Name: Implantation et enregistrement de Wireless Électrorétinogramme et potentiel évoqué visuel chez des rats conscients (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-29T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 22 s
Description: Apprenez l'implantation chirurgicale de sondes de télémétrie sans fil pour mesurer l'électrorétinogramme et le potentiel évoqué visuel chez des rats conscients. Cette méthode permet l'enregistrement simultané de la rétine et du cortex visuel sans anesthésie.

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JC tient à remercier le David Hay Memorial Fund, l’Université de Melbourne, pour son soutien financier dans la rédaction de ce manuscrit. Le financement de ce projet a été fourni par une subvention de liaison de l’ARC 100200129 (BVB, AJV, CTON).

Éthique déclaration: Les expérimentations animales ont été menées en conformité avec le Code australien pour le soin et l&#39; utilisation des animaux à des fins scientifiques (2013). approbation éthique des animaux a été obtenue auprès du Comité d&#39;éthique animale, Université de Melbourne. Les matériaux sont ici pour des expériences de laboratoire, et non destinés à un usage médical ou vétérinaire. 1. Electrodes Préparation Remarque: un émetteur à trois canaux est utilisé pour l&#39;implantation chirurgicale qui permet à deux ERG et l&#39;enregistrement d&#39;une VEP être réalisée simultanément. Les trois actifs et trois électrodes inactives doivent être pré-façonné en forme d&#39;anneau avant l&#39;implantation afin d&#39;attacher à l&#39;œil. Pour des fins d&#39;identification, le fabricant a fermé électrodes actives dans la moitié blanche, gaines en plastique demi de couleur tandis que les électrodes inactives sont couverts dans des gaines colorées pleines. L&#39;électrode de masse (gaine en plastique transparent) est laissée inchangée. Pour tous électr actifs et inactifsconduite odes étapes 1.1, 1.2, 1.3 et 1.7. <ol><li> Défaites la double électrode en acier inoxydable brin avec deux pinces à pointe fines. </li><li> Coupez l&#39;un des brins d&#39;acier inoxydable (environ 1 cm de la pointe), laissant un seul brin plus droite reste à façonner l&#39;électrode annulaire. </li><li> Pliez le seul brin d&#39;acier inoxydable sur lui-même et la torsion, formant un anneau lisse à la pointe de l&#39;électrode. </li><li> Pour l&#39;ERG électrodes actives mode cette boucle ~ 0,2 - 0,5 mm de diamètre par torsion de la base de la boucle (aux fins décrites ici, la forme de deux électrodes actives dans cette façon d&#39;enregistrer ERG des deux yeux), et pour l&#39;ERG inactif et électrodes VEP font le diamètre de la boucle ~ 0,8 mm de diamètre (dans cet exemple, le faire pour une électrode de VEP active et les trois électrodes inactives). </li><li> Accrocher la VEP électrode circulaire actif autour d&#39;une vis en acier inoxydable (diamètre 0,7 mm, longueur 3 mm) pour l&#39;électrode repose contre la tête de vis. </li><li> Hook les 3 électrodes inactives (2 ERG, 1 VEP) autour d&#39;une seconde vis en acier inoxydable (diamètre 0,7 mm, longueur 3 mm). </li><li> Tirez le manchon en plastique vers l&#39;avant sur les extrémités pointues du brin deux en acier inoxydable pour réduire l&#39;irritation. </li><li> Stériliser les émetteurs de télémesure par trempage dans glutaraldéhyde à 2% pendant plus de 10 heures à environ 25 ° C. Ensuite, rincez l&#39;émetteur avec une solution saline stérile 3 fois. </li></ol> 2. Transmetteur Implantation <ol><li> Préparation des animaux <ol><li> Désinfecter la zone chirurgicale avant l&#39;expérimentation par nettoyage à l&#39;éthanol 70%. Autoclave tout le matériel chirurgical avant l&#39;utilisation et l&#39;entretien du matériel de chlorhexidine lorsqu&#39;ils ne sont pas en cours d&#39;utilisation lors de la chirurgie. Couvrir l&#39;animal avec un drap chirurgical pendant une intervention chirurgicale afin de maintenir un environnement stérile. Vérifiez que tous les expérimentateurs portent des masques chirurgicaux, des gants et des blouses stériles. </li><li> Induire une anesthésie avec 1,5 à 2% d&#39;isoflurane, à un taux de 3 L / min et débit entretenir cetnis à 1,5 à 2% à 2 L / min tout au long de la chirurgie. Confirmer une profondeur suffisante de l&#39;anesthésie par l&#39;absence d&#39;un réflexe de la pédale lors de pincer le muscle entre les orteils. </li><li> Rasez 40 mm Surface x 30 mm sur l&#39;abdomen au-dessus de l&#39;aine au sternum. </li><li> Rasez 30 mm Surface x 20 mm sur le front, postérieure aux yeux et antérieure aux oreilles. </li><li> Désinfecter les deux zones rasées. Pour la zone de front désinfecter avec 10% de povidone-iode à trois reprises (éviter l&#39;utilisation d&#39;antiseptiques à base d&#39;alcool pour la zone près de l&#39;œil, étant compatible avec la norme de pratique établie par l&#39;Association des technologues chirurgicaux). Sur l&#39;abdomen désinfecter avec 10% de polyvidone iodée et 70% d&#39;éthanol. </li><li> Appliquer 1 goutte de proximétacaïne à la cornée pour l&#39;anesthésie topique supplémentaire. </li><li> Appliquer 1 goutte de carboxyméthylcellulose sodique à la cornée pour éviter le dessèchement des yeux. </li></ol></li><li> L&#39; implantation chirurgicale <ol><li> Faire une incision de 10 mmsur la tête le long de la ligne médiane verticale entre les oreilles avec un scalpel chirurgical. </li><li> Faire une incision de 5 mm sur l&#39;abdomen à travers la couche de peau le long de la ligne médiane au-dessous du sternum. </li><li> Tunnel à 5 ​​mm de diamètre canule sous-cutanée de l&#39;incision abdominale à l&#39;incision de la tête. </li><li> Passer les fils d&#39;électrodes (3 actifs et inactifs) 3 de l&#39;émetteur à travers la canule de l&#39;abdomen à la tête. </li><li> Laisser l&#39;électrode de référence à la base de l&#39;émetteur et couvrir la pointe de l&#39;électrode avec de la gaze aseptique. </li><li> Couvrir les pointes d&#39;électrodes (3 actifs et inactifs) 3 avec de la gaze aseptique. </li><li> Fixer la tête du rat à une plate-forme stéréotaxique. </li><li> Prolongez l&#39;incision de front à 30mm de longueur avec des ciseaux chirurgicaux. </li><li> Exposer zone chirurgicale en rétractant la peau lâche avec 2 sutures (3 - 0) à ~ 3 et 9 heures. </li><li> Grattez le périoste recouvrant le crâne à l&#39;aide de gaze stérilisée pour exposer Bregma, lambda et midline sutures. </li&gt; <li> Percez deux trous dans le crâne à la VEP active (7 mm ventral bregma 3 mm en dehors de la ligne médiane) et inactive (5 mm rostrale à bregma sur la ligne médiane) coordonnées stéréotaxiques. </li><li> Fixer VEP électrodes actives et inactives avec des vis pré-joint en acier inoxydable (diamètre 0,7 mm, longueur 3 mm) au crâne avec un petit tournevis à ~ 1 mm de profondeur dans les trous préformés. Cette ancre la vis à l&#39;os sans endommager le tissu cortical sous-jacent. </li><li> Pour implanter les électrodes actives ERG utilisent un 8-0 suture de se rétracter temporairement la paupière supérieure. </li><li> Insérez un 16 à 21 G canule sous-cutanée derrière l&#39;oeil à travers le fornix conjonctival supérieur. </li><li> Retirez l&#39;aiguille de guidage. </li><li> Nourrissez l&#39;électrode active à travers le cathéter en plastique raccourci du front vers l&#39;oeil. Ensuite, retirer le cathéter en plastique. </li><li> Utiliser un fil de suture temporaire (8-0), qui est enfilée à travers la boucle d&#39;électrode, afin d&#39;empêcher les electrode de se rétracter de nouveau dans le tunnel. </li><li> Faire une incision de 0,5 mm sur la conjonctive supérieure à 12 heures, de 1 mm en arrière du limbe. Utilisez dissection pour exposer la sclérotique sous-jacent. </li><li> Implanter un 8 - 0 suture immédiatement derrière le limbe à la moitié de l&#39;épaisseur scléral - 0 ou 9. </li><li> Retirer suture temporaire ERG électrode active. </li><li> Ancrer l&#39;électrode active ERG à la demi-scléral épaisseur suture en liant 3 noeuds consécutifs assurant la pointe de l&#39;électrode est situé à proximité du limbe. </li><li> Fermez le volet conjonctival en utilisant 1 à 2 sutures interrompues (8 - 0 à 9 - 0). Assurez-vous que la conjonctive recouvre complètement l&#39;électrode ERG pour améliorer le confort. </li><li> Retirer la paupière rétracter suture. </li><li> Répétez la procédure pour l&#39;oeil controlatéral. </li><li> Appliquer le gel de cyanoacrylate sur le crâne pour sécuriser toutes les vis en acier inoxydable et les fils d&#39;électrodes. Assurer les électrodes actives ERG ne sont pas tirés trop serré avant de fixer à enmouvements oculaires capables. </li><li> Fermez la blessure à la tête au moyen d&#39;un non-absorbable 3-0 suture. </li><li> Tournez rongeur pour exposer la zone abdominale. Allonger dermique incision abdominale à 40 mm le long de la ligne blanche avec des ciseaux chirurgicaux. </li><li> Faire une incision de 35 mm à travers la paroi du muscle interne pour exposer la cavité abdominale intérieure. </li><li> L&#39;utilisation de deux sutures (3 - 0) fixer le corps de l&#39;émetteur à droite paroi abdominale interne de l&#39;animal. Éviter tout contact avec le foie. </li><li> Boucle l&#39;électrode de masse et de sécurité dans cette forme avec une suture (3 - 0). Placez-le flottant librement dans la cavité abdominale. </li><li> Fermez le péritoine en utilisant une suture continue (3 - 0). </li><li> Fermer l&#39;incision de la peau en utilisant des sutures interrompues (3 - 0). </li></ol></li><li> Les soins post-opératoires <ol><li> Surveiller l&#39;animal jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. Maison de l&#39;animal seul après la chirurgie. </li><li> Administrer carprOfen sous-cutanée pour l&#39;analgésie (5 mg / kg) une fois par jour pendant 4 jours. </li><li> Ajouter des antibiotiques oraux prophylactiques (Enrofloxin, 5 mg / kg) à l&#39;eau potable pendant 7 jours après la chirurgie. </li><li> Appliquer une pommade anti-inflammatoire à des sites d&#39;incision de la peau pour réduire l&#39;irritation pour les 7 premiers jours après la chirurgie. </li></ol></li></ol> 3. Conduite ERG et VEP Recordings chez des rats conscients <ol><li> adapter foncé animaux pendant 12 heures avant l&#39;ERG et VEP enregistrements </li><li> Effectuer toutes les manipulations expérimentales sous éclairage faible rouge (17,4 cd.m -2, λ max = 600 nm) </li><li> Appliquer une anesthésie topique (0,5% de proximétacaïne) et dilatant (0,5% tropicamide) tombe à la cornée. </li><li> Guide du rongeur conscient en fait sur mesure, restrainer claire. Remarque: La longueur de ce tube en matière plastique peut être ajustée pour s&#39;adapter à des rats de tailles différentes avec le diamètre global fixé à 60 mm. L&#39;extrémité avant de l&#39;appareil est effilée pour réduire au minimum la tête moDépla et contient des perforations pour permettre une respiration normale. Ce front conique permet un alignement et la stabilisation de la tête et les yeux du rat à l&#39;ouverture de la sphère de Ganzfeld. A noter que le rongeur a été acclimatés au dispositif de retenue (3 à 5 fois) avant l&#39;intervention chirurgicale. </li><li> Placer le rongeur en face de la cuvette Ganzfeld avec les yeux alignés avec l&#39;ouverture de la cuvette. </li><li> Allumez l&#39;émetteur inhabitation en passant un aimant au sein de ~ 5 cm de l&#39;émetteur. Vérifiez que l&#39;émetteur est en vérifiant le voyant d&#39;état LED sur la base du récepteur. </li><li> Recueillir des signaux sur une gamme d&#39;énergies lumineuses (ie, -5,6 à 1,52 log cd.sm -2) comme décrit précédemment 21. En bref, plusieurs signaux moyenne aux niveaux de gradateur de lumière (~ 80 répétitions) et moins aux énergies plus lumineux lumineuses (~ 1 répétition). Peu à peu, d&#39;allonger l&#39;intervalle de 1 à 180 secondes interstimulus de dimmest au niveau de lumière la plus brillante. </li><li> Pour isoler la tige ERGet les réponses du cône utilisent un paradigme double flash 8. Par exemple, lancer deux flashs à 1,52 log cd.sm -2 avec un intervalle msec 500 inter-stimulus entre les deux. </li><li> Pour enregistrer des signaux VEP, moyenne 20 répétitions aux énergies plus lumineux lumineux (ie, 1,52 log cd.sm -2, 5 sec d&#39; intervalle inter-stimulus). </li><li> Pour évaluer la stabilité des implants, qui est évaluée par le signal de la variabilité dans le temps, conduire ERG et VEP enregistrements 7, 10, 14, 21 et 28 jours après la chirurgie. </li><li> Après la période expérimentale, les rats euthanasie par injection intracardiaque de pentobarbiturate (1,5 ml / kg) après la kétamine: anesthésie xylazine (12: 1 mg / kg). </li></ol>

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RG et RF sont des employés du bailleur de fonds commercial de cette recherche (Pfizer Neusentis et Pfizer Global Research). MI était un employé de Pfizer Global Research pendant cette recherche et est actuellement un employé de Proteostasis Therapeutics (Cambridge, États-Unis).

En raison de la nature très peu invasive de l&#39;électrophysiologie visuelle, et VEP enregistrements d&#39;ERG chez des patients humains sont effectuées dans des conditions conscientes et ne nécessitent l&#39;utilisation d&#39;anesthésiques topiques pour le positionnement des électrodes. En revanche, électrophysiologie visuelle dans des modèles animaux est classiquement réalisée sous anesthésie générale pour permettre le placement des électrodes stables en éliminant les mouvements oculaires volontaires et le corps. Cep...

L&#39;ERG et VEP sont peu invasive dans des outils in vivo pour évaluer l&#39;intégrité des voies rétiniennes et visuelles respectivement en laboratoire et en clinique. Le plein champ ERG donne une forme d&#39; onde caractéristique qui peut être décomposé en différentes composantes, chaque élément représentant différentes classes de cellules de la voie 1,2 rétinienne. Le classique-plein champ ERG forme d&#39; onde est constitué d&#39;une pente initiale négative (a-ondes), qui a été montré pour représenter photorécepteur activité post exposition à la lumière 2-4. L&#39;une onde est suivie par une forme d&#39; onde positif substantiel (b-ondes) qui reflète l&#39; activité électrique de la rétine centrale, principalement les cellules ON-bipolaires 5-7. En outre, on peut faire varier l&#39; énergie lumineuse et inter-impulsion-intervalle pour isoler cône à partir des réponses de la tige 8. Le flash VEP représente des potentiels électriques de la tige du cortex et du cerveau visuel en réponse à une stimulation lumineuse de la rétine9,10. Cette forme d&#39; onde peut être décomposé en composants précoces et tardifs, avec le composant début reflétant l&#39; activité des neurones de la voie rétino-geniculo-striée 11-13 et la fin du composant représentant le traitement cortical effectué dans diverses strates V1 chez le rat 11,13. Par conséquent la mesure simultanée de l&#39;ERG et VEP renvoie l&#39;évaluation complète des structures impliquées dans la voie visuelle. À l&#39;heure actuelle, afin d&#39;enregistrer l&#39;électrophysiologie chez l&#39;animal, l&#39;anesthésie est utilisé pour permettre le placement stable d&#39;électrodes. Il y a eu des tentatives pour mesurer ERG et VEP chez des rats conscients 14-16 , mais ces études employé une installation filaire, ce qui peut être lourd et peut conduire à un stress des animaux en restreignant le mouvement des animaux et le comportement naturel 17. Avec les récents progrès dans la technologie sans fil, y compris l&#39;amélioration de la miniaturisation et de la vie de la batterie, il est maintenant possible de mettre en œuvre une approche de télémétrie pour ERG und &#39;enregistrement de VEP, ce qui diminue le stress associé à des enregistrements filaires et l&#39;amélioration de la viabilité à long terme. Entièrement intériorisées stables implantations de sondes télémétriques ont prouvé leur efficacité pour la surveillance chronique de la température, de la pression artérielle 18, l&#39; activité 19 ainsi que l&#39; électroencéphalographie 20. Ces avancées technologiques contribueront également à la répétabilité et la stabilité des enregistrements conscients, ce qui augmente l&#39;utilité de la plate-forme pour les études chroniques.

<table><tbody><tr><td>Bioamplificateur</td><td>ADInstruments</td><td>ML 135</td><td>Amplifie les signaux ERG et VEP</td></tr><tr><td>Carboxyméthylcellulose sodique 1,0 %</td><td>Allergan</td><td>CAS 0009000-11-7</td><td>Maintien de l’hydratation de la cornée pendant l’opération</td></tr><tr><td>Carprofène 0,5 %</td><td>Pfizer Animal Health Group</td><td>CAS 53716-49-7</td><td>Analgésie post-opératoire, administrée avec une solution saline injectable pour le réapprovisionnement en liquide</td></tr><tr><td>Chlorhexadine 0,5 %</td><td>Orion Laboratories</td><td>27411, 80085</td><td>Désinfection de l’instrument chirurgical</td></tr><tr><td>Activateur de gel de cyanoacrylate</td><td>RS components</td><td>473-439</td><td>Sèche rapidement le gel de cyanoacrylate</td></tr><tr><td>Gel de cyanocrylate&nbsp ;</td><td>Composants RS</td><td>473-423</td><td>Fixer les vis en acier inoxydable au crâne</td></tr><tr><td>Fraise dentaire</td><td>Storz Instruments, Bausch et Lomb</td><td>E0824A</td><td>Tête de forage miniature de ~ 0,7 mm de diamètre pour faire un petit trou dans le crâne sur chaque hémisphère pour implanter des vis VEP</td></tr><tr><td>Perceuse</td><td>Bosch</td><td>Dremel série 300</td><td>Perceuse automatique pour la trépanation</td></tr><tr><td>Enrofloxin</td><td>Troy Laboratories</td><td></td><td>Poste antibiotique prophylactique sphère d’intégration Surgey</td></tr><tr><td>Ganzfeld</td><td>Photometric Solutions International</td><td></td><td>Stimulateur de lumière conçu sur mesure : 36 mm de diamètre, 13 cm d’ouverture</td></tr><tr><td>Écouvillons de gaze</td><td>Multigate Medical Products Pty Ltd</td><td>57-100B</td><td>Séche l’incision chirurgicale et la surface du crâne exposée pendant la chirurgie</td></tr><tr><td>Isoflurane 99,9 %</td><td>Abbott Australasia Pty Ltd</td><td>CAS 26675-46-7</td><td>Nom exclusif : Isoflo(TM) Anathésique par inhalation. Anesthésique par inhalation de qualité pharmaceutique mélangé à de l’oxygène gazeux pour la chirurgie d’implant d’électrodes VEP</td></tr><tr><td>Pommade Kenacomb</td><td>Aspen Pharma Pty Ltd</td><td></td><td>Pour réduire l’irritation de la peau et les démangeaisons après la chirurgie</td></tr><tr><td>Luxeon LEDs</td><td>Phillips Lighting Co.</td><td></td><td>Pour la stimulation lumineuse, vingt LED de 5 W et une LED de 1 W, contrôlées par le logiciel Scope</td></tr><tr><td>Aiguille (macrochirurgie)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501959</td><td>pour la suture de l’abdomen et de la tête, utilisé avec une suture 3 - 0, une aiguille à œil, un bord de coupe 5/16 cercle Taille 1, 15 mm</td></tr><tr><td>Porte-aiguille (macrochirurgie)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500224</td><td>Pour tenir l’aiguille pendant la chirurgie</td></tr> <tr><td>abdominale et de la têtePorte-aiguille (microchirurgie)</td><td>World Precision Instruments</td><td>555419NT</td><td>Pour tenir l’aiguille pendant la chirurgie oculaire</td></tr><tr><td>Cathéter Optiva</td><td>Smiths Medical International LTD</td><td>16 ou 21 G</td><td>Guide les électrodes cornéennes actives du crâne à la conjonctive</td></tr><tr><td>Povidone iodée 10 %</td><td>Sanofi-Aventis</td><td>CAS 25655-41-8</td><td>Nom propriétaire : Bétadine, Antiseptique pour préparer la peau rasée à la chirurgie 10 %, 500 ml</td></tr><tr><td>Système d’acquisition de données Powerlab</td><td>ADInstruments</td><td>ML 785</td><td>Acquisition du signal à partir d’un émetteur de télémétrie, apparié à un convertisseur de données de télémétrie</td></tr><tr><td>Proxymetacaine 0,5</td> %<td>Alcon Laboratories&nbsp ;</td><td>CAS 5875-06-9</td><td>Analgésie oculaire topique</td></tr><tr><td>Cutom de contention</td><td>fabriqué</td><td></td><td>L’avant du dispositif de contention est effilé pour minimiser les mouvements de la tête, la longueur peut être ajustée pour s’adapter à différentes longueurs de rat, le diamètre total est de 60 mm.</td></tr><tr><td>Lame Scapel</td><td>R.G. Medical Supplies</td><td>SNSM0206</td><td>Pour l’incision chirurgicale</td></tr><tr><td>Ciseaux (macrochirurgie)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501225</td><td>pour couper les tissus sur le corps et le front</td></tr><tr><td>Ciseaux (microchirurgie)</td><td>World Precision Instruments</td><td>501232</td><td>Pour disséquer la conjonctive pour la fixation d’électrodes</td></tr><tr><td>Logiciel de lunette</td><td>ADInstruments</td><td>version 3.7.6</td><td>Déclenche simultanément le stimulus via le système ADI Powerlab et collecte des données</td></tr><tr><td>Shaver</td><td>Oster</td><td>Golden A5</td><td>Shave fur des zones chirurgicales</td></tr><tr><td>Vis en acier inoxydable&nbsp ;</td><td>MicroFasteners</td><td>L001.003CS304</td><td>Diamètre de l’arbre de 0,7 mm, longueur de 3 mm&nbsp ;</td></tr><tr><td>Cadre stéréotaxique</td><td>David Kopf</td><td>Modèle 900</td><td>Un instrument stéréotaxique pour petits animaux pour localiser les repères d’implantation sur le crâne</td></tr><tr><td>Champ chirurgical</td><td>Vital Medical Supplies</td><td>GM29-612EE</td><td>Assurer un environnement stérile pendant la chirurgie</td></tr><tr><td>Suture (macrochirurgie)</td><td>Aiguilles médicales Ninbo</td><td>3-0</td><td>pour la suture de l’abdomen et de la tête, soie stérile tressée, 60 cm</td></tr><tr><td>Aiguille de suture ( microchirurgie)</td><td>Aiguilles médicales Ninbo</td><td>8-0 ou 9-0</td><td>pour la chirurgie oculaire comprenant, électrode de suture à la sclérotique et à la fermeture de la plaie conjonctivale, suture en nylon, cercle 3/8 1 & fois 5, convertisseur</td></tr> de <tr><td>données de télémétrie 30 cm&nbsp ;</td><td>DataSciences International</td><td>R08</td><td>permet au signal de télémétrie de s’interfacer avec un logiciel de collecte de données</td></tr><tr><td>Matrice d’échange de données de télémétrie</td><td>DataSciences International</td><td></td><td>Collecte les données des émetteurs, appariement avec le récepteur</td></tr><tr><td>Récepteur de données de télémétrie</td><td>DataSciences</td><td>International RPC-1</td><td>Reçoit les données de télémétrie de l’émetteur</td></tr><tr><td>Émetteur de télémétrie</td><td>DataSciences Émetteur de</td> télémétrie international <td>F50-EEE</td><td>3 canaux</td></tr><tr><td>Tropicamide 0,5 %</td><td>Laboratoires Alcon</td><td></td><td>Pince</td></tr> à <tr><td>épiler (macrochirurgie)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500092</td><td>Manipuler les tissus lors d’une chirurgie abdominale et cérébrale</td></tr><tr><td>Pince à épiler (microchirurgie)</td><td>World Precision Instruments</td><td>500342</td><td>Manipuler des tissus lors d’une chirurgie oculaire</td></tr></tbody></table>

implantation et enregistrement de wireless Électrorétinogramme et potentiel évoqué visuel chez des rats conscients

Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats

L&#39;électrorétinogramme-plein champ (ERG) et potentiel évoqué visuel (VEP) sont des outils utiles pour évaluer la rétine et de l&#39;intégrité de la voie visuelle dans les deux paramètres cliniques et de laboratoire. Actuellement, les mesures ERG et VEP précliniques sont effectués avec l&#39;anesthésie pour assurer des placements d&#39;électrodes stables. Cependant, la présence de l&#39;anesthésie a été montré pour contaminer les réponses physiologiques normales. Pour surmonter ces facteurs confusionnels d&#39;anesthésie, nous développons une nouvelle plate-forme pour tester ERG et VEP chez des rats conscients. Les électrodes sont implantés chirurgicalement sous-conjonctivale sur l&#39;oeil pour analyser l&#39;ERG et épidurale sur le cortex visuel pour mesurer la VEP. Une gamme d&#39;amplitude et de sensibilité / paramètres de synchronisation sont analysés à la fois l&#39;ERG et VEP à accroître les énergies lumineuses. Les signaux ERG et VEP sont présentés pour être stable et reproductible pendant au moins 4 semaines après l&#39;implantation chirurgicale. Cette capacité à enregistrer des signaux ERG et VEP sans anesthésie déconcerte dans les s précliniquesise devrait fournir une traduction de qualité supérieure à des données cliniques.

La réponse du photorécepteur est analysée en ajustant une gaussienne retardée du bord d&#39; attaque de la branche descendante initiale de la réponse ERG aux 2 derniers énergies lumineuses (1,20, 1,52 log csm -2) pour chaque animal, basé sur le modèle de Lamb et Pugh 22, formulé par Hood et Birch 23. Cette formule renvoie une amplitude et d&#39; un paramètre de sensibilité (figure 1C et 1D, respectivement). Une fonction h...

Nous montrons les procédures d&#39;implantation et d&#39;enregistrement chirurgicales pour mesurer des signaux électrophysiologiques visuels de l&#39;oeil (électrorétinogramme) et le cerveau (visuel potentiel évoqué) chez des rats conscients, ce qui est plus analogue à la condition humaine où les enregistrements sont effectués sans anesthésie confond.

Implantation et enregistrement de Wireless Électrorétinogramme et potentiel évoqué visuel chez des rats conscients

The full-field electroretinogram (ERG) and visual evoked potential (VEP) are useful tools to assess retinal and visual pathway integrity in both ...

L'objectif général de cette procédure est de mesurer les signaux ERG et VEP conscients après l'implantation chirurgicale de sondes de télémétrie sans fil. Cette technique peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine des neurosciences, telles que le comportement des neurones en l'absence d'anesthésie générale, tant en conditions saines que dans un état pathologique. Le principal avantage de cette technique est qu'elle permet l'enregistrement simultané de l'électrophysiologie de la rétine et du cortex visuel chez l'animal conscient.Pour commencer cette procédure, préparez les électrodes sous un microscope. Pour ce faire, défaites le brin double d'une électrode en acier inoxydable à l'aide de deux pinces à pointes fines. Coupez l'un des brins en acier inoxydable à environ un centimètre de l'extrémité, laissant un seul brin plus long et droit pour former l'électrode annulaire.Ensuite, repliez la seule brin en acier inoxydable sur lui-même et torsadez-le pour former un anneau lisse à l'extrémité de l'électrode. Façonnez ensuite une électrode active pour l'ERG en torsadant la base de la boucle afin de former un cercle dont le diamètre est compris entre 0,2 et 0,5 millimètre

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Cette vidéo montre la préparation d’un modèle de rat pour étudier la santé de la rétine et l’intégrité des voies visuelles. Le potentiel évoqué visuel, la référence d’électrorétinographie et les électrodes actives sont connectées au rat, puis alignées sur la plate-forme avec le rat devant le bol de Ganzfeld pour un éclairage rétinien uniforme et fermées la cage de Faraday pour éviter les interférences externes.

Préparation d’un modèle de rat pour évaluer l’intégrité de la voie visuelle à l’aide d’une configuration électrophysiologique

Cette vidéo montre la procédure détaillée de préparation d’un rat anesthésié pour les enregistrements électrophysiologiques de l’activité cérébrale à partir de plusieurs sites. Le cuir chevelu est disséqué pour accéder au crâne, et des trous sont percés à des endroits précis pour installer et fixer les électrodes. Des électrodes à microfils de tungstène sont ensuite insérées à l’endroit ciblé pour enregistrer les données.

Enregistrements électrophysiologiques in vivo d’activités cérébrales provenant de plusieurs sites chez le rat

La vidéo montre une procédure d’implantation d’une unité d’électrode multicanal bidirectionnelle sans fil dans le cerveau d’un rat pour enregistrer et stimuler des réseaux neuronaux multicanaux.

Implantation d’un système de microélectrodes bidirectionnelles sans fil dans le cerveau d’un rat

Cette vidéo montre le processus de mesure des potentiels évoqués visuels ou VEP chez un rat anesthésié adapté à l'obscurité avec des électrodes crâniennes préimplantées, qui enregistrent les signaux électriques du cortex visuel du cerveau en réponse à des stimuli lumineux.

Enregistrement de potentiels évoqués visuels via les électrodes du crâne dans un modèle de rat

Cette vidéo montre la méthode d’implantation d’un système d’électrodes sur la tête chez un rat anesthésié pour la détection des crises en temps réel. La procédure comprend la mise en place d’électrodes de stimulation et d’enregistrement, leur fixation avec du ciment dentaire et leur connexion à un amplificateur monté sur la tête.

Implantation d’un système d’électrode sur la tête dans un modèle de rat pour la détection en temps réel des crises

Cette vidéo montre comment enregistrer l’électrorétinogramme (ERG) et le potentiel évoqué visuel (VEP) chez un rat conscient. Le rat, avec des électrodes implantées chirurgicalement, est d’abord adapté à l’obscurité. Après avoir appliqué des gouttes dilatantes, l’animal est placé dans une contention et positionné dans un bol Ganzfeld. Les signaux ERG et VEP sont ensuite enregistrés.

Enregistrement d’un électrorétinogramme et d’un potentiel évoqué visuel chez un rat

La vidéo montre l’enregistrement de signaux d’électroencéphalogramme (EEG) de ratons induits par des convulsions. Prenez un chiot se déplaçant librement implanté avec des électrodes connectées à un système d’acquisition de données. Une neurotoxine est administrée pour induire des crises d’épilepsie, et l’activité électrique qui en résulte est surveillée à l’aide du signal EEG.

Enregistrement des crises induites par électroencéphalographie chez des petits rats se déplaçant librement

Ce protocole décrit la mesure simultanée de l’électrorétinogramme et des potentiels évoqués visuels chez des rats anesthésiés.

Enregistrement simultané de Électrorétinographie et potentiels évoqués visuels chez des rats anesthésiés

Un réseau sans fil, système bidirectionnel pour les neurones enregistrements multicanaux et la stimulation en comportement librement des rats est introduit. Le système est léger et compact, ayant ainsi un impact minimal sur le répertoire comportemental du animal´s. En outre, ce système bidirectionnel fournit un outil sophistiqué afin d’évaluer les relations causales entre les modèles d’activation de cerveau et le comportement.

Un réseau sans fil, Interface bidirectionnelle pour In Vivo d’enregistrement et la Stimulation de l’activité neuronale en comportement librement des Rats

Ici, nous présentons un implant unique, imprimable en 3D, pour les rats, nommé TD Drive, capable d’enregistrements symétriques et bilatéraux de fils-électrodes, actuellement dans jusqu’à dix zones cérébrales distribuées simultanément.

Le TD Drive : un implant paramétrique open-source pour les enregistrements électrophysiologiques multi-zones chez les rats en comportement et endormis

Apprenez l'implantation chirurgicale de sondes de télémétrie sans fil pour mesurer l'électrorétinogramme et le potentiel évoqué visuel chez des rats conscients. Cette méthode permet l'enregistrement simultané de la rétine et du cortex visuel sans anesthésie.

Implantation et enregistrement de Wireless Électrorétinogramme et potentiel évoqué visuel chez des rats conscients

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