Name: Mesure In vitro Activité ATPase pour Enzymatic Caractérisation (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 38 s
Description: Apprenez à quantifier l'activité ATPase in vitro de protéines purifiées pour leur caractérisation enzymatique. Cette méthode simple et sensible permet d'évaluer les activateurs et inhibiteurs potentiels.

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Les auteurs tiennent à remercier le financement d’une subvention des National Institutes of Health RO1AI049294 (à M. S.).

1. Effectuer ATP hydrolyse Réaction avec de la protéine purifiée <ol><li> Préparer les stocks de tous les réactifs nécessaires pour incubation avec de la protéine purifiée. <ol><li> Préparer 5x HEPES / NaCl / glycérol (HNG) contenant 100 mM de HEPES pH 8,5, 65 mM de NaCl et 5% de glycerol (ou un autre tampon d&#39;essai selon le cas). </li><li> Préparer 100 mM MgCl 2 (ou autre métal, si ATPase est en métal-dépendant) dans l&#39; eau. </li><li> Préparer frais mM ATP 100 dans 200 Tris base mM (ne pas ajuster le pH plus loin) en utilisant la haute ATP de pureté. Aliquoter et stocker le stock ATP à -20 ° C pendant plus de quelques semaines, que l&#39;ATP se décomposera au fil du temps, et de ne pas le gel et le dégel du stock ATP. </li><li> Premix MgCl2 et ATP à un rapport 1: 1 juste avant la mise en place de la réaction d&#39;hydrolyse de l&#39; ATP. </li></ol></li><li> Préparer et étiqueter tubes de 1,5 ml pour prélever des échantillons à intervalles réguliers tout au long de la réaction. Préparer des tubes pour recueillir des échantillons au temps 0 et au moment 15, 30,45 et 60 minutes. NOTE: Comme alternative, prélever des échantillons seulement au temps 0 et le point de terminaison. <ol><li> Ajouter tampon 1x HNG 245 pi à chaque tube afin de diluer les échantillons prélevés dans les réactions d&#39;hydrolyse de l&#39;ATP 1:50. </li></ol></li><li> Préparer un bain de glace sèche et d&#39;éthanol pour la congélation rapide des échantillons pour arrêter la réaction. Dans un seau à glace en caoutchouc ou un autre coffre-fort (non plastique) récipient, ajouter plusieurs morceaux de glace sèche et versez délicatement assez 70-100% d&#39;éthanol pour couvrir la glace sèche. </li><li> Diluer protéine purifiée dans un tampon HNG 1x, le cas échéant (typiquement 5-10 uM), et garder sur la glace. </li><li> Mettre en place les réactions d&#39;hydrolyse de l&#39;ATP. <ol><li> Dans 0,5 ml tubes séparés pour chaque échantillon, ajouter les réactifs suivants (dans l&#39; ordre): H 2 O (jusqu&#39;à un volume final de 30 pi), 6 pi 5x HNG ou un autre tampon, 3 ul mM MgCl 100 2 -ATP mélange, et 0,25 à 5 protéine iM. </li><li> Inclure une seule mémoire tampon condition de contrôle négatif dans lequel aucune protéine est ajoutée.</li></ol></li><li> Retirer 5 ul de la réaction au temps 0, diluer à 1:50 dans le tube de 1,5 ml préparé contenant 245 tampon HNG ul, et geler immédiatement l&#39;échantillon dans le bain de glace / éthanol sec. </li><li> Incuber les réactions à 37 ° C pour permettre l&#39;hydrolyse de l&#39;ATP de se produire pendant 1 heure. A chaque intervalle (15, 30, 45 et 60 min), enlever aliquotes de 5 ul de la réaction et ajouter à tubes d&#39;échantillons marqués contenant un tampon HNG comme à l&#39;étape 1.6. </li><li> A la fin de la réaction d&#39;hydrolyse de l&#39;ATP, de déplacer les échantillons dilués dans un congélateur C -80 ° C pendant le stockage. Pour assurer que tous les échantillons sont complètement gelés, attendre au moins 10 minutes avant de poursuivre. </li></ol> 2. Les échantillons Incuber contenant Pi gratuit avec le réactif de détection <ol><li> décongeler les échantillons contenant de l&#39;ATP dilué des aliquotes de la réaction d&#39;hydrolyse à chaque point de temps (obtenues à partir des étapes 1.6 et 1.7) à la température ambiante. </li><li> Mettre en place une plaque à 96 puits contenant des échantillons et des étalons de phosphate. <ol><li> Dans un ml tu 0,5soit, diluer le standard de phosphate (fourni avec le réactif de détection Pi) à partir de 800 uM à 40 uM en y ajoutant 5,5 ul du tampon HNG 800 pm à la norme 104,5 ul. Bien mélanger et ajouter 100 pi de cette 40 uM norme Pi bien A1 d&#39;une plaque de 96 puits. </li><li> Ajouter un tampon HNG 50 ul aux puits B1-H1 à 1: 1 des dilutions en série de la norme Pi. </li><li> Retirer 50 ul de 40 uM Pi du puits A1 et ajouter au tampon d&#39;essai de 50 pi dans le puits B1, mélanger et retirer 50 ul du puits B1 et ajouter ainsi C1, dilutions poursuivies par G1 bien. Jeter 50 pi de G1 bien après mélange pour assurer chaque puits a le même volume. Eh bien H1 ne doit contenir que tampon pour créer une norme Pi 40-0 uM. NOTE: Si un facteur supplémentaire (tel qu&#39;un inhibiteur) a été ajouté aux échantillons, créer une courbe standard contenant ce facteur pour contrôler les changements dans la libération de phosphate ou absorbance dans ces conditions. </li><li> Ajouter 50 ul de chaque sample en double exemplaire à la plaque. Ajouter des échantillons à partir du même point de temps dans les colonnes verticalement (échantillon de 1 heure 0 = A2, A3; échantillon 2 temps 0 = B2, B3) et différents points de temps horizontalement. Cela permet jusqu&#39;à 8 échantillons et 5 points de temps par plaque. </li></ol></li><li> Utilisez une pipette stérile pour éliminer assez molybdate réactif malachite verte / Pi détection d&#39;ajouter 100 pi à chacun des puits contenant des échantillons et des normes (réactif nécessaire (ml) = 0,1 x nombre d&#39;échantillons et des normes) et ajouter à un plat pour pipetage facile à l&#39;aide d&#39;une pipette multicanaux. Ne pas verser le réactif de détection directement dans le plat, car la contamination Pi est susceptible de se produire. </li><li> En utilisant une pipette multicanaux, ajouter 100 ul du réactif de détection Pi dans chaque puits et mélanger soigneusement pipetant un nombre constant de fois sans bulles d&#39;introduction, de préférence dans l&#39;ordre depuis les derniers points de temps pour les premiers points de temps. </li><li> Incuber la plaque pendant 25 min à température ambiante, ou selon la maLes directions de structeur. </li></ol> 3. Résultats quantifient en utilisant un lecteur de microplaques <ol><li> Lire l&#39;absorbance des échantillons à 650 nm en utilisant un lecteur de microplaques absorbance. </li><li> Faire une courbe standard Pi. L&#39;utilisation d&#39;un logiciel graphique, graphique les valeurs d&#39;absorbance pour les échantillons standards Pi par rapport à la concentration en vue de trouver une équation utilisée pour résoudre pour la quantité de phosphate dans chaque échantillon. </li><li> Calculer l&#39;activité de l&#39;ATPase pour chaque échantillon en calibrant avec le standard de phosphate. Phosphate libéré = (DO 650 - Y interception) / pente. <ol><li> La moyenne du total Pi de doubles de chaque échantillon. Soustraire la lecture d&#39;absorbance de la commande de mémoire tampon uniquement à partir de ce numéro. Multiplier par le facteur de dilution (50 dans notre exemple). </li><li> Déterminer la Pi nmol libérée par la protéine pmol. Graphes ces valeurs pour chaque point de temps dans un essai cinétique devrait donner des crises linéaires d&#39;au moins R = 0,99 (figure 1); Si not, le dosage peut être ajusté avec plus ou moins de protéines ou d&#39;un temps plus ou moins incubation. </li></ol></li><li> Représenter les résultats comme nmol Pi / pmol protéine / min (figures 2, 3), ou sous forme de protéine nmol Pi / pg / min si on le souhaite. </li></ol>

<ol><li>Hanson, P. I., Whiteheart, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AAA%2B+proteins%3A+have+engine%2C+will+work%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">AAA+ proteins: have engine, will work.</a> Nat Rev Mol Cell Biol. 6 (7), 519-529 (2005).</li>
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<li>Savvides, S. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VirB11+ATPases+are+dynamic+hexameric+assemblies%3A+new+insights+into+bacterial+type+IV+secretion%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">VirB11 ATPases are dynamic hexameric assemblies: new insights into bacterial type IV secretion.</a> EMBO J. 22 (9), 1969-1980 (2003).</li>
<li>Sanghera, J., Li, R., Yan, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+luminescent+ADP-Glo+assay+to+a+standard+radiometric+assay+for+measurement+of+protein+kinase+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Assay+Drug+Dev+Techn%22%5BJournal%5D)">Comparison of the luminescent ADP-Glo assay to a standard radiometric assay for measurement of protein kinase activity.</a> Assay Drug Dev Techn. 7 (6), 615-622 (2009).</li>
<li>Sherman, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decoupling+catalytic+activity+from+biological+function+of+the+ATPase+that+powers+lipopolysaccharide+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Decoupling catalytic activity from biological function of the ATPase that powers lipopolysaccharide transport.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (13), 4982-4987 (2014).</li>
<li>Zhang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+cofactor+regulation+with+disease-associated+p97%2FVCP+mutations%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Altered cofactor regulation with disease-associated p97/VCP mutations.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (14), E1705-E1714 (2015).</li>
<li>Rowlands, M. G., Newbatt, Y. M., Prodromou, C., Pearl, L. H., Workman, P., Aherne, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+screening+assay+for+inhibitors+of+heat-shock+protein+90+ATPase+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Anal+Biochem%22%5BJournal%5D)">High-throughput screening assay for inhibitors of heat-shock protein 90 ATPase activity.</a> Anal Biochem. 327 (2), 176-183 (2004).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ceci est un protocole général pour la mesure de l&#39;activité ATPase in vitro de protéines purifiées pour la caractérisation biochimique. Cette méthode est facilement optimisée; par exemple, en ajustant la quantité de protéines, un tampon et des compositions de sel, la température, et à faire varier la durée de l&#39;essai et les intervalles (y compris l&#39;augmentation du nombre total d&#39;intervalles) peut améliorer l&#39;activité de quantification. réactifs verts à base de malachite disponibles d...

ATPases sont des enzymes intégrales dans de nombreux processus dans tous les règnes de la vie. Les ATPases agissent comme des moteurs moléculaires qui utilisent l’énergie de l’hydrolyse de l’ATP pour alimenter des réactions aussi diverses que le trafic, le dépliage et l’assemblage des protéines ; réplication et transcription ; métabolisme cellulaire ; mouvement musculaire ; motilité cellulaire ; et le pompage d’ions1-3. Certaines ATPases sont des protéines transmembranaires impliquées dans le transport des solutés à travers les membranes, d’autres sont cytoplasmiques et peuvent être associées à une membrane biologique telle que la membrane plasmique ou celles des organites.
AAA+ Les ATPases (ATPases associées à diverses activités cellulaires) constituent un grand groupe d’ATPases qui partagent une certaine séquence et une certaine conservation structurelle. Ces protéines contiennent des motifs de liaison nucléotidique conservés tels que les boîtes Walker-A et -B et forment des oligomères (généralement des hexamères) dans leur état actif1. D’importants changements conformationnels de ces protéines lors de la liaison des nucléotides ont été caractérisés chez divers membres de la famille AAA+. L’EpsE est une ATPase AAA+ et fait partie de la sous-famille des NTPases4-6 de la sécrétion bactérienne de type II/IV. L’EpsE alimente la sécrétion de type II (T2S) chez Vibrio cholerae, l’agent causal du choléra. Le système T2S est responsable de la sécrétion d’une grande variété de protéines, telles que le facteur de virulence de la toxine cholérique qui provoque une diarrhée aqueuse abondante lorsque V. cholerae colonise l’intestin grêle humain7. 
Les techniques de quantification in vitro de l’activité de l’ATPase sont variées, mais mesurent couramment la libération de phosphate à l’aide de substrats colorimétriques, fluorescents ou radioactifs8-11. Nous décrivons une méthode de base pour déterminer l’activité ATPase in vitro des protéines purifiées à l’aide d’un test colorimétrique basé sur un substrat contenant du vert de malachite disponible dans le commerce qui mesure le phosphate inorganique libéré (Pi). À faible pH, le molybdate vert de malachite forme un complexe avec Pi et le niveau de formation du complexe peut être mesuré à 650 nm. Ce test simple et sensible peut être utilisé pour caractériser fonctionnellement de nouvelles ATPases et pour évaluer les rôles d’activateurs ou d’inhibiteurs potentiels, pour déterminer l’importance de domaines et/ou de résidus spécifiques, ou pour évaluer l’effet de traitements particuliers sur l’activité enzymatique.

<table><tbody><tr><td>Tampon HEPES</td><td>Fisher</td><td>BP310-500</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium</td><td>Fisher</td><td>BP358-212</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de magnésium</td><td>Fisher</td><td>BP214-500</td><td></td></tr><tr><td>Adénosine triphosphate (ATP)</td><td>Fisher</td><td>BP41325</td><td></td></tr><tr><td>Plaques à 96 puits (transparentes, à fond plat)</td><td>VWR</td><td>82050-760</td><td></td></tr><tr><td>BIOMOL Green</td><td>Enzo Life Sciences</td><td>BML-AK111</td><td>Réactif de détection de phosphate préféré. Attention : irritant.</td></tr><tr><td>Lecteur</td><td></td><td></td> de microplaques <td>BioTek Synergy ou logiciel Prism</td></tr><tr><td>5</td><td>GraphPad</td><td></td><td></td></tr> comparable</tbody></table>

mesure<em&gt; in vitro</em&gt; activité atpase pour enzymatic caractérisation

Measuring In Vitro ATPase Activity for Enzymatic Characterization

enzymes triphosphate-hydrolyser adénosine, ou ATPases, jouent un rôle essentiel dans un large éventail de fonctions cellulaires. Ces protéines dynamiques peuvent générer de l&#39;énergie pour le travail mécanique, comme le trafic de protéines et la dégradation, le transport de soluté, et les mouvements cellulaires. Le protocole décrit ici est un dosage de base pour mesurer l&#39;activité in vitro des ATPases purifiés pour la caractérisation fonctionnelle. Les protéines hydrolysent l&#39;ATP dans une réaction qui entraîne la libération de phosphate inorganique, et la quantité de phosphate libéré est ensuite quantifié en utilisant un dosage colorimétrique. Ce protocole hautement adaptable peut être ajustée pour mesurer l&#39;activité d&#39;ATPase dans les essais cinétiques ou le terminal. Un protocole représentatif est fourni ici sur la base de l&#39;activité et les exigences de Epse, l&#39;AAA + ATPase impliqué dans Type II Sécrétion dans la bactérie Vibrio cholerae. La quantité de protéine purifiée nécessaire pour mesurer l&#39;activité, la durée de l&#39;essai et le moment et le nombre de saintervalles mpling, tampon et de la composition de sel, température, co-facteurs, les stimulants ( le cas échéant), etc. peuvent varier de ceux décrits ici, et donc une certaine optimisation peuvent être nécessaires. Ce protocole fournit un cadre de base pour ATPases caractérisant et peut être effectuée rapidement et facilement ajustée si nécessaire.

L&#39;activité in vitro de la T2S ATPase Epse peut être stimulée par copurification de Epse avec le domaine cytoplasmique de EpsL (Epse-cytoEpsL) et ajout de la cardiolipine phospholipide acide 12. Il est également possible de déterminer le rôle de certains résidus Epse dans hydrolyse de l&#39;ATP en comparant l&#39;activité de type sauvage (WT) des variantes de formes de la protéine à l&#39;aide de ce test. Ici, l&#39;effet de substituer deux résidus de lysine dans l...

Nous décrivons un protocole de base pour quantifier l’activité in vitro de l’ATPase. Ce protocole peut être optimisé en fonction du niveau d’activité et des exigences d’une ATPase purifiée donnée.

Mesure<em&gt; In vitro</em&gt; Activité ATPase pour Enzymatic Caractérisation

Adenosine triphosphate-hydrolyzing enzymes, or ATPases, play a critical role in a diverse array of cellular functions. These dynamic proteins can generate ...

L'objectif général de cette procédure est de quantifier l'activité ATPasique in vitro de protéines purifiées afin de les caractériser fonctionnellement. Cette méthode peut être utilisée pour caractériser de nouvelles ATPases putatives, évaluer l'efficacité de activateurs ou d'inhibiteurs potentiels, et déterminer la contribution de domaines ou de résidus spécifiques à l'activité ATPasique. Le principal avantage de cette technique est qu'il s'agit d'une méthode simple et sensible pour mesurer l'activité ATPasique in vitro, facilement optimisable.Préparez des stocks de tous les réactifs nécessaires pour l'incubation avec la protéine purifiée, comme indiqué dans le protocole. Mélangez juste avant de mettre en place la réaction d'hydrolyse de l'ATP, le chlorure de magnésium à 100 millimolaire et l'ATP à 100 millimolaire, selon un rapport de un à un. Préparez et étiquetez des tubes de 1,5 millilitre pour prélever des échantillons à intervalles réguliers pendant la réaction.Préparez des tubes pour recueillir les échantillons aux temps zéro ainsi qu’aux temps de 15, 30, 45 et 60 minutes. Ajoutez 245 microlitres de tampon HNG 1x dans chaque tube afin de diluer les échantillons prélevés des réactions d’hydrolyse de l’ATP selon un facteur de dilution de un à 50. Ensuite, préparez un bain de glace sèche et d’éthanol pour congeler rapidement les échantillons et arrêter la réaction.Dans un seau en caoutchouc pour la glace sèche ou un autre récipient sûr, ajoutez plusieurs morceaux de glace sèche et versez soigneusement suffisamment d'éthanol à 70 % à 100 % pour recouvrir la glace sèche. Diluez la protéine purifiée dans du tampon HNG 1X et maintenez-la sur glace. Préparez les réactions d'hydrolyse de l'ATP dans des tubes de 0,5 millilitre préparés en ajoutant un volume prédéterminé d'eau afin d'obtenir un volume réactionnel final de 30 microlitres.Ajouter six microlitres de tampon 5X HNG ou un autre tampon, trois microlitres de mélange de chlorure de magnésium 100 millimolaire et d'ATP, et de 0,25 à cinq micromoles de protéine. Incuber une condition témoin négative contenant uniquement le tampon, sans ajout de protéine. Ensuite, prélever cinq microlitres de la réaction aux temps zéro.Ensuite, diluez l'aliquote de un à 50 dans le tube de 1,5 millilitre préparé contenant 245 microlitres de tampon HNG. Congelez immédiatement l'échantillon dans le bain d'éthanol refroidi à la glace sèche. Incubez les réactions à 37 degrés Celsius pendant une heure afin de permettre l'hydrolyse de l'ATP.Prélèver par intervalles des aliquotes de cinq microlitres à partir de la réaction et les ajouter à des tubes d'échantillons étiquetés contenant du tampon HNG, comme précédemment. À la fin de la réaction d'hydrolyse de l'ATP, transférer les échantillons dilués dans un congélateur à 80 degrés Celsius pour stockage. Pour s'assurer que tous les échantillons sont complètement congelés, attendre au moins 10 minutes avant de continuer.Décongeler les échantillons dilués contenant des aliquotes de la réaction d'hydrolyse de l'ATP provenant de chaque point temporel à température ambiante. Ensuite, préparer une plaque de 96 puits contenant les échantillons et les étalons de phosphate. Dans un tube de 0,5 millilitre, diluer l'étalon de phosphate de 800 µM à 40 µM en ajoutant 5,5 µL de l'étalon à 104,5 µL de tampon HNG.Mélanger soigneusement et ajouter 100 microlitres de cette solution étalon de phosphate à 40 micromolaire dans le puits A1 de la plaque 96 puits. Ajouter 50 microlitres de tampon HNG dans les puits B1 à H1 pour effectuer des dilutions sérielles au demi de l'étalon de phosphate. Prélever 50 microlitres de phosphate à 40 micromolaire du puits A1, les ajouter aux 50 microlitres de tampon de dosage présents dans le puits B1, puis mélanger.Ensuite, retirez 50 microlitres du puits B1 et ajoutez-les au puits C1, en poursuivant les dilutions jusqu’au puits G1. Après homogénéisation, éliminez 50 microlitres du puits G1 afin que chaque puits contienne le même volume. Le puits H1 doit contenir uniquement du tampon afin de créer une courbe étalon de phosphate allant de 40 à zéro micromolaire. Ensuite, ajoutez 50 microlitres de chaque échantillon en double sur la plaque.Ajoutez les échantillons provenant du même point temporel en colonnes verticales et ceux provenant de points temporels différents en lignes horizontales. Cela permet d'analyser jusqu'à huit échantillons et cinq points temporels par plaque. Utilisez une pipette stérile pour prélever suffisamment de réactif de détection au vert de malachite maléiptate phosphate afin d'ajouter 100 microlitres dans chacun des puits contenant les échantillons et les témoins.Ajoutez le réactif de détection dans une plaque pour faciliter le pipetage à l’aide d’une pipette multicanal. Ne versez pas le réactif de détection directement dans la plaque, car une contamination par des phosphates est susceptible de se produire. À l’aide d’une pipette multicanal, ajoutez 100 microlitres du réactif de détection de phosphate dans chaque puits et mélangez soigneusement en pipetant vers le haut et vers le bas un nombre constant de fois, sans introduire de bulles, en travaillant dans l’ordre, du dernier point temporel au premier.Laisser la plaque à température ambiante pendant 25 minutes ou selon les instructions du fabricant. Pour quantifier les résultats, mesurer l'absorbance des échantillons à 650 nanomètres à l'aide d'un lecteur de plaque à absorbance. Des résultats représentatifs d'ATPases cinétiques et en point final sont présentés, dans lesquels l'activité des formes sauvages et mutantes de l'ATPase de sécrétion de type deux/EPSE est déterminée en présence et en absence de cardiolipine, un stimulateur.Les résultats présentés ici proviennent d'un test cinétique de l'ATPase stimulée par le cardiolipine, illustrant la libération linéaire de phosphate en fonction du temps pour le type sauvage d'EPSE et un mutant double de lysine, l'albumine de sérum bovin servant de témoin négatif. Ces données peuvent être exprimées comme la quantité de phosphate libérée par minute divisée par la concentration en protéine afin de quantifier et comparer l'activité ATPase de chaque protéine. Les données indiquent que deux résidus de lysine, K417 et K419, contribuent à l'activité ATPase stimulée par le cardiolipine de l'EPSE.La comparaison de l'activité ATPasique des mêmes protéines en l'absence de stimulation par la cardiolipine montre que ces deux résidus lysine ne contribuent pas à l'activité basale faible de EPSE, mais plutôt à la capacité de la protéine à être stimulée par la cardiolipine. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment quantifier rapidement et précisément l'activité ATPasique de protéines purifiées. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de prendre en compte la sensibilité du réactif de détection du phosphate.Pour éviter toute contamination par des phosphates, nous recommandons d'utiliser du matériel en plastique jetable et de l'eau ultra-pure, ainsi que de réaliser une chromatographie d'exclusion stérique ou une chromatographie d'échange d'ions après la purification des protéines.

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