Name: Insect-machine à système hybride: Radio Control à distance dun scarabée volant librement ( Mercynorrhina torquata) (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-02T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 17 s
Description: Découvrez la construction d'un système hybride insecte-machine pour la stimulation électrique sans fil des muscles de vol chez Mercynorrhina torquata. Cette méthode permet d'étudier la fonction musculaire et la dynamique de vol.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ce matériel est basé sur les travaux soutenus par Nanyang Assistant Professorship (NAP, M4080740), l’Agency for Science, Technology and Research Funding (A*STAR) Public Sector Research Funding (PSF, M4070190), A*STAR-JST (The Japan Science and Technology Agency) joint grant (M4070198) et le ministère de l’Éducation de Singapour (MOE2013-T2-2-049). Les auteurs tiennent à remercier M. Roger Tan Kay Chia, le professeur Low Kin Huat, M. Poon Kee Chun, M. Chew Hock See, M. Lam Kim Kheong et le Dr Mao Shixin de l’École de MAE pour leur soutien dans la mise en place et l’entretien des installations de recherche. Les auteurs remercient le Prof. Michel Maharbiz (U.C. Berkeley) pour ses conseils et sa discussion, le Prof. Kris Pister et son groupe (U.C. Berkeley) pour leur soutien dans la fourniture du GINA utilisé dans cette étude.

1. Étude des animaux <ol><li> individuels arrière coléoptères torquata Mecynorrhina (6 cm, 8 g) dans des récipients en plastique séparés avec une literie de granulés de bois. </li><li> Nourrir chaque beetle une tasse de gelée de sucre (12 ml) tous les 3 jours. </li><li> Maintenir la température et l&#39;humidité de la pièce d&#39;élevage à 25 ° C et 60% respectivement. </li><li> Testez la capacité de vol de chaque dendroctone avant l&#39;implantation des électrodes minces de fil. <ol><li> jeter doucement un scarabée dans l&#39;air. Si le dendroctone peut voler pendant plus de 10 secondes pendant 5 essais consécutifs, conclure que le dendroctone a des capacités de vol réguliers et l&#39;employer pour des expériences de vol ultérieures. Pour reprendre le dendroctone, éteindre toutes les lumières dans la salle pour faire sombre. Cela provoque le dendroctone de mettre fin à un vol. Note: Un coléoptère commence spontanément à s&#39;envoler lorsqu&#39;il est libéré dans l&#39;air. Il est préférable de conduire les expériences de vol dans une grande chambre fermée tel que celui représenté sur la figure 1 (16 x 8 x 4 m <sup&gt; 3 avec un espace de capture de mouvement de 12,5 x 8 x 4 m 3), un scarabée volant se déplace très rapidement (environ 3-5 m / s) et dessine de grands arcs en tournant dans l&#39;air. </li></ol></li></ol> 2. Electrode Implantation <ol><li> Anesthésier le coléoptère en le plaçant dans un récipient en plastique rempli avec du CO 2 pendant 1 min 13,16,20-24. </li><li> Ramollir la cire dentaire en le plongeant dans l&#39;eau chaude pendant 10 secondes. Placez le dendroctone anesthésié sur un bloc de bois et l&#39;immobiliser avec la cire dentaire ramolli. La cire dentaire refroidit naturellement et se solidifie en quelques minutes. </li><li> Couper les fils d&#39;argent isolés (127 um de diamètre nu, 178 um de diamètre lorsqu&#39;il est revêtu d&#39;perfluoroalkoxy) en longueurs de 25 mm à utiliser comme électrodes minces de fil pour l&#39;implantation. </li><li> Expose 3 mm d&#39;argent nu par flambage l&#39;isolant aux deux extrémités de chaque fil. </li><li> Disséquer la surface supérieure de la cuticule de l&#39;insecte à l&#39;aide d&#39;un ciseau à pointe fine pour créer un smaFenêtre ll d&#39;environ 4 x 4 mm sur la metepisternum (figure 2c). Note: Un cuticule de couleur brune douce est ensuite exposée, comme le montrent les figures 2c - e. Le muscle 3AX est situé sous la cuticule molle. </li><li> Percer deux trous sur la cuticule brune exposée à l&#39; aide d&#39; une broche d&#39; insecte (taille 00) avec une distance de 2 mm entre les deux trous (figure 2d). </li><li> Insérer deux fils-électrodes (dont une électrode active et une retour préparée à l&#39;étape 2.4) avec précaution à travers les trous et les implanter dans chaque muscle 3AX à une profondeur de 3 mm. </li><li> Fixer les électrodes implantées et les maintenir en place pour éviter le contact et les courts-circuits en laissant tomber la cire fondue sur les trous. Si nécessaire, la refusion de la cire sur la cuticule en touchant la cire d&#39;abeille avec la pointe d&#39;un fer à souder chaud. La cire se solidifie rapidement et renforce l&#39;implantation. Remarque: Pour vérifier si l&#39;implantation est correcte, les élytres de la betteraveLe peut être soulevé pour observer le mouvement du muscle 3AX lors de la stimulation électrique. </li></ol> 3. Assemblée Sac à dos sans fil Note: Le sac à dos est composée d&#39;un microcontrôleur intégré radio sur une couche Carte FR-4 4 (1,6 x 1,6 cm 2). Le sac à dos a été tirée par une microbatterie lithium-polymère (3,7 V, 350 mg, 10 mAh). La masse totale du sac à dos, y compris la batterie était de 1,2 ± 0,26 g, ce qui est inférieur à la capacité de charge utile du coléoptère (30% de 10 g de poids corporel). Le sac à dos est pré-programmé pour recevoir les communications sans fil et a deux canaux de sortie. <ol><li> Nettoyer la surface du pronotum (enlever la couche de cire sur la cuticule) en utilisant un adhésif double face. Ensuite, fixez le sac à dos sur le pronotum du dendroctone avec un morceau de ruban adhésif double face. </li><li> Relier les extrémités des électrodes implantées aux sorties du sac à dos. </li><li> Envelopper de ruban rétroréfléchissant autour de la microbatterie pour produire un marqueur for caméras de capture de mouvement pour détecter. </li><li> Fixer la microbatterie au sommet du sac à dos avec un morceau de ruban adhésif double face de telle sorte que la bande rétro-réfléchissante peut être détectée par des caméras de capture de mouvement. </li></ol> 4. Wireless Control System Remarque: Dans ce cas, le système de commande sans fil à long terme comprend un récepteur pour la télécommande, un ordinateur portable pour exécuter le logiciel de contrôle de vol personnalisé, une station de base, le sac à dos, et le système de capture de mouvement. <ol><li> Connectez la station de base et le récepteur de la télécommande à l&#39;ordinateur portable via les ports USB. </li><li> Allumez le système de capture de mouvement et le connecter à l&#39;ordinateur portable via un port Ethernet. </li><li> Effectuer le calibrage de volume en agitant la baguette d&#39;étalonnage (fourni par la société du fournisseur du système de capture de mouvement) pour couvrir entièrement l&#39;espace de capture de mouvement. <ol><li> Ouvrez le logiciel de capture de mouvement à partir du bureau de l&#39;ordinateur portable. Cliquez et drag pour sélectionner toutes les caméras dans le menu «Système» du panneau «Ressources». </li><li> Cliquez sur le menu &quot;Perspective 3D&quot; et sélectionnez &quot;Caméra&quot; pour changer la vue de la caméra. Cliquez sur l&#39;onglet &quot;Caméra&quot; sur le panneau &quot;Outils&quot; pour afficher la configuration de l&#39;étalonnage. Cliquez sur &quot;Démarrer&quot; dans le menu &quot;Créer caméra Masques&quot; pour éliminer le bruit des caméras, puis «Stop» après le bruit est masqué en bleu. </li><li> Cliquez et sélectionnez &quot;5 Marker Wand &amp; L-Frame&quot; dans le menu &quot;Wand&quot; et le menu &quot;L-Frame&quot; dans l&#39;onglet &quot;Caméra&quot;. Réglez le &quot;Count Wand&quot; à 2500, cliquez sur &quot;Démarrer&quot; dans le menu &quot;Caméras Étalonner&quot; et agiter la baguette d&#39;étalonnage à travers l&#39;ensemble de l&#39;espace de capture de mouvement. Le processus d&#39;étalonnage arrête lorsque le nombre de baguette atteint 2.500. </li><li> Répétez le processus d&#39;étalonnage en cas d&#39;erreur d&#39;image (en bas de l&#39;onglet &quot;Caméra&quot; du panneau &quot;Tools&quot;) est supérieur à 0,3 fou tout autre appareil. Après la calibration, mettre la baguette sur le sol au milieu de l&#39;espace de capture de mouvement et cliquez sur &quot;Démarrer&quot; dans le menu &quot;Réglage d&#39;origine du volume» pour définir l&#39;origine de l&#39;espace de capture de mouvement. </li></ol></li><li> Vérifiez la couverture du système de capture de mouvement à l&#39;aide d&#39;un mannequin d&#39;essai pour enregistrer la trajectoire d&#39;un marqueur agité par un utilisateur dans l&#39;espace de capture de mouvement et de confirmer si le marqueur est détecté et suivi. Si le marqueur est souvent perdu lors de la détection, répéter le calibrage de volume jusqu&#39;à ce que le test dummy réussit. <ol><li> Cliquez sur l&#39;onglet &quot;Capture&quot; sur le panneau &quot;Outils&quot; puis &quot;Démarrer&quot; sur le menu &quot;Capture&quot; avant agitant le marqueur d&#39;échantillon à travers l&#39;ensemble de l&#39;espace de capture de mouvement pour enregistrer sa trajectoire. </li><li> Après l&#39;enregistrement, cliquez sur &quot;Exécute le pipeline Reconstruire&quot; pour reconstruire les positions du marqueur et vérifier la qualité de l&#39;enregistrement. </li></ol></li><li> Connecter les bornes de la microbatterie (attaché au sac à dos à l&#39;étape 3.4) pour les broches d&#39;alimentation du sac à dos. </li><li> Test de la communication sans fil entre l&#39;ordinateur portable et le sac à dos en utilisant le logiciel de contrôle de vol personnalisé. Cliquez sur la commande &quot;Démarrer&quot; sur le logiciel et vérifier l&#39;état de connexion affichée. </li></ol> Expérience 5. Free Flight <ol><li> Effectuer l&#39;expérience de vol libre dans une arène de vol mesurant 16 x 8 x 4 m 3. </li><li> Saisissez les paramètres appropriés au logiciel de commande de vol (tension, largeur d&#39;impulsion, la fréquence et la durée de stimulation). Remarque: Pour la démonstration, nous avons fixé la tension à 3 V, la largeur d&#39;impulsion de 3 ms et la durée de stimulation à 1 seconde et varier la fréquence de 60-100 Hz. <ol><li> Sur l&#39;écran du logiciel, type 3 pour 3 V dans la boîte &quot;tension&quot;, 1000 pour 1000 msec dans la &quot;Durée Stimulation&quot; boîte, 3 pour 3 ms dans la boîte &quot;Pulse Width&quot;, et une fréquence souhaitée en Hz dans le &quot; Fréquence &quot;boîte on la fenêtre de commande. </li></ol></li><li> Relâchez le dendroctone du sac à dos monté dans l&#39;air ce qui lui permet de voler librement dans l&#39;arène de vol. déclencher manuellement la stimulation lorsque le dendroctone pénètre dans l&#39;espace de capture de mouvement. Appuyez sur le bouton approprié de commande (gauche ou droite) de la télécommande pour stimuler le muscle cible sur le côté gauche ou à droite du scarabée. Remarque: Une fois que le bouton est enfoncé, le logiciel de commande de vol en cours d&#39;exécution sur l&#39;ordinateur portable génère la commande et l&#39;envoie au sac à dos. Le sac à dos délivre alors le stimulus électrique au muscle d&#39;intérêt (sur le côté gauche ou à droite). </li><li> Observer la réaction du dendroctone en temps réel lors de la stimulation et de reconstruire les données en utilisant un logiciel graphique 3D. <ol><li> Sélectionnez l&#39;un des essais enregistrés dans la liste de données de la fenêtre &quot;Beetle d&#39;affichage&quot; et cliquez sur &quot;Exporter Panda&quot; pour copier les données de ce procès dans le dossier d&#39;analyse et de lancer le module graphique 3D. </li><li> Appuyez sur &quot;N&quot; surle clavier pour combiner le signal de stimulus à la trajectoire enregistrée. Appuyez sur I pour montrer la trajectoire du dendroctone avec les périodes de stimulation mis en évidence. </li></ol></li></ol>

<ol><li>Kutsch, W., Schwarz, G., Fischer, H., Kautz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+Transmission+of+Muscle+Potentials+During+Free+Flight+of+a+Locust%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Wireless Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of a Locust.</a> J. Exp. Biol. 185 (1), 367-373 (1993).</li>
<li>Fischer, H., Kautz, H., Kutsch, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Radiotelemetric+2-Channel+Unit+for+Transmission+of+Muscle+Potentials+During+Free+Flight+of+the+Desert+Locust%2C+Schistocerca+Gregaria%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A Radiotelemetric 2-Channel Unit for Transmission of Muscle Potentials During Free Flight of the Desert Locust, Schistocerca Gregaria.</a> J. Neurosci. Methods. 64 (1), 39-45 (1996).</li>
<li>Ando, N., Shimoyama, I., Kanzaki, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Dual-Channel+FM+Transmitter+for+Acquisition+of+Flight+Muscle+Activities+from+the+Freely+Flying+Hawkmoth%2C+Agrius+Convolvuli%5BTitle%5D)+AND+%22+J.+Neurosci.+Methods%22%5BJournal%5D)">A Dual-Channel FM Transmitter for Acquisition of Flight Muscle Activities from the Freely Flying Hawkmoth, Agrius Convolvuli.</a> J. Neurosci. Methods. 115 (2), 181-187 (2002).</li>
<li>Sanchez, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Locomotion+control+of+hybrid+cockroach+robots%5BTitle%5D)+AND+%22J.+R.+Soc.+Interface%22%5BJournal%5D)">Locomotion control of hybrid cockroach robots.</a> J. R. Soc. Interface. 12 (105), (2015).</li>
<li>Sato, H., et al. A cyborg beetle: insect flight control through an implantable, tetherless microsystem. IEEE 21st International Conference on Micro Electro Mechanical Systems, , 164-167 (2008).</li>
<li>Bozkurt, A., Gilmour, R. F., Lal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Balloon-Assisted+Flight+of+Radio-Controlled+Insect+Biobots%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Biomed.+Eng%22%5BJournal%5D)">Balloon-Assisted Flight of Radio-Controlled Insect Biobots.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 56 (9), 2304-2307 (2009).</li>
<li>Sato, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remote+Radio+Control+of+Insect+Flight%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Remote Radio Control of Insect Flight.</a> Front. Neurosci. 3, (2009).</li>
<li>Daly, D. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Pulsed+UWB+Receiver+SoC+for+Insect+Motion+Control%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+J.+Solid-State+Circuits%22%5BJournal%5D)">A Pulsed UWB Receiver SoC for Insect Motion Control.</a> IEEE J. Solid-State Circuits. 45 (1), 153-166 (2010).</li>
<li>Maharbiz, M. M., Sato, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyborg+Beetles%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Am%22%5BJournal%5D)">Cyborg Beetles.</a> Sci. Am. 303 (6), 94-99 (2010).</li>
<li>Tsang, W. M., et al. Remote control of a cyborg moth using carbon nanotube-enhanced flexible neuroprosthetic probe. 2010 IEEE 23rd International Conference on Micro Electro Mechanical Systems (MEMS), , 39-42 (2010).</li>
<li>Hinterwirth, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+Stimulation+of+Antennal+Muscles+in+Freely+Flying+Hawkmoths+Leads+to+Flight+Path+Changes%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+ONE%22%5BJournal%5D)">Wireless Stimulation of Antennal Muscles in Freely Flying Hawkmoths Leads to Flight Path Changes.</a> PloS ONE. 7 (12), (2012).</li>
<li>Whitmire, E., Latif, T., Bozkurt, A. Kinect-based system for automated control of terrestrial insect biobots. Engineering in Medicine and Biology Society (EMBC), 2013 35th Annual International Conference of the IEEE, , 1470-1473 (2013).</li>
<li>Sato, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deciphering+the+Role+of+a+Coleopteran+Steering+Muscle+via+Free+Flight+Stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Deciphering the Role of a Coleopteran Steering Muscle via Free Flight Stimulation.</a> Curr. Biol. 25 (6), 798-803 (2015).</li>
<li>Erickson, J. C., Herrera, M., Bustamante, M., Shingiro, A., Bowen, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+Stimulus+Parameters+for+Directed+Locomotion+in+Madagascar+Hissing+Cockroach+Biobot%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Effective Stimulus Parameters for Directed Locomotion in Madagascar Hissing Cockroach Biobot.</a> PLoS ONE. 10 (8), e0134348(2015).</li>
<li>Zhaolin, Y., et al. A preliminary study of motion control patterns for biorobotic spiders. Control & Automation (ICCA), 11th IEEE International Conference, , 128-132 (2014).</li>
<li>Feng, C., Chao, Z., Hao Yu, C., Sato, H. Insect-machine hybrid robot: Insect walking control by sequential electrical stimulation of leg muscles. Robotics and Automation (ICRA), 2015 IEEE International Conference, , 4576-4582 (2015).</li>
<li>Cao, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Biological+Micro+Actuator%3A+Graded+and+Closed-Loop+Control+of+Insect+Leg+Motion+by+Electrical+Stimulation+of+Muscles%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">A Biological Micro Actuator: Graded and Closed-Loop Control of Insect Leg Motion by Electrical Stimulation of Muscles.</a> PLoS ONE. 9 (8), e105389(2014).</li>
<li>Zhao, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuromechanism+Study+of+Insect-Machine+Interface%3A+Flight+Control+by+Neural+Electrical+Stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Neuromechanism Study of Insect-Machine Interface: Flight Control by Neural Electrical Stimulation.</a> PLoS ONE. 9 (11), e113012(2014).</li>
<li>Tsang, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flexible+Split-Ring+Electrode+for+Insect+Flight+Biasing+Using+Multisite+Neural+Stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans.+Biomed.+Eng%22%5BJournal%5D)">Flexible Split-Ring Electrode for Insect Flight Biasing Using Multisite Neural Stimulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 57 (7), 1757-1764 (2010).</li>
<li>Barron, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthetising+Drosophila+for+behavioural+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Anaesthetising Drosophila for behavioural studies.</a> J. Insect Physiol. 46 (4), 439-442 (2000).</li>
<li>Cooper, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia%2C+Analgesia%2C+and+Euthanasia+of+Invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Anesthesia, Analgesia, and Euthanasia of Invertebrates.</a> ILAR Journal. 52 (2), 196-204 (2011).</li>
<li>Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMiller%2C+TA+%22Insect+neurophysiological+techniques%22">Insect neurophysiological techniques</a>. , Springer Science & Business Media. (2012).</li>
<li>Leary, S., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLeary%2C+S+%22AVMA+guidelines+for+the+euthanasia+of+animals%22">AVMA guidelines for the euthanasia of animals</a>. , (2013).</li>
<li>Heath, B., West, G., Heard, D., Caulkett, N. Mobile Inhalant Anesthesia Techniques. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHeath%2C+B+%22in+Zoo+Animal+and+Wildlife+Immobilization+and+Anesthesia%22">in Zoo Animal and Wildlife Immobilization and Anesthesia</a>. , Blackwell Publishing Ltd. 75-80 (2008).</li>
<li>Mischiati, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Internal+models+direct+dragonfly+interception+steering%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Internal models direct dragonfly interception steering.</a> Nature. 517 (7534), 333-338 (2015).</li>
<li>Kutsch, W., Berger, S., Kautz, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Turning+Manoeuvres+in+Free-Flying+Locusts%3A+Two-Channel+Radio-Telemetric+Transmission+of+Muscle+Activity%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Zoolog.+Part+A+Comp.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Turning Manoeuvres in Free-Flying Locusts: Two-Channel Radio-Telemetric Transmission of Muscle Activity.</a> J. Exp. Zoolog. Part A Comp. Exp. Biol. 299 (2), 139-150 (2003).</li>
<li>Wang, H., Ando, N., Kanzaki, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Active+Control+of+Free+Flight+Manoeuvres+in+a+Hawkmoth%2C+Agrius+Convolvuli%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Active Control of Free Flight Manoeuvres in a Hawkmoth, Agrius Convolvuli.</a> J. Exp. Biol. 211 (3), 423-432 (2008).</li>
<li>Sato, H., Maharbiz, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+developments+in+the+remote+radio+control+of+insect+flight%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Recent developments in the remote radio control of insect flight.</a> Front. Neurosci. 4, (2010).</li>
<li>Tien Van, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flight+behavior+of+the+rhinoceros+beetle+Trypoxylus+dichotomus+during+electrical+nerve+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Bioinsp.+Biomim%22%5BJournal%5D)">Flight behavior of the rhinoceros beetle Trypoxylus dichotomus during electrical nerve stimulation.</a> Bioinsp. Biomim. 7 (3), 036021(2012).</li>
<li>Sane, S. P., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+control+of+flight+force+by+a+flapping+wing%3A+lift+and+drag+production%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">The control of flight force by a flapping wing: lift and drag production.</a> J. Exp. Biol. 204 (15), 2607-2626 (2001).</li>
<li>de Croon, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design%2C+aerodynamics+and+autonomy+of+the+DelFly%5BTitle%5D)+AND+%22Bioinsp.+Biomim%22%5BJournal%5D)">Design, aerodynamics and autonomy of the DelFly.</a> Bioinsp. Biomim. 7 (2), 025003(2012).</li>
<li>Ma, K. Y., Chirarattananon, P., Fuller, S. B., Wood, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+Flight+of+a+Biologically+Inspired%2C+Insect-Scale+Robot%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Controlled Flight of a Biologically Inspired, Insect-Scale Robot.</a> Science. 340 (6132), 603-607 (2013).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’il n’y a pas de conflits d’intérêts.

Le processus d&#39;implantation est importante, car elle affecte la fiabilité de l&#39;expérience. Les électrodes doivent être insérées dans le muscle à une profondeur de 3 mm ou moins en fonction de la taille de l&#39;insecte (en évitant le contact avec les muscles à proximité). Si les électrodes touchent les muscles à proximité, des actions et des comportements moteurs indésirables peuvent se produire en raison de la contraction des muscles voisins. Les deux électrodes doivent être bien alignées pour veiller à ce qu&#...

Un système hybride insecte-machine, souvent appelé insecte cyborg ou biobot, est la fusion d’une plate-forme d’insecte vivant avec un dispositif électronique miniature monté. Le dispositif électronique, qui est commandé sans fil par un utilisateur distant, émet un signal électrique pour stimuler électriquement les sites neuromusculaires de l’insecte via des électrodes métalliques implantées pour induire les actions motrices et les comportements souhaités par l’utilisateur. Dans les premiers stades de ce domaine de recherche, les chercheurs se limitaient à effectuer un enregistrement sans fil de l’action musculaire d’un insecte, à l’aide de simples circuits analogiques composés de composants montés en surface1 à 3. Le développement de la technologie des systèmes sur puce avec fonctionnalité de radiofréquence a permis non seulement l’enregistrement sans fil des signaux neuromusculaires, mais aussi la stimulation électrique des sites neuromusculaires chez les insectes vivants. À l’heure actuelle, un microcontrôleur radio intégré est suffisamment petit pour être monté sur des insectes vivants sans causer d’obstruction à leur locomotion4-13.
Le développement du microcontrôleur radio intégré permet aux chercheurs de déterminer des protocoles de stimulation électrique pour induire les actions motrices souhaitées pour contrôler la locomotion de l’insecte d’intérêt. Sur le terrain, les chercheurs ont démontré le contrôle de la marche en stimulant les sites neuromusculaires des cafards4,12,14, des araignées15 et des coléoptères16,17. Dans l’air, l’initiation et la cessation du vol ont été réalisées à l’aide de différentes méthodes telles que la stimulation des lobes optiques (le grappe neurale massive d’un œil composé) chez les coléoptères7,9 et des sous-régions cérébrales chez les abeilles18, tandis que le contrôle de la rotation a été démontré en stimulant les muscles des antennes et le système nerveux de l’abdomen chez les papillons de nuit11,19 et les muscles de vol des coléoptères7,9,13. Dans la plupart des cas, un microcontrôleur radio intégré a été intégré sur une carte de circuit imprimé conçue sur mesure pour produire un stimulateur sans fil miniature (sac à dos), qui a été monté sur l’insecte d’intérêt. Cela permet d’appliquer une stimulation électrique sans fil à un insecte qui marche librement ou vole. Un tel insecte monté sur microcontrôleur est ce que l’on appelle un système hybride insecte-machine. 
Cette étude décrit les protocoles expérimentaux pour la construction d’un système hybride insecte-machine, dans lequel un coléoptère vivant est utilisé comme plate-forme d’insectes, et donne des instructions sur la façon de faire fonctionner le robot et de tester ses systèmes de contrôle de vol. Le troisième muscle de la sclérite axillaire (3Ax) a été choisi comme muscle d’intérêt pour la stimulation électrique et la démonstration du contrôle de rotation à gauche ou à droite13. Une paire d’électrodes minces en fil d’argent a été implantée dans les muscles 3Ax gauche et droit. De plus, un sac à dos a été monté sur le scarabée vivant. Les autres extrémités du fil-électrode étaient connectées aux broches de sortie du microcontrôleur. Le sac à dos était assez petit pour que le scarabée puisse le porter en vol. Ainsi, cela permet à un expérimentateur de stimuler à distance le muscle d’intérêt d’un insecte en vol libre et d’étudier ses réactions aux stimulations.

<table><tbody><tr><td>Mecynorrhina torquata beetle</td><td>Royaume de Coléoptère Taïwan</td><td></td><td>10 g, 8 cm, la capacité de charge utile est de 30 % de la masse corporelle Approbation de l’importation et de l’utilisation par l’Autorité agroalimentaire et vétérinaire de Singapour (AVA ; Code SH : 01069000, code produit : ALV002).</td></tr><tr><td>Stimulateur dorsal sans fil</td><td>Custom</td><td></td><td>TI CC2431 micocontroler La carte est fabriquée sur mesure sur la base de la carte GINA du Prof. Kris Pister' s. La disposition du tableau GINA peut être trouvée à&nbsp ; &nbsp ; &nbsp ; https://openwsn.atlassian.net/wiki/display/OW/GINA</td></tr><tr><td>télécommande Wii Télécommande</td><td>Nintendo</td><td></td> Bluetooth <td>pour envoyer la commande à l’ordinateur portable de l’opérateur</td></tr><tr><td>BeetleCommander v1.8</td><td>Custom. Groupe Maharbiz à l’UC Berkeley et groupe Sato à NTU</td><td></td><td>Établir la communication sans fil du sac à dos et de l’ordinateur portable de l’opérateur. Configurez les paramètres du stimulus et enregistrez les données de position. Visualisez les données de vol.</td></tr><tr><td>Station de base GINA</td><td>Groupe Kris Pister à UC Berkeley</td><td></td><td>TI MSP430F2618 et AT86RF231</td></tr><tr><td>Système de capture de mouvement</td><td>VICON</td><td>T160</td><td>8 caméras pour une arène de vol de 12,5 m x 8 m x 4 m Système de capture de</td></tr><tr><td>mouvement</td><td>VICON</td><td>T40s</td><td>12 caméras pour une arène de vol de 12,5 x 8 x 4 m</td></tr><tr><td>Micro batterie</td><td>Fullriver</td><td>&nbsp ; 201013HS10C&nbsp ;</td><td>3,7 V, 10 mAh</td></tr><tr><td>Bande rétro-réfléchissante</td><td>Reflexite</td><td>V92-1549-010150</td><td>Bande réfléchissante V92, couleur</td></tr><tr><td>argentée Fil d’argent isolé PFA&nbsp ;</td><td>A-M systems</td><td>786000</td><td>127 & micro ; m nu, 177,8 et micro ; Revêtement m, flamme argentée nue de 3 mm exposée aux extrémités</td></tr><tr><td>SMT Micro Header&nbsp ;</td><td>SAMTEC</td><td>FTSH-110-01-L-DV</td><td>0,3 mm x 6 mm, pliez pour former un curseur de 3 mm de long afin de fixer l’électrode dans l’en-tête du circuit imprimé.</td></tr><tr><td>Cire</td><td></td><td></td><td>d’abeille Fixer les électrodes</td></tr><tr><td>Cire dentaire</td><td>Vertex</td><td></td><td>Immobiliser le coléoptère</td></tr><tr><td>Épingle à insectes</td><td>ROBOZ</td><td>RS-6082-30</td><td>Taille&nbsp ; 00 ; 0.3 mm Diamètre de la tige ; 0.03 mm Largeur de la pointe ; 38 mm Longueur&nbsp ; Faire des trous de guidage d’électrode sur la cuticule</td></tr><tr><td>Pince à épiler DUMONT</td><td></td><td>RS-5015</td><td>Motif #5 ; .05 mm x .01 mm Taille de la pointe ; 110 mm Longueur Ciseaux de dissection et d’implantation</td></tr><tr><td></td><td>ROBOZ</td><td>RS-5620</td><td>Vannas Micro Dissection Ciseaux à ressort ; Droit; Tranchant de 3 mm ; Largeur de pointe de 0,1 mm ; Longueur totale de 3 po. Dissection et implantation</td></tr><tr><td>Fer à souder potable</td><td>DAIYO</td><td>DS241</td><td>Refusion cire</td></tr><tr><td>d’abeille Plaque chauffante&nbsp ;</td><td>CORNING</td><td>PC-400D</td><td>Cire d’abeille fondante et cire dentaire</td></tr><tr><td>Lampe fluorescente</td><td>Philips</td><td>TL5 14W</td><td>Éclairez l’ensemble de l’arène de vol avec 30 panneaux (60 x 60 cm2). Chaque panneau dispose de 3 lampes. 14 W, 549 mm x 17 mm&nbsp ;</td></tr></tbody></table>

insect-machine à système hybride: radio control à distance d&#39;un scarabée volant librement (<em&gt; mercynorrhina torquata</em&gt;)

Insect-machine Hybrid System: Remote Radio Control of a Freely Flying Beetle (Mercynorrhina torquata)

La montée des appareils électroniques numériques de radio-activé a incité l&#39;utilisation de petits enregistreurs et des stimulateurs neuromusculaires sans fil pour étudier le comportement en vol des insectes. Cette technologie permet le développement d&#39;un système hybride insectes machine en utilisant une plate-forme d&#39;insecte vivant décrit dans ce protocole. En outre, ce protocole présente la configuration du système et de vol des procédures expérimentales gratuits pour évaluer la fonction des muscles de vol dans un insecte untethered. Pour la démonstration, nous avons ciblé le troisième muscle axillaire sclérite (3AX) pour contrôler et obtenir tournant à gauche ou à droite d&#39;un scarabée volant. Une électrode de fil d&#39;argent mince a été implanté sur le muscle 3AX de chaque côté du dendroctone. Ceux - ci ont été connectées aux sorties d&#39;un sac à dos sans fil ( à savoir, un stimulateur électrique neuromusculaire) monté sur le pronotum du dendroctone. Le muscle a été stimulé en vol libre en alternant le côté de stimulation (gauche ou droite) ou varier la stimulation fréquence. Le coléoptère se tourna vers le côté ipsilatéral lorsque le muscle a été stimulé et présentait une réponse graduée à une fréquence croissante. Le processus d&#39;implantation et le volume étalonnage de la dimension système de caméra de capture de mouvement 3 doivent être réalisées avec soin pour éviter d&#39;endommager le muscle et perdre la trace du marqueur, respectivement. Cette méthode est très bénéfique pour étudier vol des insectes, car il contribue à révéler les fonctions du vol musculaire d&#39;intérêt en vol libre.

La procédure électrode d&#39;implantation est présentée à la figure 2 électrodes en fil d&#39;argent mince ont été implantés dans le muscle 3AX du dendroctone à travers de petits trous percés sur la cuticule molle sur le muscle (figures 2d - e).. Cette cuticule molle se trouve juste au- dessus du muscle apodema basalar après avoir enlevé la partie antérieure de la metepisternum (figures 2d - c). Les élec...

Ce protocole décrit le processus de construction d’un système hybride insecte-machine et la réalisation d’une stimulation électrique sans fil des muscles de vol nécessaires pour contrôler le mouvement de rotation d’un insecte volant.

Insect-machine à système hybride: Radio Control à distance d&#39;un scarabée volant librement (<em&gt; Mercynorrhina torquata</em&gt;)

The rise of radio-enabled digital electronic devices has prompted the use of small wireless neuromuscular recorders and stimulators for studying in-flight ...

Ce vidéo décrit le processus de construction d'un système hybride insecte-machine permettant la stimulation électrique sans fil des muscles du vol chez un insecte en vol libre. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la recherche sur les insectes, telles que la fonction des muscles du vol chez les insectes. Le principal avantage de cette technique est que nous pouvons étudier l'effet de l'activation d'un muscle du vol spécifique sur le vol de trois insectes différents à l'aide d'un petit stimulateur télécommandé.Grâce à cette méthode, nous approfondissons notre compréhension de la fonction des muscles volants des coléoptères. Elle peut également être appliquée à d'autres insectes ou à d'autres groupes musculaires, tels que ceux de la patte ou de l'antenne. Pour commencer, évaluez la capacité de vol des coléoptères afin d'identifier ceux qui conviennent à l'expérimentation.Sélectionnez un coléoptère et lancez-le doucement en l'air dans une grande pièce fermée. Pour récupérer un coléoptère, assombrissez simplement la pièce, ce qui l'empêchera de continuer à voler. Si le coléoptère vole pendant plus de 10 secondes lors de cinq essais consécutifs, il

insect-machine-hybrid-system-remote-radio-control-freely-flying

Research

Recherche

JoVE Journal

Neuroscience

Neurosciences

Nous présentons une nouvelle procédure chirurgicale pour implanter des électrodes dans Manduca sexta au cours de ses premiers stades métamorphiques. Cette technique permet un couplage mécaniquement stable et électriquement fiable avec le tissu neuromusculaire pour étudier la dynamique de la neurophysiologie du vol. Nous présentons également une nouvelle plate-forme de lévitation magnétique pour l’étude captive du lacet des insectes.

Début d&#39;insertion de technologie métamorphique des insectes Vol surveillance des comportements

Nous avons proposé un système qui utilise des capteurs de pseudo-acoustique non invasives peu coûteuses optiques pour détecter automatiquement et avec précision, compter, et classer les insectes en fonction de leur son volant volant.

Insectes volants Détection et classification des capteurs peu coûteux

Le vol des insectes est influencé par un certain nombre de facteurs et la propension à se disperser est une variable importante pour comprendre l’écologie des insectes et les stratégies de lutte biologique. Nous décrivons la construction et l’utilisation d’un moulin à vol simple, relativement peu coûteux et flexible pour mesurer les paramètres du vol captif chez les insectes.

A Mill vol simple pour l&#39;étude du vol captif chez les insectes

La capacité de localiser une source d'odeur est nécessaire pour la survie des insectes et devrait être applicable aux odeurs de suivi artificiel. Le robot d'insecte contrôlé est entraîné par un silkmoth réel et permet d'évaluer la capacité d'insectes odorante suivi par une plate-forme robotisée.

Robot Insecte contrôlée: Une plate-forme de robot mobile pour évaluer la capacité Odor-suivi d&#39;un insecte

Ici, nous présentons des protocoles d'élevage un coléoptère intermédiaire germe, Dermestes maculatus (D. maculatus) dans le laboratoire. Nous partageons également des protocoles pour l'embryon et des parents ARNi et méthodes pour l'analyse des phénotypes embryonnaires pour étudier la fonction des gènes de cette espèce.

L'élevage et d'ARN double brin médiée Gene Knockdown dans le Hide Beetle, Dermestes maculatus

Nous développé un moulin à faible coût et petit vol, construits avec des éléments couramment disponibles et facilement utilisés dans l’expérimentation. En utilisant cet appareil, nous avons mesuré la capacité de vol d’une scarabée ambrosia, Platypus quercivorus.

Mesurer la capacité de vol de l’insecte Ambrosia, Platypus Quercivorus (Murayama), utilisant un Low-Cost et petit moulin de vol construit facilement

Mesure des patrons d’émergence insectes requiert de la précision. Les systèmes existants sont seulement semi-automatique et l’échantillon de taille est limitée. Nous avons abordé ces questions en créant un système à l’aide de microcontrôleurs de mesurer avec précision le moment de l’émergence d’un grand nombre d’insectes émergents.

Un système précis et autonome pour la détection des patrons d’émergence insectes

Les usines de vol sont des outils importants pour comparer comment l'âge, le sexe, l'état d'accouplement, la température ou divers autres facteurs peuvent influencer le comportement de vold'uninsecte. Ici, nous décrivons les protocoles d'attache et de mesurer la propension de vol et la performance du ver racine de maïs occidental sous différents traitements.

Utilisation de flight Mills pour mesurer la propension et la performance du ver de racine de maïs occidental, Diabrotica virgifera virgifera (LeConte)

Nous fournissons un protocole détaillé pour l’élevage, la microinjection des œufs et pour l’accouplement efficace du firebrat Thermobia domestica pour générer et maintenir des souches mutantes après l’édition du génome.

Microinjection d’oeufs et accouplement efficace pour l’édition du génome dans le Firebrat Thermobia domestica

Ce protocole utilise des imprimantes tridimensionnelles (3D) et des découpeuses laser trouvées dans les makerspaces afin de créer une conception de fraise de vol plus flexible. En utilisant cette technologie, les chercheurs peuvent réduire les coûts, améliorer la flexibilité de la conception et générer des travaux reproductibles lors de la construction de leurs usines de vol pour les études de vol d’insectes attachés.

Construction d’un moulin de vol amélioré pour l’étude du vol d’insectes attachés

Cette étude introduit des protocoles expérimentaux pour un drone bio-hybride de détection d’odeurs basé sur des antennes silkmoth. Le fonctionnement d’un dispositif expérimental d’électroanténogramme avec des antennes silkmoth est présenté, en plus de la structure d’un drone bio-hybride conçu pour la localisation des sources d’odeurs à l’aide de l’algorithme spiral-surge.

Drone bio-hybride de détection d’odeurs basé sur l’électroantennographie utilisant des antennes Silkmoth pour la localisation des sources d’odeurs

Découvrez la construction d'un système hybride insecte-machine pour la stimulation électrique sans fil des muscles de vol chez Mercynorrhina torquata. Cette méthode permet d'étudier la fonction musculaire et la dynamique de vol.

Insect-machine à système hybride: Radio Control à distance d'un scarabée volant librement (

Explorer plus de vidéos