bioengineered human vascular networks and living vasculature.</a> Methods. 56 (3), 440-451 (2012).</li>
<li>Dolderer, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+large+volume+adipose+tissue+generation+from+a+vascularized+pedicled+fat+flap+inside+a+chamber+space%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng%22%5BJournal%5D)">Spontaneous large volume adipose tissue generation from a vascularized pedicled fat flap inside a chamber space.</a> Tissue Eng. 13 (4), 673-681 (2007).</li>
<li>Wei, F. C., Lin Tay, S. K. Principles and techniques of microvascular surgery. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWei%2C+FC+%22Plastic+Surgery.+Volume+1%22">Plastic Surgery. Volume 1</a>. Neligan, P. C., Gurtner, G. C. , Elsevier. Chapter 26 587-620 (2013).</li>
<li>Sekine, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+fabrication+of+functional+three-dimensional+tissues+with+perfusable+blood+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.Comm%22%5BJournal%5D)">In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels.</a> Nat.Comm. 4 (1399), 1-10 (2013).</li>
<li>Lim, S. Y., Sivakumaran, P., Crombie, D. E., Dusting, G. J., Pébay, A., Dilley, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trichostatin+A+enhances+differentiation+of+human+induced+pluripotent+stem+cells+to+cardiogenic+cells+for+cardiac+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Trichostatin A enhances differentiation of human induced pluripotent stem cells to cardiogenic cells for cardiac tissue engineering.</a> Stem Cells Transl Med. 2 (9), 715-725 (2013).</li>
<li>Lim, S. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+tissue+engineering+chamber+supports+human+induced+pluripotent+stem+cell+survival+and+rapid+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Biophys+Res+Commun%22%5BJournal%5D)">In vivo tissue engineering chamber supports human induced pluripotent stem cell survival and rapid differentiation.</a> Biochem Biophys Res Commun. 422 (1), 75-79 (2012).</li>
<li>Piao, Y., Hung, S. S., Lim, S. Y., Wong, R. C., Ko, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+generation+of+integration-free+human+induced+pluripotent+stem+cells+from+keratinocytes+by+simple+transfection+of+episomal+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Efficient generation of integration-free human induced pluripotent stem cells from keratinocytes by simple transfection of episomal vectors.</a> Stem Cells Transl Med. 3 (7), 787-791 (2014).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent aucun conflit d&#39;intérêts.

Ingénierie de la microcirculation est actuellement étudiée essentiellement à travers deux approches. La première consiste à développer un réseau vasculaire fortement interconnecté au sein de la construction in vitro de telle sorte que lorsqu&#39;ils sont implantés, les capillaires du lit vasculaire de l&#39; hôte se connecter avec ceux de la transplantation de construire à travers un processus appelé anastomose, assurant ainsi la livraison de nutriments non seulement à la périphérie , mais également sur ​​le no...

Fabricating tissu vascularisé fonctionnelle en utilisant une approche d&#39;ingénierie tissulaire est un nouveau paradigme dans la médecine régénérative. 1,2 De nombreuses approches pour concevoir un tissu nouveau et sain pour le remplacement des tissus lésés ou organes défectueux ont été développés, 3-6 expérimentalement dans des modèles animaux de petite taille avec potentiel clinique prometteur. 7,8 Cependant, vascularisation reste l&#39; un des grands défis pour l&#39; ingénierie tissulaire limitant son potentiel de croissance des tissus de taille cliniquement pertinente. 9 Les approches actuelles de vascularisation des tissus soit suivre une voie extrinsèque où de nouveaux vaisseaux se développent à partir du lit vasculaire bénéficiaire et envahissent tout le tissu implanté construit 10 ou une voie de vascularisation intrinsèque où la vascularisation grandit et se développe à l&#39; unisson avec le tissu nouvellement en développement. 11 L&#39;approche extrinsèque implique habituellement des cellules d&#39;ensemencement sur un échafaudagein vitro et l&#39; implantation de la construction complète dans l&#39;animal vivant dans l&#39;espoir que les nutriments, précédemment fournis par les milieux de culture, sera provient de la circulation. 12,13 Le concept est simpliste que la croissance interne vasculaire est trop lent et les implants très minces (&lt; 1-2 mm d&#39;épaisseur) restera viable. Fournir des éléments nutritifs et de l&#39; oxygène au moyen d&#39;une vascularisation suffisante et rapide est au cœur de toutes les tentatives réussies pour cultiver des substituts du génie tissulaire plus complexes et plus grands tels que les os, les muscles, la graisse et les organes solides. 14,15 vascularisation Intrinsic offre le potentiel de les grandes constructions de développer par la croissance progressive des tissus en rapport avec son approvisionnement en sang en pleine expansion. Une conception est l&#39;implantation in vivo dans une chambre d&#39;un pédicule vasculaire avec ou sans un échafaudage tête de série de cellules. 5,6 Cela a ouvert la voie à de nouvelles procédures pour la production de tissus plus épais intrinsèquement vascularisées. 16,17 &lt;/ P&gt; Plus récemment, des stratégies ont été développées pour des greffes de tissus, avant l&#39;implantation pré-vascularisation. Ces réseaux de vaisseaux sanguins intégrés sont destinés à inosculate avec des navires d&#39;accueil à l&#39; implantation permettant la mise à disposition rapide d&#39;un approvisionnement en sang complet pour améliorer la survie de toutes les parties d&#39;une greffe de tissu épais transplanté. 18 Nous avons lancé un modèle in vivo vascularisé en ingénierie tissulaire chez les petits animaux qui comporte une semi-rigide chambre fermée d&#39;implantation sous - cutanée contenant un pédicule vasculaire perfusé et des biomatériaux contenant des cellules. La chambre crée un environnement ischémique qui stimule la germination angiogénique des vaisseaux implantés. 3 Le pédicule vasculaire peut être soit une boucle artérioveineuse reconstruite ou une artère accréditive intacte et de la veine. 3-6,19 Ce vasculaires pousses pédiculaires un de fonctionnement et une vaste artério -capillary-veineuse réseau qui relie à la fois l&#39;arteriole veineuse et se termine avec le pédicule vasculaire. 3,20- En outre, la chambre de support creux entourant protège le tissu se développant à partir des forces mécaniques déformant potentiellement et prolonge le disque ischémique pour améliorer la vascularisation. 3,21,22 Si le pédicule de la cuve est simplement implanté dans tissu normal et non pas à l&#39;intérieur de l&#39;espace protégé de la chambre, la germination angiogénique cesse le long de la même ligne de temps comme une blessure normale et aucun nouveau tissu accumulera autour du pédicule. Les enquêteurs ont utilisé cette configuration in vivo pour produire des constructions de tissu en trois dimensions fonctionnelles vascularisées avec vascularisation de soutien et de la taille cliniquement pertinente. 4,23 En outre, les constructions de tissus vascularisés ingénierie avec son pédicule vasculaire intact peuvent être récoltées pour une transplantation ultérieure au site de la lésion . 24,25 Un scénario plus cliniquement réalisable serait de créer la chambre sur le site définitif pour la reconstruction sette comme la poitrine. Ainsi, ce tissu de novo approche d&#39;ingénierie pourrait avoir un potentiel clinique pour fournir une nouvelle source de tissu cible fonctionnelle pour la chirurgie reconstructive 26-28. Le protocole suivant constitue un guide général pour la construction d&#39; une chambre d&#39;ingénierie tissulaire vascularisé in vivo chez le rat, ce qui pourrait être adapté à différents modèles animaux et utilisé pour examiner les procédés complexes de l&#39; angiogenèse, la production de matrice et de la migration et la différenciation cellulaire.

<table><tbody><tr><td>Lame de scalpel 15</td><td>Braun</td><td>BB515</td><td></td></tr><tr><td>Pince Adson à dents</td><td>Braun</td><td>BD527R</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille</td><td>Braun</td><td>BM201R</td><td></td></tr><tr><td>Coagulateur bipolaire&amp;nbsp;</td><td>Braun</td><td>US335</td><td></td></tr><tr><td>Porte-aiguille microchirurgical B-15-8,3</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00763</td><td></td></tr><tr><td>Pince dilatatrice microchirurgicale D-5a,2</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00125</td><td></td></tr><tr><td>Pince de bijoutier microchirurgicale JF-5</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00108</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux microchirurgicaux droits SAS-11</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00098</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux microchirurgicaux courbes SDC-11</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00090</td><td></td></tr><tr><td>2 pinces simples B-3</td><td>S &amp;amp; T</td><td>00400</td><td></td></tr><tr><td>2 sutures en nylon 10/0</td><td>S &amp;amp; T</td><td>03199</td><td></td></tr><tr><td>1 suture en nylon 6/0</td><td>Braun</td><td>G2095469</td><td></td></tr><tr><td>2 sutures en soie 4/0</td><td>Braun</td><td>C0760145</td><td></td></tr><tr><td>Xylocaïne 1 %</td><td>Dealmed</td><td>150733</td><td>10 mg/ml</td></tr><tr><td>Héparine sodique</td><td>Dealmed</td><td>272301</td><td>5 000 UI/ml</td></tr><tr><td>Ringer lactate</td><td>Baxter</td><td>JB2323</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>1 chambre hémisphérique pour l'ingénierie tissulaire</td><td>fabriquée sur mesure</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 chambre à flux continu</td><td>fabriquée sur mesure</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lectine I, Griffonia Simplicifolia&amp;nbsp;</td><td>Vector Laboratories</td><td>B-1105</td><td>1,67 &amp;mu;g/ml</td></tr><tr><td>Anticorps anti-troponine T</td><td>Abcam</td><td>Ab8295</td><td>4 &amp;mu;g/ml</td></tr><tr><td>Anticorps anti-Ku80 spécifique à l'humain</td><td>Abcam</td><td>Ab80592</td><td>0,06 &amp;mu;g/ml</td></tr><tr><td>Anticorps anti-désmine</td><td>Dako</td><td>M0760</td><td>2,55 &amp;mu;g/ml</td></tr><tr><td>Colorant Cell Tracker CM-DiI</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C-7000</td><td>3 mg/10&lt;sup&gt;6&lt;/sup&gt; cellules</td></tr><tr><td>Lethabarb (pentobarbital de sodium)</td><td><a href="www.virbac.com.au" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Virbac Animal Health</a></td><td>LETHA450</td><td>325 mg/ml</td></tr><tr><td>Plaque chauffante souple</td><td><a href="http://www.redzoneheating.com.au" target="_blank"><img src="/img/new_window.png"> Redzone Heating</a></td><td>RZ/Medium</td><td></td></tr></tbody></table>

génie tissulaire par intrinsic vascularisation dans un<em&gt; in vivo</em&gt; tissue chambre ingénierie

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

En chirurgie reconstructive, il existe un besoin clinique pour une alternative aux méthodes actuelles de reconstruction autologue qui sont complexes, coûteux et le commerce un défaut pour un autre. L&#39;ingénierie tissulaire détient la promesse de répondre à cette demande croissante. Cependant, la plupart des stratégies d&#39;ingénierie tissulaire ne parviennent pas à générer des substituts de tissus stables et fonctionnels en raison de la mauvaise vascularisation. Ce document met l&#39; accent sur ​​une in vivo ingénierie tissulaire modèle de chambre de vascularisation intrinsèque où une artère et une veine perfusée soit comme une boucle artérioveineuse ou une configuration de pédicule accréditive est dirigé dans une chambre creuse protégée. Dans ce système à base de chambre germination angiogénique se produit à partir des vaisseaux artério-veineuses et ce système attire la migration cellulaire endogène ischémique et inflammatoire entraîné qui remplit progressivement l&#39;espace de chambre avec le tissu fibro-vasculaire. cellulaire exogène / matrice implantation au moment de la construction de la chambre améliore la cellule survival et détermine la spécificité des tissus d&#39;ingénierie qui se développent. Nos études ont montré que ce modèle de chambre peut générer avec succès différents tissus tels que la graisse, le muscle cardiaque, le foie et d&#39;autres. Cependant, des modifications et des améliorations sont nécessaires pour assurer le tissu cible formation est cohérente et reproductible. Cet article décrit un protocole normalisé pour la fabrication de deux modèles de la chambre de l&#39; ingénierie tissulaire vascularisé différentes in vivo.

La création microchirurgicale de tissus chambres d&#39;ingénierie a été réalisée comme décrit dans le protocole ci-dessus. Les tissus générées à l&#39; intérieur des chambres peuvent être examinées histologiquement comme décrit dans l&#39; étape du protocole 3. Divers types de tissus ont été fabriqués avec succès en utilisant la chambre vascularisé in vivo (figure 2). Ceux - ci comprennent le tissu cardiaque avec des cardiomyocytes de rat nouveau - né (f...

Il s’agit d’une ligne directrice pour la construction de tissus vascularisés in vivo à l’aide d’une boucle artérioveineuse microchirurgicale ou d’une configuration pédiculaire à écoulement continu à l’intérieur d’une chambre d’ingénierie tissulaire. Les tissus vascularisés générés peuvent être utilisés pour la régénération des organes et le remplacement des défauts tissulaires, ainsi que pour les tests de médicaments et la modélisation des maladies.

Génie tissulaire par Intrinsic vascularisation dans un<em&gt; In Vivo</em&gt; Tissue Chambre Ingénierie

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

L'objectif général de cette procédure est de créer un espace dans lequel le tissu peut croître et s'étendre simultanément au développement d'un apport sanguin robuste, conduisant ainsi à la formation d'un tissu tridimensionnel, volumineux et vascularisé. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de l'ingénierie tissulaire vascularisée, tant pour des applications reconstructives que pour le remplacement ou la réparation d'organes. Le principal avantage de cette technique réside dans le fait que le tissu nouvellement formé est alimenté de manière intrinsèque par son propre réseau vasculaire, sans dépendre de la diffusion depuis l'environnement pour survivre.La procédure sera démontrée par Sue McKay et Liliana Pepe. Anesthésiez un rat pesant au moins 250 grammes et évaluez la profondeur de l'anesthésie à l'aide d'une pincée du orteil. Si le rat ne réagit pas, maintenez sa sédation à l'aide d'isoflurane à 2 % pendant toute la procédure.Ensuite, appliquez une pommade à base de sulfate de magnésium sur les yeux. Puis, avec le rat en position dorsale, utilisez un rasoir électrique pour raser l'aine et retirez les poils à l’aide d’un gaz humide. Ensuite, nettoyez les sites chirurgicaux avec une solution de chlorhexidine contenant 70 % d’éthanol.Enfin, recouvrez l'animal avec des serviettes stériles et procédez à la chirurgie. À l’aide d’un scalpel n°15, réalisez une incision cutanée de quatre centimètres de long dans le pli de l’aine gauche, parallèlement au ligament inguinal. Ensuite, incisez circulairement la graisse inguinale exposée avec des ciseaux, en la laissant attachée à son pédicule vasculaire, irrigué par les vaisseaux épigastriques.Maintenant, à l’aide de micro-ciseaux, libérez les adhérences filamenteuses du tissu conjonctif entre la paroi abdominale et les vaisseaux fémoraux sous-jacents. Ensuite, placez un écarteur sur la paroi abdominale et tirez-le vers la ligne médiane afin d’exposer le ligament inguinal et toute la longueur des vaisseaux fémoraux. Puis, à l’aide de micro-forceps et de ciseaux courbes, disséquez la veine épigastrique et isolez-la de la graisse environnante.Cette veine fonctionnera comme un ancrage. Procéder en ouvrant la gaine péritonique contenant les vaisseaux fémoraux et le nerf. L'ouvrir entièrement depuis le ligament inguinal jusqu'à sa bifurcation située en aval de la branche épigastrique.À ce stade, et tout au long de la procédure, la manipulation délicate des vaisseaux fémoraux est essentielle. Leur endommagement peut entraîner une thrombose et l'échec de l'ensemble de l'expérience. Ensuite, à l'aide de micro-forceps, saisir la veine fémorale par sa tunique adventice et la séparer délicatement des tissus environnants et de l'artère adjacente.Pendant cette étape, ne pas saisir l'épaisseur totale de la paroi veineuse, ce qui pourrait endommager l'intima et rendre la veine sujette à la thrombose. Pendant cette même étape, ligaturer les branches latérales à l’aide d’un fil de suture en nylon 10-0, ou les coaguler à l’aide d’un coagulateur bipolaire. Une fois la veine fémorale complètement libérée, la ligaturer proximalement et distalement à l’aide de fils de suture en soie 4-0 afin d’obtenir un greffon veineux d’au moins 10 millimètres de long, incluant environ un demi-centimètre de la branche épigastrique.La branche agit comme une sangle d'ancrage pour maintenir la boucle ouverte dans la chambre. Ensuite, éliminer l'aventice aux extrémités du greffon. Si nécessaire, cette étape peut être reportée juste avant les anastomoses microchirurgicales.Terminer la préparation du greffon veineux en le rinçant avec une solution saline héparinée et en le laissant reposer chargé de solution saline héparinée. Ensuite, fermer la plaie à l’aide d’un point de suture continu en soie 4-0 et de deux ou trois points supplémentaires simples et interrompus. Pour commencer, exposer le ligament inguinal et toute la longueur du vaisseau fémoral du membre controlatéral comme précédemment démontré.Ensuite, à l’aide de micro-forceps, disséquez et isolez l’artère et la veine épigastriques du bourrelet adipeux environnant. Soyez délicat lors de l’écartement du tissu par rapport aux vaisseaux. Poursuivez en saisissant l’artère fémorale par sa tunique adventice et en la libérant des tissus environnants.Dans cette étape, ligaturer ou coaguler les branches latérales de l'artère. Ensuite, placer une pince en amont sur l'artère fémorale et la veine fémorale. Puis, à l’aide d’un fil de soie 4-0, ligaturer l’artère fémorale et la veine fémorale en distal par rapport à l’émergence des vaisseaux épigastriques.Placez maintenant un fond de contraste en plastique stérile sous les vaisseaux et utilisez une microciseau droite et tranchante pour couper transversalement chaque vaisseau. Une fois coupé, rincez soigneusement les vaisseaux avec de grandes quantités de sérum salé hépariné jusqu'à ce que tout le sang ait été éliminé de la lumière. Amenez maintenant la greffe veineuse dans le champ opératoire.Positionner le greffon veineux de sorte que son extrémité proximale soit prête à être anastomosée à la veine fémorale du receveur, et son extrémité distale à l'artère fémorale du receveur. Cela permettra au sang de circuler de la partie artérielle vers la partie veineuse sans rencontrer de résistance due aux valves présentes à l'intérieur du greffon veineux. Veiller à ce que les vaisseaux fémoraux et le greffon veineux reposent dans leur position naturelle, sans torsion.À l’aide d’un fil de suture en nylon 10-0, réaliser une anastomose chirurgicale des deux côtés. Une anastomose microchirurgicale de bonne qualité et atraumatique est essentielle. Tout dommage à l’intima du vaisseau, la dessiccation des vaisseaux ou des points de suture mal placés rendent le site d’anastomose sujet à la formation de thrombus.Ensuite, vérifiez l'existence de fuites au niveau des deux sites d'anastomose. Corrigez les petites fuites, qui apparaissent sous forme de sang non pulsatif s'écoulant du site d'anastomose, en plaçant un petit morceau de tissu adipeux ou une éponge par-dessus et en comprimant doucement pendant cinq à dix minutes. Les fuites plus importantes et pulsatiles, qui inondent rapidement tout le champ opératoire, nécessiteront des points de suture supplémentaires.Ensuite, vérifiez la perméabilité de la boucle artérioveineuse. Une occlusion douce de l'artère fémorale devrait entraîner son rétrécissement. Inversement, l'occlusion de la veine fémorale doit provoquer une congestion de la boucle.Placez maintenant la base de la chambre de génie tissulaire sous la boucle artérioveineuse. Veillez à ce que la boucle repose dans sa position naturelle, sans torsion ni pli. Ensuite, à l’aide de fils de suture en nylon 6-0, fixez la base de la chambre au ligament inguinal et à l’aponévrose musculaire sous-jacente.Ensuite, placez le couvercle sur la base de la chambre. Pincez les branches épigastriques sous le couvercle pour maintenir la boucle en position. Puis, fermez la plaie à l’aide d’un point de suture continu en soie 4-0, complété par deux ou trois points simples interrompus supplémentaires.Enfin, laissez l’animal se réveiller de l’anesthésie dans une cage individuelle, puis administrez une dose unique de carprofen par voie sous-cutanée comme analgésique. Préparez l’animal pour la chirurgie comme précédemment. Deux chambres peuvent être implantées chez un seul rat, une dans chaque aine.Ensuite, isoler le vaisseau fémoral comme décrit précédemment. Une fois l'artère et la veine complètement dégagées des tissus environnants et leurs branches ligaturées, introduire la chambre dans le champ opératoire. Puis, placer chacun des vaisseaux fémoraux intacts dans les fentes correspondantes de la base de la chambre.Veillez à ce que aucun des deux ne soit tordu ou présent un coude. Ensuite, fermez la chambre en fixant le couvercle sur la base. Puis refermez la plaie et laissez l'animal se remettre comme décrit précédemment.La création microchirurgicale de chambres d'ingénierie tissulaire a été réalisée comme décrit. Divers types de tissus ont été correctement conçus à l'aide de la chambre vascularisée in vivo, notamment du tissu cardiaque à partir de cardiomyocytes de rats néonatals, du tissu musculaire à partir de myoblastes squelettiques de rat et du tissu adipeux à partir d'un hydrogel dérivé de la matrice extracellulaire du tissu adipeux. Le système de stéréologie permet une quantification sans biais du volume tissulaire spécifique.Par exemple, les cellules endothéliales marquées aux lectines dans des coupes transversales ont été utilisées pour estimer les volumes vasculaires. Après l'implantation in vivo de cellules marquées avec des colorants fluorescents, leur devenir peut être suivi. Par exemple, des cardiomyocytes de rat nouveau-nés marqués avec le colorant i ont été détectés dans les constructions tissulaires trois jours après l'implantation.Alternativement, des anticorps spécifiques à l'espèce peuvent être utilisés pour identifier les cellules implantées dans les études de xénotransplantation. Par exemple, des cellules souches pluripotentes induites humaines implantées chez des rats immunodéprimés pourraient être identifiées dans le tissu prélevé de la chambre. Une fois maîtrisée, la chambre de perfusion et la boucle artério-veineuse peuvent être implantées en environ 20 et 90 minutes, respectivement.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de maintenir en tout temps une asepsie rigoureuse et de prendre les mesures nécessaires en cas de contamination. N'oubliez pas que la manipulation douce des vaisseaux sanguins et une anastomose microchirurgicale atraumatique sont essentielles pour assurer le succès. À cet égard, nous recommandons fortement une formation de base en microchirurgie avant de tenter cette procédure, en particulier pour la construction de la boucle artérioveineuse.

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La vascularisation est la clé pour les approches en ingénierie tissulaire succès. Par conséquent, des technologies fiables sont nécessaires pour évaluer le développement des réseaux vasculaires dans les tissus-constructions. Nous présentons ici une méthode simple et efficace de visualiser et de quantifier la vascularisation in vivo.

Une peau pleine de défauts modèle pour évaluer la vascularisation des biomatériaux<em&gt; In Vivo</em

Un protocole étape par étape pour le placement inter-position des navires de l'ingénierie tissulaire (de TeV) dans l'artère carotide d'un mouton en utilisant une anastomose de bout en bout et l'évaluation numérique en temps réel in vivo jusqu'au sacrifice des animaux.

Technique chirurgicale pour l&#39;implantation de l&#39;ingénierie tissulaire vasculaires greffes et suivantes<em&gt; In Vivo</em&gt; Surveillance

Ici, nous présentons un protocole pour générer de l'ingénierie tissulaire greffes de vaisseaux qui sont fonctionnels pour le greffage dans des souris en double ensemencement partiellement induite sur les cellules souches pluripotentes (IPFPC) - dérivé des cellules musculaires lisses et l'IPFPC - cellules endothéliales dérivées sur une décellularisée navire échafaudage bioréacteur.

Génération et greffage des navires par ingénierie tissulaire dans un modèle de souris

Dans ce travail, nous présentons une technique de fabrication rapide de tissus vasculaires vivants par culture directe de collagène, de cellules musculaires lisses et de cellules endothéliales. De plus, un nouveau protocole pour la caractérisation mécanique des tissus vasculaires modifiés est décrit.

Ingénierie 3D cellularisé collagène Gels pour la régénération tissulaire vasculaire

Ce manuscrit présente un procédé de moulage par injection pour concevoir des microvaisseaux qui récapitulent les propriétés physiologiques de l'endothélium. Le procédé à base microfluidique crée des réseaux vasculaires 3D de brevet avec conditions, adaptable telles que le débit, la composition cellulaire, la géométrie, et les gradients biochimiques. Le procédé de fabrication et des exemples d'applications possibles sont décrites.

Micromodelage et l&#39;Assemblée des microvaisseaux 3D

Nous décrivons une méthode microchirurgie pour la génération d'une boucle artérioveineuse (AV) en tant que modèle pour l' analyse de la vascularisation in vivo dans un environnement isolé et bien caractérisés. Ce modèle est non seulement utile pour l'étude de l'angiogenèse, mais est également parfaitement adaptée pour l'ingénierie axialement vascularisé et les tissus transplantables.

La boucle artério (AV) dans un modèle Small Animal pour étudier l&#39;angiogenèse et du génie tissulaire vascularisé

Les tissus modifiés s’appuient fortement sur des réseaux vasculaires appropriés pour fournir des nutriments et des gaz vitaux et éliminer les déchets métaboliques. Dans ce travail, un protocole d’ensemencement par étapes de cellules endothéliales et de cellules de soutien crée des réseaux vasculaires hautement organisés dans une plate-forme à haut débit pour étudier le développement du comportement des vaisseaux dans un environnement 3D contrôlé.

Ensemencement de cellules par étapes sur des échafaudages tessellés pour étudier les vaisseaux sanguins en germination

Ce protocole présente un modèle de tumeur sur puce physiologiquement pertinent pour effectuer des recherches fondamentales et translationnelles à haut débit sur le cancer humain, en faisant progresser le dépistage des médicaments, la modélisation des maladies et les approches de médecine personnalisée avec une description des procédures de chargement, d’entretien et d’évaluation.

Établissement d’un modèle physiologique de micro-tumeurs vascularisées humaines pour la recherche sur le cancer

Découvrez la création de tissus vascularisés in vivo par microchirurgie d'une boucle artérioveineuse chez le rat. Cette technique avancée permet l'ingénierie tissulaire pour la régénération d'organes et la médecine régénérative.

Génie tissulaire par Intrinsic vascularisation dans un

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