Name: Approches et protocoles échocardiographiques pour Comprehensive Caractérisation phénotypique de la maladie valvulaire chez les souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-14T12:30:00.000+00:00
Duration: 12 min 12 s
Description: Découvrez les protocoles échocardiographiques pour caractériser la fonction cardiaque et valvulaire chez la souris. Cette méthode standardisée permet de détecter les dysfonctionnements valvulaires et d'étudier leurs interactions avec la fonction cardiaque.

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<li>Ferferieva, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+strain+and+strain+rate+by+two-dimensional+speckle+tracking+in+mice%3A+comparison+with+tissue+Doppler+echocardiography+and+conductance+catheter+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Heart+J+Cardiovasc+Imaging%22%5BJournal%5D)">Assessment of strain and strain rate by two-dimensional speckle tracking in mice: comparison with tissue Doppler echocardiography and conductance catheter measurements.</a> Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 14, 765-773 (2013).</li>
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<li>Liu, J. H., Jeng, G. S., Wu, T. K., Li, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ECG+triggering+and+gating+for+ultrasonic+small+animal+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Ultrason+Ferroelectr+Freq+Control%22%5BJournal%5D)">ECG triggering and gating for ultrasonic small animal imaging.</a> IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 53, 1590-1596 (2006).</li>
<li>Monin, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-gradient+aortic+stenosis%3A+operative+risk+stratification+and+predictors+for+long-term+outcome%3A+a+multicenter+study+using+dobutamine+stress+hemodynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Low-gradient aortic stenosis: operative risk stratification and predictors for long-term outcome: a multicenter study using dobutamine stress hemodynamics.</a> Circulation. , 319-324 (2003).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Induction de l&#39; anesthésie induction et l&#39;entretien de l&#39;anesthésie est critique pour l&#39;évaluation précise des changements dans la valve cardiaque et la fonction cardiaque chez la souris. Compte tenu de l&#39;induction rapide de l&#39;anesthésie provoquée par l&#39;isoflurane et le temps de lavage-out relativement longue de cet anesthésique après une anesthésie profonde, nous n&#39;utilisons pas une chambre d&#39;anesthésie autonome pour l&#39;i...

Le vieillissement est associé à des augmentations progressives de calcification cardiovasculaire 1. Hémodynamiquement significative sténose de la valve aortique affecte 3% de la population âgée de plus de 65 2, et les patients avec même modérée sténose de la valve aortique (vitesse maximale de 3-4 m / s) ont une survie sans événement-5 ans de moins de 40% 3. À l&#39; heure actuelle, il n&#39;y a pas de traitements efficaces pour ralentir la progression de l&#39; aorte calcification de la valve, et chirurgicale de remplacement de la valve aortique est le seul traitement disponible pour la sténose valvulaire aortique avancée 4. Les études visant à acquérir une meilleure compréhension des mécanismes qui contribuent à l&#39;initiation et la progression de l&#39; aorte calcification de la valve sont une première étape clé dans le déplacement vers des méthodes pharmacologiques et non-chirurgicales pour gérer la sténose aortique 5, 6. Génétiquesouris ly-modifiées ont joué un rôle majeur dans le développement de notre compréhension des mécanismes qui contribuent à une variété de maladies et sont maintenant à l&#39;avant - garde des études mécanistiques visant à comprendre la biologie de la valve aortique Sténose 6, 7, 8. Contrairement à d&#39; autres maladies cardio - vasculaires telles que l&#39; athérosclérose et l&#39; insuffisance cardiaque, où des protocoles standard pour l&#39; évaluation de la fonction vasculaire et ventriculaires sont pour la plupart bien établis, il y a des défis uniques associés à phénotypage in vivo de la fonction de valve cardiaque chez la souris. Bien que les commentaires récents ont fourni des discussions approfondies sur les avantages et les inconvénients de nombreuses imagerie et les modalités invasives utilisées pour évaluer la fonction de la valve chez les rongeurs 9, 10, 11, à ce jour, nous ne sommes pas au courant d&#39;une publication qui fournit un comprehensive, étape par étape, le protocole pour la fonction de valve cardiaque phénotypage chez la souris. Le but de ce manuscrit est de décrire les méthodes et les protocoles de phénotype fonction de valve cardiaque chez la souris. Toutes les méthodes et les procédures ont été approuvées par le Comité institutionnel de protection et d&#39;utilisation des animaux Mayo Clinic. Les éléments clés de ce protocole comprennent la profondeur de l&#39;anesthésie, l&#39;évaluation de la fonction cardiaque, et l&#39;évaluation de la fonction de valve cardiaque. Nous espérons que ce rapport servira non seulement pour guider les enquêteurs intéressés à poursuivre la recherche dans le domaine des maladies des valves cardiaques, mais aussi entamer un dialogue national et international concernant le protocole de normalisation pour assurer la reproductibilité des données et la validité dans ce domaine en pleine expansion. Surtout, l&#39;imagerie réussie en utilisant des systèmes à ultrasons à haute résolution nécessite une connaissance pratique des principes de l&#39;échographie (et la terminologie couramment utilisés en échographie), une compréhension de la princip fondamentaleles de la physiologie cardiaque, et une expérience significative avec l&#39;échographie pour permettre une évaluation précise et temps efficace de la fonction cardiaque chez les rongeurs.

<table><tbody><tr><td>Échographe haute résolution</td><td>VisualSonics, Fujifilm</td><td>Vevo 2100&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Diffuseur d’isoflurane (capable de fournir 1 % à 1,5 % d’isoflurane mélangé à 1 L/min 100 % O2</td><td>VisualSonics, Fujifilm</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Sondes pour petites souris (550D) ou souris plus grandes (400)</td><td>MicroScan, VisualSonics, Fujifilm</td><td>MS 550D, MS 400</td><td></td></tr><tr><td>Plate-forme animale</td><td>VisualSonics, Fujifilm</td><td>11503</td><td></td></tr><tr><td>Unité</td> <td>de surveillance physiologique avancéeVisualSonics, Fujifilm</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Terrell</td><td>NDC 66794-019-10</td><td></td></tr><tr><td>Cône de nez et tube connectés au diffuseur d’isoflurane et 100 % O2</td><td>Conçu sur mesure en interne</td><td>--</td><td></td></tr><tr><td>Rasoir à cheveux</td><td>Andis Super AGR+ vetter pack tondeuse</td><td>AD65340</td><td></td></tr><tr><td>Gel à ultrasons</td><td>Parker Laboratories</td><td>REF 01-08</td><td></td></tr><tr><td>Gel d’électrode&nbsp ;</td><td>Parker Laboratories</td><td>REF 15-25</td><td></td></tr><tr><td>Rubans adhésifs</td><td>Fisher Laboratories</td><td>1590120B</td><td></td></tr><tr><td>Essuie-tout</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

approches et protocoles échocardiographiques pour comprehensive caractérisation phénotypique de la maladie valvulaire chez les souris

Echocardiographic Approaches and Protocols for Comprehensive Phenotypic Characterization of Valvular Heart Disease in Mice

L’objectif de ce manuscrit et de la vidéo qui l’accompagne est de fournir une vue d’ensemble des méthodes et des approches utilisées pour l’imagerie de la fonction valvulaire cardiaque chez les rongeurs, avec des descriptions détaillées des méthodes appropriées pour l’anesthésie, des fenêtres échocardiographiques utilisées, des plans d’imagerie et des orientations des sondes pour l’acquisition d’images, des méthodes d’analyse des données et des limites des technologies émergentes pour l’évaluation de la fonction cardiaque et valvulaire. Il est important de noter que nous soulignons également plusieurs domaines de recherche futurs en imagerie cardiaque et valvulaire cardiaque qui pourraient être exploités pour mieux comprendre la pathogenèse de la maladie valvulaire dans des modèles animaux précliniques. Nous proposons que l’utilisation d’une approche systématique pour évaluer la fonction cardiaque et valvulaire cardiaque chez la souris puisse aboutir à des données plus robustes et reproductibles, ainsi qu’à faciliter la découverte de phénotypes auparavant sous-estimés chez des souris génétiquement modifiées et/ou physiologiquement stressées.

Des exemples d'images qui sont habituellement obtenus à partir de l'imagerie par échographie cardiaque animale sont inclus dans ce manuscrit. Une illustration de placement du transducteur sur la poitrine de l'animal est prévu pour donner au lecteur une compréhension claire de l'endroit où le transducteur est positionné pour obtenir les images comme décrit. Une photographie du laboratoire d'échographie set-up est également inclus pour souligner l'importance de l'équipement approprié, en p...

Ce protocole fournit une description détaillée de l’approche échocardiographique pour le phénotypage complet du cœur et de la fonction valvulaire cardiaque chez la souris.

Approches et protocoles échocardiographiques pour Comprehensive Caractérisation phénotypique de la maladie valvulaire chez les souris

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in ...

L’objectif général de ce protocole d’écho est de montrer les méthodes et les approches utilisées pour imager la fonction valvulaire cardiaque chez les rongeurs. Les méthodes que nous allons vous montrer aujourd’hui peuvent répondre à des questions clés dans le domaine des maladies cardiaques, en mettant l’accent sur l’évaluation du cœur en tant qu’unité intégrée dans des conditions de maladie valvulaire cardiaque. Les implications de cette approche sont profondes pour le domaine des maladies valvulaires cardiaques, car l’évaluation échocardiographique complète du cœur permettra non seulement de détecter un dysfonctionnement valvulaire dans plusieurs valves cardiaques, mais permettra également aux chercheurs de comprendre l’interaction complexe entre la fonction cardiaque et diverses mesures de la fonction valvulaire cardiaque.Bien que cette méthode puisse être exploitée pour caractériser des modèles animaux dans lesquels la maladie des valves cardiaques est notre principal défaut, elle peut également être appliquée à d’autres systèmes où le dysfonctionnement des valves cardiaques peut apparaître secondaire à d’autres agressions telles que l’insuffisance cardiaque ou un anévrisme de l’aorte thoracique. Par conséquent, nous recommandons que le phénotypage complet des cellules cardiaques et des valves cardiaques soit systématiquement effectué dans la plupart des études de recherche. Nous avons d’abord eu l’idée de filmer notre approche du phénotypage complet des valves cardiaques et cardiaques après avoir assisté à un certain nombre de réunions où il y avait une grande variabilité dans les méthodes et les protocoles utilisés pour évaluer la fonction des valves cardiaques.Nous espérons que ce manuscrit et la vidéo qui l’accompagne susciteront des discussions sur le terrain concernant les meilleures méthodologies et normes à suivre, ce qui s’aligne finalement sur les initiatives récentes des National Institutes of Health visant à améliorer la rigueur et la reproductibilité des études de recherche. Le principal avantage de l’échocardiographie est qu’elle est capable d’évaluer de manière non invasive la morphologie et la fonction du cœur en temps réel. Il est facile à réaliser et peut être exécuté en série.Ainsi, il est le plus idéal dans les études de suivi en série. En général, les personnes novices en imagerie cardiaque et valvulaire cardiaque auront des difficultés en raison des défis logistiques associés à l’administration et au titrage de l’anesthésie, ainsi que des défis techniques associés aux très petites fenêtres anatomiques qui peuvent être utilisées pour l’échocardiographie et à la nécessité d’identifier avec précision les structures cardiaques et les orientations des sondes pendant l’imagerie. Nous espérons que la démonstration visuelle de notre approche accélérera la vitesse à laquelle les chercheurs peuvent apprendre à effectuer une échocardiographie chez la souris, et servira finalement de plate-forme pour discuter des meilleures pratiques en matière d’imagerie des petits animaux.Pour commencer, allumez l’échographe équipé d’un transducteur à ultrasons haute fréquence. Entrez l’ID de l’animal à mesurer, ainsi que la date, l’heure et toute autre information pertinente. Préchauffez la plate-forme à 37 degrés Celsius, puis prenez doucement la souris par sa queue et tenez fermement l’animal par la nuque.Guidez le nez de l’animal dans le cône nasal et lancez l’anesthésie comme décrit dans le protocole textuel d’accompagnement. Une fois sous sédation, allongez rapidement et avec précision l’animal sur la plate-forme en position couchée, en vous assurant que les pieds avant et arrière reposent sur les capteurs ECG de la plate-forme. Utilisez du ruban adhésif pour fixer l’animal sur les quatre membres, pour stabiliser la tête dans l’appareil du cône nasal et pour stabiliser la queue.Ensuite, vérifiez la fréquence cardiaque à l’aide des capteurs ECG de la plateforme ou à l’aide d’un appareil externe. Assurez-vous que la fréquence cardiaque de base se situe entre 600 et 700 battements par minute. Surveillez la fréquence cardiaque et assurez-vous qu’elle ne descend en aucun cas en dessous de 450 battements par minute.De plus, surveillez la température corporelle à l’aide d’un thermomètre rectal et maintenez la température entre 36,5 degrés Celsius et 38 degrés Celsius. Tant que les signes vitaux sont stables, utilisez une tondeuse électrique conçue pour être utilisée avec des poils fins pour raser les poils de la poitrine de la souris. Ensuite, prenez une serviette en papier humide et essuyez la poitrine pour enlever les poils restants.Avec l’animal solidement attaché sur la plate-forme et la tête tournée vers l’extérieur, inclinez la table de 15 à 20 degrés vers la gauche pour rapprocher le cœur de la paroi thoracique. Ensuite, appliquez une quantité généreuse de gel à ultrasons sur le transducteur ou directement sur la poitrine de l’animal. Positionnez le transducteur parasternalement à environ 90 degrés perpendiculairement à l’axe long du cœur de sorte que le marqueur d’index d’image du transducteur pointe vers l’arrière.En mode deux DB, faites glisser la défilade du transducteur jusqu’à ce que la valve aortique apparaisse le long de l’axe court. Ensuite, tournez le transducteur dans le sens des aiguilles d’une montre jusqu’à ce que le marqueur d’index d’image pointe cadad. Il s’agit de la vue parasternale du grand axe.Observez la voie aortique, la valve aortique, la voie d’éjection ventriculaire gauche, la valve mitrale, l’oreillette gauche et une partie de la voie d’éjection ventriculaire droite sur l’affichage de l’image. Mesurez la plus grande dimension auriculaire postérieure de l’aorte à l’aide du pied à coulisse électronique associé à l’outil de mesure intégré à la machine. Ensuite, réduisez la largeur de l’image afin que seule la valve aortique soit affichée sur l’écran en ajustant le bouton de largeur de l’image dans le panneau de configuration.Positionnez la ligne d’interrogation en mode M à l’intersection des extrémités de la valve aortique pour évaluer avec précision la séparation des cuspides de la valve aortique. Dans l’affichage en mode M de la valve aortique, mesurez la distance de séparation des cuspides à l’aide du pied à coulisse électronique. Toujours dans la vue parasternale du grand axe de la valve aortique, appuyez sur la touche de contrôle Doppler couleur dans le panneau de commande pour appliquer le Doppler couleur à la région de la valve aortique.Ensuite, appuyez sur la touche de contrôle Doppler post-onde. À l’aide de la boule de commande, placez le volume de l’échantillon post-onde dans l’aorte ascendante proximale juste au-dessus de la valve aortique, en vous assurant que l’angle entre le faisceau d’ultrasons et le flux sanguin est inférieur à 60 degrés en inclinant la plate-forme et/ou le transducteur. Ensuite, mesurez la vitesse de crête à partir de l’affichage spectral à l’aide des pieds à coulisse électroniques.Commencez par placer la sonde en position apicale en mode B et positionnez-la de manière à ce qu’elle soit inclinée vers la tête de la souris. Observez le ventricule droit, le ventricule gauche, l’oreillette droite et l’oreillette gauche, sur l’affichage de l’image. À partir de la vue apicale à quatre chambres, mettez la valve mitrale au point en réduisant la largeur de l’image.Ensuite, placez le curseur du mode M sur la valve mitrale pour évaluer l’épaisseur des feuillets. À l’aide de la vue apicale à quatre chambres, appliquez un doppler couleur pour imager le flux de l’oreillette gauche à travers la valve mitrale pendant la diastole. Observez le flux à travers la valve mitrale qui est codée en rouge.À partir de la vue de l’axe pulmonaire apical, inclinez ou orientez l’extrémité de la sonde à l’aide d’un mouvement de bascule de sorte que le ventricule droit soit au centre de l’affichage de l’image. Réduisez la largeur de l’image afin que seul le ventricule droit soit visible sur l’affichage de l’image. Ensuite, appliquez un doppler couleur dans la région de la valve tricuspide.Ensuite, déplacez le transducteur dans une position parasternale modifiée sur un grand axe au niveau de la valve aortique. Ensuite, inclinez légèrement le transducteur vers le haut pour obtenir une vue à court axe de la valve pulmonaire. Dans cette vue, appliquez l’imagerie en mode M pour évaluer la distance de séparation de la valve pulmonaire.Ensuite, appliquez un doppler couleur dans la région de la valve pulmonaire pour évaluer la régurgitation valvulaire et la sténose. En mode deux DB, placez le transducteur en position parasternale dans l’axe court au niveau des muscles papillaires pour obtenir une vue dans l’axe court du ventricule gauche. À partir de cette vue, appuyez sur le bouton de mode M situé dans le panneau de configuration.À l’aide de la boule de commande, positionnez le curseur du mode M au centre de la cavité ventriculaire gauche au niveau des muscles papillaires, et obtenez des images du mode M. Ensuite, mesurez la dimension de la cavité ventriculaire gauche à la diastole terminale où la distance entre la paroi intérieure et la paroi postérieure est la plus grande, et à une systole terminale où le mouvement vers l’intérieur des parois intérieures et postérieures est maximal. Ensuite, déplacez le transducteur vers la fenêtre apicale, appliquez de la couleur sur la valve mitrale et placez le volume de l’échantillon aux extrémités des feuillets de la valve mitrale.Mesurez la vitesse d’entrée mitrale maximale à partir de l’affichage spectral des vitesses Doppler à ondes d’impulsion à travers la valve mitrale. Avec le volume de l’échantillon positionné entre l’entrée et la sortie du ventricule gauche, et non les signaux de fermeture et d’ouverture des valves mitrale et aortique. Mesurez le temps de relaxation isovolumique, le temps de contraction isovolumique et le temps d’éjection ventriculaire gauche.Ensuite, effectuez une imagerie Doppler tissulaire de l’anneau mitral dans la vue du grand axe apical. Appuyez sur la touche de commande TGI et placez le volume de l’échantillon sur la face médiale de l’anneau mitral. Lorsque vous avez terminé, retirez tout excès de gel à ultrasons de la souris.Retirez délicatement le ruban adhésif qui maintient l’animal et éteignez l’anesthésie. Placez l’animal sur un essuie-tout absorbant et observez-le jusqu’à ce que le décubitus sternal soit atteint. Voici une évaluation de la fonction valvulaire aortique chez une souris normale par rapport à la fonction valvulaire aortique chez une souris atteinte d’une maladie calcifiante de la valve aortique.Chez la souris avec des valves calcifiées, les cuspides sont épaissies et ont une échogénicité accrue, ce qui entraîne une ouverture restreinte pendant la systole. De la fenêtre apicale, une vue longitudinale de la valve mitrale est présentée. L’épaisseur du feuillet mitral peut être mesurée à l’aide de la ligne d’interrogation en mode M.La mesure de l’épaisseur de la valve mitrale peut être extrêmement difficile étant donné la minceur, l’échogène et les feuillets de la valve mitrale normale. Le doppler couleur montré dans cette vue longitudinale modifiée de la valve mitrale montre un jet de couleur mosaïque au niveau de la valve mitrale pendant la systole. La couleur bleue est la preuve d’une régurgitation de la valve mitrale.À partir de la fenêtre parasternale, des vues à court et à long axe de la valve pulmonaire sont obtenues. Dans cette image, la ligne d’interrogation du mode M est appliquée à travers la valve pulmonaire, et la distance de séparation de la cuspide de la valve peut être mesurée à partir de cette vue. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 15 à 20 minutes si elle est correctement exécutée.Lors de la tentative de cette procédure, il est important d’avoir une connaissance de base de l’anatomie et de la physiologie cardiaques, une connaissance pratique des principes et de la terminologie de l’échographie et une expérience de l’échographie cardiaque pour permettre une évaluation précise et rapide de la fonction cardiaque chez les rongeurs. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’effectuer une échographie cardiaque chez les rongeurs en obtenant des images de différents plans d’imagerie et en mesurant les paramètres d’écho Doppler qui décrivent correctement la fonction cardiaque et valvulaire cardiaque.

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