Name: Synthèse de la longueur donde de décalage dADN à laide de sondes dhybridation cyanine photostable (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 44 s
Description: Apprenez la synthèse d'ADN modifié avec des sondes cyanine photostables pour visualiser le transfert d'énergie par changement de couleur. Cette méthode permet l'imagerie moléculaire en temps réel.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Le soutien financier de la Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Wa 1386 / 17-1), la formation à la recherche Groupe GRK 2039 (financé par DFG) et KIT est grandement apprécié.

Attention: S&#39;il vous plaît consulter toutes les fiches de données de sécurité des matériaux pertinents (MSDS) avant utilisation. Plusieurs des produits chimiques utilisés dans ces synthèses sont toxiques et cancérigènes. S&#39;il vous plaît utiliser toutes les pratiques de sécurité appropriées qui sont généralement nécessaires dans les laboratoires de chimie organique, comme le port d&#39;une blouse de laboratoire, des lunettes de sécurité et des gants. 1. Synthèse des colorants Remarque: Les deux colorants peuvent être synthétisés par les mêmes types de réaction Figure 2 montre une vue d&#39; ensemble de ces réactions.. <ol><li> Synthèse de la 1- (3-azidopropyl) -4- (2- (1-méthyl-1H-indol-3-yl) vinyl) pyridine-1-ium (colorant 1) <ol><li> Synthèse de la 1- (3-iodopropyl) -4-méthylpyridine-1-ium (figure 2A, l&#39; étape a) <ol><li> Dissoudre 466 mg de 4-picoline et 5,91 g de 1,3-diiodopropane dans 10 ml d&#39;acétonitrile dans un flacon de 20 ml d&#39;espace de tête et sceller hermétiquement par un bouchon à septum. </li><li> Chauffer jusqu&#39;à 85 ° C pendant 16 heures. </li><li> Laisser refroidir à la température ambiante, puis éliminer le solvant sous pression réduite en utilisant un évaporateur rotatif. </li><li> Ajouter 20 ml d&#39;acétate d&#39;éthyle à l&#39;huile résiduelle et traiter le mélange dans un bain de 120 W à ultrasons pendant 3 minutes. </li><li> Recueillir le précipité formé par filtration et lavage cinq fois avec de l&#39;acétate d&#39;éthyle. Sécher le produit solide sous vide O / N. </li></ol></li><li> Synthèse de la 1- (3-azidopropyl) -4-méthylpyridine-1-ium (figure 2A, l&#39; étape b) <ol><li> Dissoudre 900 mg de 1- (3-iodopropyl) -4-méthylpyridine-1-ium dans 12 ml d&#39;acétonitrile dans un flacon de 20 ml d&#39;espace de tête, ajouter 376 mg d&#39;azoture de sodium, et de sceller hermétiquement par un bouchon à septum. </li><li> Chauffer jusqu&#39;à 85 ° C pendant 16 heures. </li><li> Laisser refroidir à la température ambiante, puis éliminer le solvant sous pression réduite en utilisant un évaporateur rotatif. </li><li> Ajouter 15 ml de dichlorométhane au résidu. </li><li> Filtrez et jeter le précipité résultant. </li><li> On élimine le solvant sous pression réduite en utilisant une pourritureaire évaporateur pour obtenir le produit sous forme d&#39;huile brune. </li></ol></li><li> Synthèse de la 1-méthyl-1H-indole-3-carbaldéhyde (figure 2A, l&#39; étape c) <ol><li> Sous gaz inerte (argon), on dissout 1,45 g d&#39;indole-3-carbaldéhyde, 1,52 g de carbonate de potassium et 2,70 g de carbonate de diméthyle dans 10 ml de diméthylformamide anhydre dans un ballon de 50 ml équipé d&#39;un condenseur à reflux à fond rond. </li><li> Incorporer le mélange à 130 ° C pendant 19 heures. </li><li> Laisser refroidir à la température ambiante, puis versez le mélange sur la glace. </li><li> On extrait la couche aqueuse à trois reprises avec 150 ml d&#39;acétate d&#39;éthyle. </li><li> Combiner les couches organiques, les laver avec de l&#39;eau, les sécher sur du sulfate de sodium et éliminer le solvant à 50 ° C sous pression réduite en utilisant un évaporateur rotatif. </li></ol></li><li> Le couplage à la 1- (3-azidopropyl) -4- (2- (1-méthyl-1H-indol-3-yl) vinyl) pyridine-1-ium (colorant 1) (figure 2A, l&#39; étape d) <ol><li> Travailler sous atmosphère d&#39;argon et à l&#39;abri de l&#39;humidité. Dissolve 90 mg de 1- (3-azidopropyl) -4-méthylpyridine-1-ium et de 48 mg de 1-méthyl-1H-indole-3-carbaldéhyde dans 4 ml d&#39;éthanol dans un flacon de 20 ml équipé d&#39;un condenseur à reflux à fond rond. </li><li> Ajouter 0,07 ml de pipéridine et on chauffe à 80 ° C pendant 4 heures. </li><li> Laisser refroidir à température ambiante. </li><li> Recueillir le précipité résultant par filtration et laver trois fois avec de l&#39;éther diéthylique. </li><li> Ajouter de l&#39;éther diéthylique au surnageant et recueillir le précipité résultant par filtration. Laver trois fois avec du diéthyléther. </li><li> Combinez les précipités. </li></ol></li></ol></li><li> Synthèse de la 1- (3-azidopropyl) -4- (2- (1-méthyl-2-phényl-1H-indol-3-yl) vinyl) quinoléin-1-ium (colorant 2) <ol><li> Synthèse de la 1- (3-iodopropyl) -4-méthylquinoléine-1-ium (figure 2B, l&#39; étape a) <ol><li> Dissoudre 715 mg de 4-méthyl-quinoléine et 5,91 g de 1,3-diiodopropane dans 10 ml d&#39;acétonitrile dans un flacon de 20 ml d&#39;espace de tête et sceller hermétiquement par un bouchon à septum. </li><li> Chaleurà 85 ° C pendant 16 heures. </li><li> Laisser refroidir à la température ambiante, puis éliminer le solvant sous pression réduite en utilisant un évaporateur rotatif. </li><li> Ajouter 20 ml d&#39;acétate d&#39;éthyle à l&#39;huile restante et traiter le mélange dans un bain de 120 W à ultrasons pendant 3 minutes. </li><li> Recueillir le précipité formé par filtration et lavage cinq fois avec de l&#39;acétate d&#39;éthyle. Sécher le produit solide sous vide O / N. </li></ol></li><li> Synthèse de la 1- (3-azidopropyl) -4-méthylquinoléine-1-ium (figure 2B, l&#39; étape b) <ol><li> Dissoudre 900 mg de 1- (3-iodopropyl) -4-méthylquinoléine-1-ium dans 12 ml d&#39;acétonitrile dans un flacon de 20 ml d&#39;espace de tête, ajouter 333 mg d&#39;azoture de sodium, et de sceller hermétiquement par un bouchon à septum. </li><li> Chauffer jusqu&#39;à 85 ° C pendant 16 heures. </li><li> Laisser refroidir à la température ambiante, puis éliminer le solvant sous pression réduite en utilisant un évaporateur rotatif. </li><li> Ajouter 15 ml de dichlorométhane au résidu. </li><li> Filtrez et jeter le précipité résultant. </li><li> Retirez le u solvantelon pression réduite en utilisant un évaporateur rotatif pour obtenir le produit sous forme d&#39;huile brune. </li></ol></li><li> Synthèse de la 1-méthyl-2-phényl-1H-indole-3-carbaldéhyde (figure 2B, l&#39; étape c) <ol><li> Sous gaz inerte (argon), on dissout 1,45 g de 2-phényl-1H-indole-3-carbaldéhyde, 0,996 g de carbonate de potassium et 1,77 g de carbonate de diméthyle dans 10 ml de diméthylformamide anhydre dans un ballon de 50 ml équipé d&#39;un condenseur à reflux à fond rond. </li><li> Incorporer le mélange à 130 ° C pendant 19 heures. </li><li> Laisser refroidir à la température ambiante, puis versez le mélange sur la glace. </li><li> On extrait la couche aqueuse à trois reprises avec 150 ml d&#39;acétate d&#39;éthyle. </li><li> Combiner les couches organiques, les laver avec de l&#39;eau, les sécher sur du sulfate de sodium et éliminer le solvant sous pression réduite en utilisant un évaporateur rotatif. </li></ol></li><li> Le couplage à la 1- (3-azidopropyl) -4- (2- (1-méthyl-2-phenyl-1H-indol-3-yl) vinyl) quinoléin-1-ium (figure 2B, l&#39; étape d) <ol><li> Travailler sous arget à l&#39;abri de l&#39;humidité. Dissoudre 90 mg de 1- (3-azidopropyl) -4-méthylquinoléine-1-ium et 59,7 mg de 1-méthyl-2-phényl-1H-indole-3-carbaldéhyde dans 4 ml d&#39;éthanol dans un ballon de 20 ml à fond rond équipé avec un condenseur à reflux. </li><li> Ajouter 0,06 ml de pipéridine et on chauffe à 80 ° C pendant 4 heures. </li><li> Laisser refroidir à température ambiante. </li><li> Recueillir le précipité résultant par filtration et laver avec du diéthyléther trois fois. </li><li> Ajouter de l&#39;éther diéthylique au surnageant et recueillir le précipité résultant par filtration. Laver trois fois avec du diéthyléther. </li><li> Combinez les précipités. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. Synthèse des brins d&#39;ADN Remarque: La synthèse des brins d&#39;ADN est effectuée en utilisant la méthode au phosphoramidite en phase solide, comme décrit par M. Caruthers 11 sur un synthétiseur d&#39;ADN. Le fonctionnement du synthétiseur est testé avant la procédure de synthèse, et les réactifs sont renouvelés sinécessaire. <ol><li> préarrangements <ol><li> Dissoudre le 2&#39;-O-propargyl-deoxyuridinephosphoramidite disponible dans le commerce (Cu) dans 1,2 ml de diluant amidite (acétonitrile extra-sec). Déplacer solution dans le flacon à un flacon de synthétiseur et visser dans le synthétiseur. </li><li> Effectuer un &quot;test de fuite» (selon les instructions du fabricant) pour vous assurer qu&#39;aucune fuite de gaz d&#39;argon existe. Si le &quot;test de fuite&quot; échoue, visser dans le flacon plus étroitement. </li><li> Amorçage de la solution cU en remplissant le tube qui relie la chambre de synthèse en phase solide. </li><li> Lavez toutes les lignes avec de l&#39;acétonitrile. </li></ol></li><li> La synthèse des brins d&#39;ADN <ol><li> Utiliser l&#39;ordinateur connecté à entrer dans la méthode de la séquence d&#39;ADN et de couplage, en suivant les instructions du protocole du fabricant. L&#39;étape de couplage du bloc de construction cU prend 168 secondes avec 7 impulsions (chaque impulsion sont 16 pi) par rapport à 40 sec avec 7 impulsions pour un classiquephosphoramidite en tant que blocs de construction. </li><li> Monter la colonne contenant la CPG (verre à pores contrôlés) en tant que phase solide, qui est modifié avec 1 umole de la première base (synthèse de l&#39;ADN est réalisée à partir de 3 &#39;à 5&#39;) dans le synthétiseur. </li><li> Lancer la synthèse sur le synthétiseur d&#39;ADN 11. </li></ol></li><li> Le traitement des brins d&#39;ADN synthétisés <ol><li> Sécher les colonnes avec les brins d&#39;ADN synthétisés sous vide O / N. </li><li> Utilisez une pince pour ouvrir la colonne et libérer le CPG dans un flacon de réaction. Ajouter 700 ul d&#39;une solution aqueuse concentrée d&#39;ammoniac pour déprotéger l&#39;oligonucléotide et de libérer le brin d&#39;ADN à partir de la CPG. </li><li> Fermer le flacon et appliquer un couvercle de sécurité sur le récipient de réaction pour l&#39;empêcher d&#39;éclater, et on chauffe à 50 ° C pendant 18 heures. </li><li> Éliminer l&#39;ammoniac par centrifugation sous pression réduite (100 mbar) à 30 ° C pendant 30 min. </li><li> Lancer la filtration du CPG: navire Centrifugeuse à 11.000 xg foR 3 min. Prendre surnageant et on la transfère dans un dispositif centrifuge avec une taille de pores de 0,45 pm. Centrifuger à 1000 g pendant 4 min. </li><li> ajouter Pendant ce temps 300 pi d&#39;eau distillée deux fois à la CPG, vortex pendant 20 secondes et centrifuger à 11 000 xg pendant 3 min. Transférer le surnageant dans le dispositif centrifuge et centrifuger à 1000 g pendant 4 min. Répéter deux fois cette procédure de lavage. </li><li> Enlever l&#39;eau à partir des solutions aqueuses rassemblées par centrifugation à 0,1 mbar et 25 ° CO / N. </li></ol></li></ol> 3. &quot;En cliquant sur&quot; Procédure <ol><li> Ajouter 50 ul d&#39;eau bidistillée et 25 pl d&#39;une solution d&#39;ascorbate de sodium (0,4 M dans l&#39;eau), 34 ul de tris - [(1-benzyl-1H-1,2,3-triazol-4-yl) méthyl] amine (0,1 M dans du DMSO / tBuOH 3: 1), 114 pl de l&#39;azoture (0,01 M dans du DMSO / tBuOH 3: 1) et 17 ul d&#39;un tétrakis (acétonitrile) cuivre () solution de l&#39;hexafluorophosphate I (0,1 M dans du DMSO / tBuOH 3: 1) à l&#39;échantillon d&#39;ADN modifié par alcyne lyophilisée. </li&gt; <li> Incuber l&#39;échantillon à 60 ° C pendant 1,5 heure. </li><li> Laisser refroidir à température ambiante. </li><li> Ajouter 150 ul de Na 2 EDTA (0,05 M dans l&#39; eau) et 450 ul d&#39; acétate de sodium (0,3 M dans l&#39; eau) à l&#39;échantillon d&#39;ADN et la transférer dans un tube de 10 ml. </li><li> Ajouter 10 ml d&#39;éthanol (100%) et la maintenir au -32 ° C pendant 16 heures. </li><li> Centrifugeuse navire pendant 15 min à 1000 xg et retirer le surnageant. </li><li> Laver l&#39;ADN culot avec 2 ml d&#39;éthanol froid (80%). </li><li> culot sec sous pression réduite. </li></ol> 4. Purification HPLC Note: Avant de séparer les brins d&#39;ADN assurez-vous que la HPLC fonctionne correctement, suffisamment de solvant est disponible et la colonne est propre. Rincer la colonne avec la concentration à partir de tampon / acétonitrile. <ol><li> Dissoudre l&#39;ADN-pellet brut dans 250 ul d&#39;eau bidistillée et le transfert à un flacon de HPLC. </li><li> Début HPLC course de 45 min avec un gradient de 0% d&#39;acétonitrile à 15% d&#39;acétonitrile pour colorant 1 et un gradi<html> ent de 0% d&#39;acétonitrile à 17% d&#39;acétonitrile pour la teinture 2. Surveiller la course en vérifiant 260 nm (absorption d&#39;ADN) et 459 nm (colorant 1) ou 542 nm (colorant 2). Recueillir les fractions qui montrent l&#39;absorption dans les deux canaux de longueur d&#39;onde. </li><li> Vérifiez les fractions collectées pour le droit de masse par matrice désorption laser assistée par ionisation (MALDI) spectrométrie de masse en utilisant une matrice constituée de 3-hydroxypicolinique acide (3hPa) et diammoniumhydrogencitrate. <ol><li> Préparer la matrice en mélangeant 900 ul d&#39;une solution saturée de 3-HPA 1: 1 mélange d&#39;acétonitrile et d&#39;eau avec 100 ul d&#39;une solution de diammoniumhydrogencitrate (100 g / L) dans l&#39;eau. </li><li> Pipeter 1-2 pi de la sonde d&#39;ADN sur la cible et le laisser sécher à l&#39;air. </li><li> Ajouter 0,2 ul de la matrice 3-HPA / diammoniumhydrogencitrate à l&#39;échantillon et mélanger jusqu&#39;à ce qu&#39;il cristallise. </li><li> Effectuer la spectrométrie de masse MALDI. </li><li> Combiner les fractions de CLHP qui présentent le droit de masse. </li></ol></li></ol>_title &quot;&gt; 5. Détermination de la concentration Remarque: La concentration est déterminée en mesurant l&#39;absorption à 260 nm en utilisant un spectrophotomètre UV / VIS, sur la base des coefficients d&#39;extinction (ε 260) des bases de l&#39; ADN et le colorant. <ol><li> Dissoudre l&#39;ADN dans 100 - 200 ul doublement eau distillée. </li><li> Appliquer 1 pi de la solution d&#39;ADN sur le spectrophotomètre UV / VIS. </li><li> Mesurer l&#39;absorption à 260 nm. Répétez trois fois. </li><li> Prenez la valeur moyenne pour calculer la concentration de la solution. Pour le calcul des coefficients d&#39;extinction, utilisez ε 260nm des quatre bases naturelles 12 et 260nm de ε du cU de bloc de construction acheté (considérée comme uridine naturelle) 12 pour obtenir le 260nm de ε de l&#39;ensemble du brin d&#39;ADN. Pour colorant 1, l&#39; utilisation ε 260nm = 10200 L * mol -1 * cm pour les colorants 2, l&#39; utilisation ε 260nm = 13100 L * mol -1 et &lt;sup&gt; -1 * cm -1. Calculer la concentration de la solution suivant la loi de Lambert-Beers sur la base des coefficients d&#39;extinction et les absorbances mesurées. 13 </li></ol> 6. Préparation des échantillons et Spectroscopie <ol><li> Préparation des échantillons de simple brin <ol><li> Préparer séparément 1 ml de solution à 2,5 uM de chacune des ADN1 modifiée et ADN2 dans 200 mM de NaCl, 50 mM de NaP i, pH = 7. </li></ol></li><li> Préparation des échantillons double brin <ol><li> Préparer 1 ml d&#39;une solution contenant 2,5 uM de ADN1 et 2,5 uM de ADN2 dans 200 mM de NaCl, 50 mM de NaP i, pH = 7 dans un récipient de réaction. </li><li> Fixer le couvercle avec un bouchon de sécurité et de la chaleur à 90 ° C pendant 10 min. Ensuite, éteignez le chauffage et laisser refroidir à la température ambiante O / N. </li></ol></li><li> La spectroscopie d&#39;absorption Remarque: Pour déterminer la longueur d&#39;onde d&#39;excitation pour la spécification de fluorescenceLes spectres d&#39;absorption spectroscopie sont enregistrés. <ol><li> Torons mesures simples <ol><li> Enregistrement d&#39; une mesure à blanc ne contenant que 200 mM de NaCl, mM NaP 50 i, pH = 7. </li><li> Transférer la solution préparée de ADN1 dans une cuvette de 1 cm en verre de quartz et d&#39;enregistrer l&#39;absorption. Corrigez la mesure par rapport aux données vierges. Déterminer la valeur maximale d&#39;absorption du colorant. </li><li> Répétez l&#39;opération pour ADN2. </li></ol></li></ol></li><li> La spectroscopie de fluorescence <ol><li> Torons mesures simples <ol><li> Enregistrement d&#39; une mesure à blanc contenant mM de NaCl à 200 mM , NaP 50 i, pH = 7; en utilisant la longueur d&#39;onde d&#39;excitation du colorant 1. </li><li> Transférer la solution de ADN1 dans une cuvette de 1 cm en verre de quartz. </li><li> Relever le spectre de fluorescence. </li></ol></li><li> Double mesure brin <ol><li> Transférer la solution double brin dans une cuvette de verre de quartz. </li&gt; <li> Enregistrer le spectre de fluorescence en utilisant la longueur d&#39;onde d&#39;excitation du colorant 1. </li></ol></li></ol></li><li> Expériences de visualisation Attention: une protection oculaire appropriée doit être portée pour éviter les dommages UV pour les yeux! <ol><li> Pour obtenir une meilleure compréhension de ce que les spectres enregistrés montrent, irradier les cuvettes avec lampes UV de poche (figure 5). Observez le changement de couleur de fluorescence de la seule à l&#39;ADN double brin. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Kobayashi, H., Ogawa, M., Alford, R., Choyke, P. L., Urano, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+strategies+for+fluorescent+probe+design+in+medical+diagnostic+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Rev%22%5BJournal%5D)">New strategies for fluorescent probe design in medical diagnostic imaging.</a> Chem Rev. 110 (5), 2620-2640 (2010).</li>
<li>Berezin, M. Y., Achilefu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+Lifetime+Measurements+and+Biological+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Chem.+Rev%22%5BJournal%5D)">Fluorescence Lifetime Measurements and Biological Imaging.</a> Chem. Rev. 110 (5), 2641-2684 (2010).</li>
<li>Lee, J. S., Vendrell, M., Chang, Y. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diversity-oriented+optical+imaging+probe+development%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Chem.+Biol%22%5BJournal%5D)">Diversity-oriented optical imaging probe development.</a> Curr. Opin. Chem. Biol. 15 (6), 760-767 (2011).</li>
<li>Tyagi, S., Bratu, D. P., Kramer, F. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multicolor+molecular+beacons+for+allele+discrimination%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Multicolor molecular beacons for allele discrimination.</a> Nat. Biotechnol. 16 (1), 49-53 (1998).</li>
<li>Holzhauser, C., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%2334%3BDNA+Traffic+Lights%26%2334%3B%3A+Concept+of+Wavelength-Shifting+DNA+Probes+and+Application+in+an+Aptasensor%5BTitle%5D)+AND+%22ChemBioChem%22%5BJournal%5D)">#34;DNA Traffic Lights&#34;: Concept of Wavelength-Shifting DNA Probes and Application in an Aptasensor.</a> ChemBioChem. 13 (8), 1136-1138 (2012).</li>
<li>Holzhauser, C., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+and+RNA+%26%2334%3BTraffic+Lights%26%2334%3B%3A+Synthetic+Wavelength-Shifting+Fluorescent+Probes+Based+on+Nucleic+Acid+Base+Substitutes+for+Molecular+Imaging%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Org.+Chem%22%5BJournal%5D)">DNA and RNA &#34;Traffic Lights&#34;: Synthetic Wavelength-Shifting Fluorescent Probes Based on Nucleic Acid Base Substitutes for Molecular Imaging.</a> J. Org. Chem. 78 (15), 7373-7379 (2013).</li>
<li>Berndl, S., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescent+Color+Readout+of+DNA+Hybridization+with+Thiazole+Orange+as+an+Artificial+DNA+Base%5BTitle%5D)+AND+%22Angew.+Chem.+Int.+Ed%22%5BJournal%5D)">Fluorescent Color Readout of DNA Hybridization with Thiazole Orange as an Artificial DNA Base.</a> Angew. Chem. Int. Ed. 48 (13), 2418-2421 (2009).</li>
<li>Bohländer, P. R., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+a+Photostable+Energy-Transfer+Pair+for+%26%2334%3BDNA+Traffic+Lights%26%2334%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Org.+Chem%22%5BJournal%5D)">Synthesis of a Photostable Energy-Transfer Pair for &#34;DNA Traffic Lights&#34.</a> Eur. J. Org. Chem. 34, 7547-7551 (2014).</li>
<li>Walter, H. K., Bohländer, P. R., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+Wavelength-Shifting+Fluorescent+Module+for+the+Adenosine+Aptamer+Using+Photostable+Cyanine+Dyes%5BTitle%5D)+AND+%22ChemistryOpen%22%5BJournal%5D)">Development of a Wavelength-Shifting Fluorescent Module for the Adenosine Aptamer Using Photostable Cyanine Dyes.</a> ChemistryOpen. 4 (2), 92-96 (2015).</li>
<li>Gierlich, J., Burley, G. A., Gramlicj, P. M. E., Hammond, D. M., Carell, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Click+chemistry+as+a+reliable+method+for+the+high-density+postsynthetic+functionalization+of+alkyne-modified+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Org.+Lett%22%5BJournal%5D)">Click chemistry as a reliable method for the high-density postsynthetic functionalization of alkyne-modified DNA.</a> Org. Lett. 8 (17), 3639-3642 (2006).</li>
<li>Matteucci, M. D., Caruthers, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+of+deoxyoligonucleotides+on+a+polymer+support%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Synthesis of deoxyoligonucleotides on a polymer support.</a> J. Am. Chem. Soc. 103 (11), 3185-3191 (1981).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Handbook+of+Biochemistry+and+Molecular+Biology%2C+Volume+1%3A+Nucleic+Acids%22">Handbook of Biochemistry and Molecular Biology, Volume 1: Nucleic Acids</a>. Fasman, G. D. , CRC Press. 589(1975).</li>
<li>Puglisi, J. D., Tinoco, J. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Absorbance+melting+curves+of+RNA%5BTitle%5D)+AND+%22Meth.+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Absorbance melting curves of RNA.</a> Meth. Enzymol. 180, 304-325 (1989).</li>
<li>Johansson, M. K., Fidder, H., Dick, D., Cook, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intramolecular+Dimers%3A+A+New+Strategy+to+Fluorescence+Quenching+in+Dual-Labeled+Oligonucleotide+Probes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Chem.+Soc%22%5BJournal%5D)">Intramolecular Dimers: A New Strategy to Fluorescence Quenching in Dual-Labeled Oligonucleotide Probes.</a> J. Am. Chem. Soc. 124, 6950-6956 (2002).</li>
<li>Barrois, S., Wörner, S., Wagenknecht, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Role+of+Duplex+Stability+for+Wavelength-Shifting+Fluorescent+DNA+Probes%3A+Energy+Transfer+vs+Excition+Interactions+in+DNA+%26%2334%3BTraffic+Lights%26%2334%3B%2C+Photochem%5BTitle%5D)+AND+%22Photobiol.+Sci%22%5BJournal%5D)">The Role of Duplex Stability for Wavelength-Shifting Fluorescent DNA Probes: Energy Transfer vs Excition Interactions in DNA &#34;Traffic Lights&#34;, Photochem.</a> Photobiol. Sci. 13, 1126-1129 (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole montre la procédure complète pour marquer l&#39;ADN post-synthétiquement via CuAAC par des colorants fluorescents azoture modifié. Cela comprend la synthèse des colorants et de l&#39;ADN modifié par alcyne ainsi que la procédure d&#39;étiquetage. La synthèse des colorants en quatre étapes. Tous les produits peuvent être obtenus par une précipitation assez simple en raison de leur charge positive et pas de temps Chromatographie sur colonne est nécessaire. L&#39;introduction des f...

L&#39; imagerie moléculaire représente une technique fondamentale pour la compréhension des processus biologiques dans les cellules vivantes. 1-3 Le développement de sondes fluorescentes d&#39;acides nucléiques sur la base de ces applications chimiques et biologiques est devenu un domaine de recherche en pleine expansion. Ces sondes fluorescentes doivent répondre à quelques exigences pour devenir des outils appropriés pour l&#39;imagerie cellulaire. Tout d&#39; abord, les colorants appliqués doivent présenter une fluorescence avec des rendements quantiques élevés, les changements de grande Stokes et, surtout, de hauts photostabilities pour permettre à long terme dans l&#39; imagerie in vivo. Et deuxièmement, ils doivent montrer une lecture de fluorescence fiable. Conventionnel chromophore-quencher-systèmes sont basés sur la lecture d&#39;une seule couleur de fluorescence par de simples changements dans l&#39; intensité de fluorescence. 4 Cette approche porte le risque de résultats faussement positifs ou faussement négatifs en raison de l&#39; autofluorescence des composants intracellulaires ou faibles rapports signal sur bruit en raison de l&#39;extinction indésirable par d&#39;autres composants. 4 Nous avons récemment rapporté sur le concept de &quot;feux d&#39;ADN&quot; qui montrent deux lectures de couleurs de fluorescence en utilisant deux chromophores différents. 5-6 Le concept est basé sur le transfert d&#39;énergie (ET) à partir du donneur de colorant au colorant accepteur qui modifie la fluorescence couleur (voir Figure 1). Ceci permet une lecture plus fiable et fournit ainsi un outil puissant pour les sondes d&#39;imagerie fluorescentes. L&#39;étiquetage des oligonucléotides avec des colorants fluorescents peut être réalisée par deux méthodes différentes. Des colorants peuvent être incorporés lors de la synthèse chimique d&#39;ADN sur une phase solide en utilisant des blocs de construction des phosphoramidites modifiés en conséquence. 7 Cette méthode est limitée aux colorants qui sont stables dans des conditions de phosphoramidite et de déprotection standard. En variante, les méthodes de modification post-synthèse ont été établies dans la chimie des oligonucléotides. Ici, nous démontrons la synthèse d&#39;un de nos nouvelles photosl&#39; énergie de table paires de transfert 8,9 et l&#39;étiquetage post-synthétique de l&#39; ADN en utilisant le cuivre catalysée 1,3-cycloaddition entre azides et alcynes (CuAAC). 10

<table><tbody><tr><td colspan="4">synthesis</td></tr><tr><td>4-Picoline</td><td>Sigma Aldrich</td><td>239615</td><td></td></tr><tr><td>1,3-Diiodopropane</td><td>Sigma Aldrich</td><td>238414</td><td></td></tr><tr><td>Acétonitrile</td><td>Fisher Scientific</td> 10660131 <td>Acétate</td><td>d’éthyle</td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td>10456870</td><td>qualité technique</td></tr><tr><td>Azoture de sodium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>71290</td><td>qualité p.a.</td></tr><tr><td>Dichlorométhane</td><td>Fisher Scientific</td><td>10626642</td><td>qualité technique</td></tr><tr><td>Indole-3-carboxaldéhyde ; 98 %</td> <td>ABCR</td><td>AB112969</td><td></td></tr><tr><td>carbonate de potassium, 99+ %</td> <td>Acros</td><td>424081000</td><td></td></tr><tr><td>diméthylcarbonate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>517127</td><td></td></tr><tr><td>N-Diméthylformamide, 99,8 %, Extra Dry sur tamis moléculaire</td><td>Acros</td><td>348435000</td><td></td></tr><tr><td>Sulfate de sodium</td><td>Bernd Kraft</td><td>12623.46</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol, 99,5 %</td> <td>Acros</td><td>397690010</td><td></td></tr><tr><td>pipéridine, 99 %</td> <td>Acros</td><td>147181000</td><td></td></tr><tr><td>Diéthyléther</td><td>Fisher Scientific</td><td>10407830</td><td></td></tr><tr><td>2-Phénylindole-3-carboxaldéhyde</td> de qualité technique ; 97 %<td>ABCR</td><td>AB125050</td><td></td></tr><tr><td>4-méthylquinoléine</td><td>ABCR</td><td>AB117222</td><td></td></tr><tr><td colspan="4"><synthèse de l’ADN>fort</td></tr><tr><td>Expedite 8909 Synthétiseur d’acides nucléiques</td><td>Applied Biosystems</td><td>&nbsp ;-</td><td></td></tr><tr><td>DMT-dA(bz) Phosphoramidite</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A111081</td><td></td></tr><tr><td>DMT-dT Phosphoramidite</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td>T111081</tr><tr><td>DMT-dG(dmf) Phosphoramidite</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G11508</td><td></td></tr><tr><td>DMT-dC(bz) Phosphoramidite</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C11108</td><td></td></tr><tr><td>Diluant amidite pour la synthèse</td><td>de l’ADN Sigma Aldrich</td><td>L010010</td><td></td></tr><tr><td>Acétonitrile ultrapur pour la synthèse</td><td>de l’ADN Sigma Aldrich</td><td>L010400</td><td></td></tr><tr><td>Cap A</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L840000</td><td></td></tr><tr><td>Cap B</td><td>Sigma Aldrich</td><td>L850000</td><td></td></tr><tr><td>CPG dT Colonne 1.0&nbsp ; et micro ; mole</td><td>Proligo Reagents</td><td>T461010</td><td></td></tr><tr><td>CPG dA(bz) Colonne 1.0&nbsp ; et micro ; mole</td><td>Proligo Reagents</td><td>A461010</td><td></td></tr><tr><td>CPG dG(ib) Colonne 1.0&nbsp ; et micro ; mole</td><td>Proligo Reagents</td><td>G461010</td><td></td></tr><tr><td>CPG dC(bz) Colonne 1.0&nbsp ; et micro ; mole</td><td>Proligo Réactifs</td><td>C461010</td><td></td></tr><tr><td>ammoniac (solution aqueuse)&nbsp ;</td><td>Fluka Analytical</td><td>318612</td><td></td></tr><tr><td>dispositifs centrifuges nanosep 0,45&nbsp ; et micro ; m</td><td>Pall</td><td>ODGHPC34</td><td></td></tr><tr><td>5-(Benzylthio)-1H-tétrazole (Activateur)</td><td>Sigma Aldrich</td><td>75666</td><td></td></tr><tr><td>2'-O-propargyl deoxyuridinephosphoramidite</td><td>Chem Genes</td><td>ANP-7754</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">workup</td></tr><tr><td>vacuum concentrator</td><td>Christ</td><td></td><td></td></tr><tr><td>clicking procedure </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tétrakis(acétonitrile)cuivre(I) hexafluorophosphate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>346276</td><td></td></tr><tr><td>Acétate de sodium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S2889</td><td></td></tr><tr><td>(+)-L-ascorbate de sodium</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7631</td><td></td></tr><tr><td>EDTA Sel disodique</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E5134</td><td></td></tr><tr><td>TBTA-ligand</td><td>&nbsp ;-</td><td>&nbsp ;-</td><td>synthétisé selon une procédure littérale1<</td></tr><tr>td colspan="4">HPLC</td></tr><tr><td>HPLC-system</td><td>Shimadzu</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MALDI-Biflex-IV spectrometer</td><td>Bruker Daltonics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>LC-318 C18 colonne</td><td>Supelcosil via Sigma Aldrich</td><td>58368</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">détermination de la concentration</ Spectrophotomètre strong></td></tr><tr><td>ND 1000</td><td>nanodrop</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">préparation d’échantillons et spectroscopie</td></tr><tr><td>Cary 100 Bio</td><td>Varian</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluoromax-3 fluorimeter</td><td>Jobin-Yvon</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">1 R. Chan Timothy, R. Hilgraf, K. B. Sharpless, V. Fokin Valery, Org Lett 2004, 6, 2853-2855.</td></tr></tbody></table>

synthèse de la longueur d&#39;onde de décalage d&#39;adn à l&#39;aide de sondes d&#39;hybridation cyanine photostable

Synthesis of Wavelength-shifting DNA Hybridization Probes by Using Photostable Cyanine Dyes

Dans ce protocole, nous démontrons une méthode pour la synthèse de 2&#39;-alcyne modifié acide désoxyribonucléique (ADN) brins par synthèse en phase solide automatisée en utilisant la chimie phosphoramidite standard. Les oligonucléotides sont post-synthétiquement marqués par deux nouveaux colorants de cyanine photostable en utilisant le cuivre catalysée par un clic-chimie. La synthèse du donneur et accepteur de colorant est décrit et est réalisée en trois étapes consécutives. Avec l&#39;ADN que l&#39;architecture environnante, ces deux colorants sont soumis à un transfert d&#39;énergie quand ils sont amenés en étroite proximité par hybridation. Par conséquent, le recuit des deux brins d&#39;ADN simple brin est visualisée par un changement de couleur de la fluorescence. Ce changement de couleur est caractérisé par spectroscopie de fluorescence, mais peut aussi être directement observée à l&#39;aide d&#39;un rayonnement ultraviolet de poche (UV), la lampe. Le concept d&#39;une double lecture de la couleur de fluorescence rend ces sondes d&#39;oligonucléotides d&#39;excellents outils pour l&#39;imagerie moléculaire en particulier lorsque le pho décrittostable colorants sont utilisés. De ce fait, le photoblanchiment des sondes d&#39;imagerie est empêchée, et les processus biologiques peuvent être observées en temps réel pendant une période de temps plus longue.

Absorption et spectres de fluorescence de l&#39;ADN simple et double brin sont enregistrés comme le montre la figure 4. Les spectres d&#39;absorption enregistrés (figure 4 à droite) montrent maxima d&#39; absorption λ max à 465 nm pour ADN1 simple brin (colorant 1) et 546 nm pour ADN2 simple brin (colorant 2). Le DNA1_2 recuite (colorant 1 &amp; colorant 2) montre des maxima à la fo...

Des colorants cyanines photostables sont fixés à des oligonucléotides pour surveiller l’hybridation par transfert d’énergie.

Synthèse de la longueur d&#39;onde de décalage d&#39;ADN à l&#39;aide de sondes d&#39;hybridation cyanine photostable

In this protocol, we demonstrate a method for the synthesis of 2&#39;-alkyne modified deoxyribonucleic acid (DNA) strands by automated solid phase ...

L'objectif général de cette expérience est de visualiser le transfert d'énergie entre une chaîne d'ADN modifiée par un colorant et une autre. Cette méthode peut contribuer à répondre à des questions clés dans le domaine de la biologie moléculaire, telles que l'interférence ARN, en surveillant en temps réel le traitement et l'intégrité des ARNsi dans des cellules vivantes.Le principal avantage de cette technique réside dans la facilité de surveillance de la propagation de la fluorescence et du changement de couleur, ce qui fournit un résultat clair. Ainsi, les résultats faussement positifs sont éliminés. Pour commencer cette procédure, ajoutez les réactifs appropriés, comme indiqué dans le protocole, à un ballon de 20 millilitres à fond rond, muni d’un barreau d’agitation magnétique et d’un réfrigérant à reflux.Ensuite, ajoutez 0,06 mL de pipéridine. Chauffez le mélange réactionnel à 80 degrés Celsius pendant quatre heures. Une fois la réaction refroidie à température ambiante, recueillez le précipité obtenu par filtration.Et laver avec de l'éther diéthylique trois fois. Ensuite, ajouter cent millilitres d'éther diéthylique au surnageant. Et recueillir le précipité obtenu par filtration.Après avoir lavé trois fois avec de l'éther diéthylique, combiner le précipité avec le solide isolé provenant de la première filtration. À l'aide de l'ordinateur relié à un synthétiseur d'ADN, saisir la séquence d'ADN souhaitée et la méthode de couplage. Suivre les instructions du protocole du fabricant.Ensuite, fixez la colonne contenant le verre à écoulement contrôlé, qui est modifié par un micro-mole de la première face, sur le synthétiseur. Démarrez maintenant la synthèse sur le synthétiseur d'ADN. Après le traitement des brins d'ADN, ajoutez les réactifs appropriés, comme indiqué dans le protocole écrit, au groupe alcyne diéthylé présent dans l'échantillon d'ADN modifié.Incuber l'échantillon à 60 degrés Celsius pendant une heure et demie. Ensuite, transférer l'échantillon dans un tube de 10 millilitres. Après refroidissement à température ambiante, ajouter 150 microlitres d'une solution à 0,05 molaire de sel disodique de l'EDTA et 450 microlitres d'une solution d'acétate de sodium à 0,3 molaire à l'échantillon d'ADN.Ensuite, ajoutez 10 millilitres d'éthanol à l'échantillon. Incubez à moins 32 degrés Celsius pendant 16 heures. Puis, centrifugez l'échantillon pendant 15 minutes à mille fois g. Une fois terminé, retirez le surnageant.Lavez le culot d'ADN obtenu avec deux millilitres d'éthanol glacé à 80 %. Ensuite, séchez le culot sous pression réduite à l'aide d'un lyophilisateur. Purifiez le culot d'ADN brut par HP LC. Surveillez l'analyse en vérifiant à 260 nanomètres et à 459 nanomètres pour le colorant un.Ou 542 nanomètres pour le colorant deux. Collecter les fractions qui montrent une absorption dans les deux canaux de longueur d'onde. Pour les mesures de spectroscopie d'absorption de brins simples, enregistrer une mesure témoin contenant uniquement du chlorure de sodium à 200 millimolaire et un tampon phosphate de sodium à 50 millimolaire.Ensuite, transférez la solution d'ADN1 préparée précédemment dans une cuvette en verre de quartz d'un centimètre. Enregistrez l'absorption. Déterminez ensuite la valeur maximale de l'absorption du colorant.Pour les mesures de spectroscopie fluorescente en simple brin, enregistrer une mesure témoin contenant uniquement du chlorure de sodium à 200 millimolaire et du phosphate de sodium à 50 millimolaire, en utilisant la longueur d'onde d'excitation du colorant un. Ensuite, placer la cuvette contenant la solution ADN1 dans le spectromètre. Enregistrer le spectre de fluorescence.Pour effectuer la mesure par spectroscopie fluorescente de la double chaîne, placez la cuvette contenant la solution d'ADN1 et d'ADN2 en double chaîne dans le spectromètre. Ensuite, enregistrez le spectre de fluorescence en utilisant la longueur d'onde d'excitation du colorant un. Pour mieux comprendre ce que montrent les spectres enregistrés, irradiez les cuvettes avec une lampe UV portative.Observer le changement de couleur de fluorescence entre l'ADN simple brin et double brin. Les spectres d'absorption enregistrés présentent des maxima à 465 nanomètres pour l'ADN1 simple brin et à 546 nanomètres pour l'ADN2 simple brin. Le double brin recuit formé par l'ADN1 et l'ADN2 montre des maxima à 469 et 567 nanomètres.Les deux maxima d'absorption présentent un déplacement bathochrome. Et les plus petits changements spectroscopiques résultent d'interactions excitoniques entre les colorants au sein de l'architecture de l'ADN en double hélice. Les spectres de fluorescence correspondants présentent un maximum à 537 nanomètres pour l'ADN simple brin1.À 607 nanomètres pour l'ADN simple brin2. Et à 615 nanomètres pour l'ADN double brin formé par hybridation des ADN1 et ADN2. L'ADN double brin constitué d'ADN1 et d'ADN2 présente uniquement le maximum d'émission du colorant deux, bien que le colorant un soit excité de manière sélective, ce qui démontre un transfert d'énergie efficace du colorant un vers le colorant deux.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment modifier post-synthétiquement de l'ADN à l'aide de quelques réactions catalytiques entre un brin d'ADN marqué par un alcyne et un composé A.

synthesis-wavelength-shifting-dna-hybridization-probes-using

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Cette vidéo est une démonstration technique du protocole d'hybridation pour l'ensemble du génome de carrelage CGH array chemin, qui scanne l'ensemble du génome humain en utilisant seulement 25 à 100 ng d'ADN qui peuvent être isolées à partir de diverses sources, y compris les archives du matériel fixé au formol.

Démonstration technique de l&#39;hybridation tableau Whole Genome génomique comparative

Nous présentons une intégration novatrice et puissante de la nanophotonique (QD-FRET) et de la microfluidique pour étudier la formation des polyplexes polyélectrolyte, qui est censé fournir un meilleur contrôle et une synthèse des polyplexes uniforme et personnalisables pour base d'acide nucléiques thérapeutiques futures.

Combinant QD-FRET et la microfluidique pour surveiller Nanocomplex ADN auto-assemblage en temps réel

Procédé pour l'analyse quantitative de la réplication du chromosome de synchronisation est décrit. La méthode utilise l'incorporation de BrdU en combinaison avec...

Timing chromosome Réplication Combiné avec fluorescent<em&gt; In situ</em&gt; Hybridation

La vidéo présente une méthode d’évaluation des forces réceptrices appliquées par les cellules immunitaires à l’aide de nanoparticules d’or ancrées au polyéthylène glycol et de sondes de tension en épingle à cheveux d’ADN. Les interactions des lymphocytes T CD8-positifs déclenchent le dépliage de la sonde, émettant une fluorescence tandis que les brins verrouillables maintiennent le signal pour quantifier les forces appliquées par les cellules immunitaires.

Utilisation de sondes de tension basées sur l’ADN pour évaluer les forces des récepteurs appliquées par les cellules immunitaires

Nous décrivons un protocole robuste et polyvalent pour l'analyse de l'architecture nucléaire par FISH d'ADN 3D à l'aide de sondes fluorescentes directement marqués.

Robuste FISH 3D DNA Utilisation des sondes directement marquées

Ici, nous présentons une méthode simple pour effectuer une hybridation in situ de l’ADN en fluorescence (DNA ISH) pour visualiser des séquences hétérochromatiques répétitives sur des chromosomes montés sur lame. La méthode nécessite un minimum de réactifs et elle est polyvalente pour une utilisation avec des sondes courtes ou longues, différents tissus et la détection avec des signaux basés sur la fluorescence ou non.

Méthode simple pour l&#39;ADN fluorescence<em&gt; In Situ</em&gt; Hybridation des chromosomes écrasé

Nous décrivons ici un protocole optimisé de électrophorétiques Assays Mobility Shift fluorescentes (FEMSA) en utilisant SOX-2 protéines purifiées avec infrarouges fluorescentes sondes d'ADN marquées par un colorant comme une étude de cas pour aborder une question biologique importante.

Un protocole optimisé pour la mobilité électrophorétique Maj Assay utilisant Oligonucleotides infrarouge Fluorescent Dye marqués

Nous présentons ici un protocole pour utiliser thiazole orange pour la détection de l’ADN dans les expériences d’électrophorèse de gel. L’utilisation d’orange thiazole permet d’éliminer le bromure d’éthidium, et la détection par fluorescence peut être réalisée avec UV ou lumière bleue.

Électrophorèse d’ADN à l’aide de Thiazole Orange au lieu de bromure d’éthidium ou autres colorants

Ce protocole décrit une application de l’hybridation in situ de fluorescence monomolécule (smFISH) pour mesurer la cinétique in vivo de la synthèse et de la dégradation de l’ARNm.

Sonder la cinétique de l’ARNm dans l’espace et le temps à Escherichia coli à l’aide de l’hybridation de fluorescence in situ à deux couleurs

Cet article décrit un protocole détaillé pour l’utilisation de sondes de tension basées sur l’ADN pour imager les forces réceptrices appliquées par les cellules immunitaires. Cette approche permet de cartographier les forces du récepteur &gt;4,7pN en temps réel et d’intégrer les forces au fil du temps.

Sondes de tension de l’ADN pour cartographier les forces transitoires du récepteur Piconewton par les cellules immunitaires

Ce protocole décrit la conception de sondes d’hybridation fractionnée utilisant l’aptamère lumineux fluorescent DAP-10-42 comme rapporteur de signal et leur application pour la détection des acides nucléiques et la différenciation entre les cibles avec des substitutions de nucléotides uniques.

Sonde d’hybridation fendue utilisant un aptamère lumineux fluorescent d’ADN comme rapporteur de signal pour l’analyse d’acides nucléiques spécifiques à une séquence

Apprenez la synthèse d'ADN modifié avec des sondes cyanine photostables pour visualiser le transfert d'énergie par changement de couleur. Cette méthode permet l'imagerie moléculaire en temps réel.

Synthèse de la longueur d'onde de décalage d'ADN à l'aide de sondes d'hybridation cyanine photostable

Explorer plus de vidéos