Name: Comportements olfactifs dosées par Tracking Computer Of Drosophila Dans un Olfactométre quatre quadrants (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 52 s
Description: Découvrez comment évaluer les comportements olfactifs de Drosophila melanogaster à l'aide d'un olfactomètre à quatre quadrants et d'un logiciel de suivi automatisé. Cette méthode robuste permet de tester des populations importantes de mouches et d'étudier les mécanismes neuronaux de la détection olfactive.

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Nous remercions Terry Shelley pour la fabrication de l’arène de mouches et de l’enceinte étanche à la lumière, Liz Marr pour son aide pour la maintenance du stock de mouches, et Xiaojing Gao et Junjie Luo pour leur aide avec le code Matlab utilisé pour l’analyse des données. Nous remercions Johan Lundström du Monell Chemical Senses Center d’avoir démontré sa configuration de diffusion des odeurs. Ce travail a été soutenu par des subventions de la Whitehall Foundation (CJP) et du NIH NIDCD (R01DC013070, CJP).

1. Configuration Assemblée <ol><li> Fabrication l&#39;arène en forme d&#39;étoile (19,5 cm par 19,5 cm par 0,7 cm) de polytétrafluoroéthylène (PTFE) selon le dessin (les matériaux supplémentaires, de SupplementalSketch_StarShapedArena.pdf) fournies. L&#39;arène peut être fabriquée par un commercial ou d&#39;une installation personnalisée. </li><li> L&#39;acquisition de deux plaques de verre (20,25 cm par 20,25 cm avec une épaisseur de 2 mm), et percer un trou (~ 0,7 cm de diamètre) exactement au centre de l&#39;une des plaques de verre à l&#39;aide d&#39;un trépan diamanté. </li><li> Fabrication d&#39;une boîte de comportement étanche à la lumière pour l&#39;arène comportementale. fabriquer également une boîte de caméra étanche à la lumière pour la caméra CCD vidéo infra-rouge selon les dessins fournis (matériaux supplémentaires, SupplementalSketch_LightTightBox.pdf). Les boîtes peuvent être fabriquées par un commercial ou d&#39;une installation personnalisée. </li><li> Monter l&#39;unité de conditionnement d&#39;air sur la paroi postérieure et les réseaux de LED sur les parois latérales de la boîte de comportement. Placer la sonde de températuredans la zone de comportement à travers un trou latéral pour rétroaction en temps réel de la température et de réglage (voir les figures 1 et 2 pour plus de détails). </li><li> Fixer le filtre IR et polarisant circulaire à la caméra, et monter l&#39;ensemble dans la zone de la caméra. La boîte de comportement et boîte de la caméra sont séparés par une fenêtre en verre pour une meilleure régulation de la température de la boîte de comportement (voir les figures 1 et 2 pour les détails). </li><li> Branchez la caméra CCD infrarouge à un adaptateur de caméra. Branchez l&#39;adaptateur de l&#39;appareil photo à un convertisseur USB. Branchez le convertisseur USB à un port USB de l&#39;ordinateur pour l&#39;acquisition de données. </li><li> Installez le pilote pour le convertisseur de vidéo sur l&#39;ordinateur selon les instructions du fabricant. En option, installez le logiciel de traitement d&#39;image fournie par le fabricant du convertisseur vidéo USB pour accéder à une plus large gamme de réglages de l&#39;appareil et des paramètres d&#39;acquisition. </li><li> Branchez le climatiseur (par &quot;sortie&quot;Sur le dos du régulateur de température) et la sonde de température (par&quot; thermocouple &quot;sur le dos du régulateur de température) au régulateur de température. Placer la sonde dans la zone de comportement. Remarque: Le système de régulation de température dans la mise en page est capable de maintenir la température de la boîte comprise entre 18 ° C et 30 ° C. Des températures plus élevées ou plus basses ambiantes pourraient être utiles pour thermogénique (dTrpA1, TRPM8 ou shibire ts) des expériences pour manipuler l&#39; activité neuronale ou inhiber la transmission synaptique. Pour la plupart des expériences, la température est maintenue à 25 ° C. </li><li> Assembler le système de distribution des odeurs dans les étapes suivantes (s&#39;il vous plaît voir la figure 1B pour les schémas détaillés et raccords): <ol><li> Utiliser le régulateur de pression d&#39;air pour commander l&#39;entrée d&#39;air du système d&#39;air central. Connecter un filtre à air en carbone (rempli de charbon de bois) pour le régulateur de pression pour purifier l&#39;air provenant de la centralesystème de ir. </li><li> Assembler le système de contrôle de débit comprenant plusieurs canaux réglementés par des tubes du débitmètre à haute résolution. </li><li> Connecter la sortie du filtre à air en carbone sur les tubes du débitmètre par l&#39; intermédiaire d&#39; une tubulure comme représenté sur la figure 1B et 2F. Diriger la sortie des tubes du débitmètre à 3 voies électrovannes commandées électroniquement pour réguler si l&#39; air pur en laissant les débitmètres est expulsé dans la pièce ou est entrée en odeur des chambres faites sur mesure 24. </li><li> Installez le contrôleur d&#39;électrovanne selon le manuel du fabricant. </li></ol></li><li> Installer le débitmètre d&#39;air électronique en le reliant à un dispositif d&#39;acquisition de données (DAQ) et une alimentation électrique selon le manuel du fabricant. Installez le logiciel d&#39;interface DAQ pour vérifier des débits égaux dans chaque quadrant de l&#39;arène avant chaque expérience. </li></ol> 2. Olfactive Stimuli Préparation <ol><li> Préparer 5 odeurchambres de fourmis 24 qui se composent d&#39;un récipient extérieur en plastique, le verre contenant intérieur, un couvercle PTFE insert sur ​​-mesure, le couvercle du récipient d&#39; origine avec une partie centrale enlevés, et deux clapets anti-retour. Remarque: Un joint torique autour du couvercle de PTFE peut être utilisé pour empêcher la fuite d&#39;air de la chambre d&#39;odeur pendant odeur perfusion. Voir la Figure 1 pour schématique et la figure 2 pour les photos des chambres. </li><li> Utilisez quatre chambres odorants pour les contrôles de solvant, et une chambre pour un odorant de test. Remplissez les récipients en verre avec 1000 ul de solvant ou odorant dilution (odorants de test + solvants appropriés, bien mélanger avant les expériences), placez le récipient en verre à l&#39;intérieur de la chambre de plastique correspondante (ne pas renverser le liquide dans la chambre en plastique) et serrer le couvercle . Assurez-vous de toujours utiliser une chambre propre pour le odorant d&#39;essai et les contrôles de solvants. Note: attraction olfactive peut être déclenchée par 1/16 dilution du vinaigre de cidre (5% d&#39;acidité) dans water. En revanche, le comportement de répulsion olfactif peut être étudié à l&#39;aide d&#39;une dilution à 10% de propionate d&#39;éthyle dans de l&#39;huile minérale. stimuli de contrôle dans ces cas sont des chambres d&#39;odeur avec une huile minérale pure. </li></ol> 3. Préparation Fly <ol><li> Arrière vole sur le milieu de la semoule de maïs standard. Placez 30 hommes et 30 mouches parentales femelles dans une bouteille standard, et laissez-les pondent des œufs pendant 5 jours à 25 ° C ou à température ambiante. </li><li> Pour chaque expérience, collecter nouvellement éclos (&lt;1 jour) 25 hommes et 25 femmes mouches sous brèves CO 2 anesthésie. </li><li> Gardez les mouches dans un flacon avec un milieu de mouche standard pour 2-4 jours. </li><li> 40-42 h avant l&#39;expérience, transférer les mouches sans CO 2 anesthésie &#160; un flacon contenant un gel d&#39;agarose ~ 10 ml de 1%. Cela permet de garder les mouches humidifiés sans nourriture, ce qui contribue à augmenter leur activité locomotrice. Note: Plus de 90% des mouches devrait survivre à la famine. Certains génotypes sont moins guérirton et ne peut pas le faire à travers une famine de 40 h. Dans ces cas, des périodes plus courtes telles que 24-28 h sont acceptables, mais doivent être conservés les mêmes pour toutes les conditions expérimentales et répétitions. </li></ol> 4. Les réponses comportementales à Odorants attractifs et répulsifs <ol><li> Mettez le régulateur de température et réglez-le à 25 ° C. </li><li> Connecter les chambres odorants (les odorants contrôle et de test) en insérant le tuyau à la sortie de la chambre odorant et à la poussée to-connect montage sur la boîte de comportement. </li><li> Vérifiez le débit dans chaque quadrant en utilisant le débitmètre d&#39;air pour vous assurer que le contrôle et la airstreams odorants sont égales à 100 ml / min. </li><li> Nettoyez l&#39;arène à la mouche de PTFE et les plaques de verre avec 70% d&#39;éthanol 2-3 fois et leur permettre de sécher à l&#39;air complètement (~ 3-4 min). </li><li> Apposer les plaques de verre à l&#39;arène avec des pinces. </li><li> Transfert vole sans CO 2 anesthésie dans l&#39;arène à travers le trou dans l&#39; une des plaques de verre. à l&#39;arrièreer le transfert, placez un maillage circulaire sur le trou pour empêcher les mouches de s&#39;échapper. Remarque: CO 2 anesthésie a été montré pour affecter le comportement Drosophila 25 et ne doit pas être utilisé dans les 24 heures d&#39;une expérience comportementale. </li><li> Placez l&#39;arène avec des mouches dans la chambre étanche à la lumière, relier les courants d&#39;air quatre de contrôle en raccordant le tube attaché à la mise en place sur la boîte de comportement aux coins de l&#39;aréna push-to-connect, fermer la porte de la chambre et attendre 10 15 min pour laisser les mouches acclimater à ce nouvel environnement. Si possible, éteindre la lumière dans la pièce où les expériences sont réalisées, afin d&#39;éviter toute fuite de lumière minimale qui peut fausser le résultat expérimental. </li><li> Exécuter une expérience de contrôle 5-10 min, dans laquelle les mouches sont exposés à des courants d&#39;air 4 de contrôle. </li><li> Analyser les données immédiatement (voir la section d&#39;analyse des données ci-dessous) pour vous assurer que les mouches sont répartis uniformément dans l&#39;arène, et l&#39;indice de l&#39;activité est procheà 0. Cette étape est essentielle, car elle vérifie qu&#39;il n&#39;y a pas de sources non contrôlées de préférence ou d&#39; éviter dans l&#39;arène (par exemple , la lumière qui fuit de l&#39;extérieur, la distribution inégale de la température, l&#39; arène inégale, la contamination des odeurs, etc.). Si les mouches sont inégalement répartis ou de leur activité locomotrice est faible, jeter les mouches, nettoyer à nouveau la scène (étape 4.4) et utiliser un nouveau lot de mouches de répéter l&#39;expérience. </li><li> Connecter la chambre de odorant d&#39;essai à la configuration en activant les vannes 3 voies ou re-brancher les tubes de connexion. </li><li> Exécutez l&#39; expérience de test pendant 5-10 minutes et analyser les données comme décrit dans la section 5 ci - dessous (voir également référence 14 et Figure 3). Les enregistrements de plus de 20 min peut entraîner des fichiers de données qui peuvent être difficiles à traiter informatiquement. Si les enregistrements plus expérimentaux sont souhaités, arrêter rapidement et re-démarrer le programme de suivi. Il en résulte un écart ~ 10 sec entre les enregistrements expérimentaux. </li><li> Discarvol d. </li><li> arène et plaques de verre propres avec 70% d&#39;éthanol (étape 4.4), et remplacer les tubes de connexion dans l&#39;enceinte étanche à la lumière. Pour accélérer les expériences, une nouvelle arène propre peut être utilisé, et l&#39;arène sale nettoyé tout en effectuant essais expérimentaux. </li><li> Exécutez une autre expérience avec un nouveau lot de mouches, si nécessaire. Si plusieurs expériences sont exécutées le même jour, prenez un soin extrême pour veiller à ce qu&#39;aucun odorant est laissé dans le système à partir d&#39;un essai précédent. Ceci est normalement pas un problème avec de faibles concentrations de substances odorantes ou avec CO 2, mais stimuli pour très concentrées jusqu&#39;à un intervalle de 24 heures entre les essais expérimentaux peut être nécessaire. En outre, tous les tubes après que l&#39;écoulement des tubes peut être remplacée en cas de contamination odorant est suspectée au cours des expériences de contrôle. Toujours laisser l&#39;air sec sur entre les expériences pour rincer en permanence le système </li></ol> Analyse 5. Données Note: La mouche a suggéré l&#39;acquisition de suivi software (détaillées dans les matériaux), suit des mouches en temps réel lors de l&#39;acquisition, et enregistre l&#39;horodatage et les coordonnées de toutes les mouches détectées au format * .dat. Nous avons développé une routine Matlab fait sur commande pour convertir les données en un format Matlab, et d&#39;analyser les données. Les exemples de code sont fournis dans les matériaux supplémentaires, mais les détails de la mise en œuvre dépendra du logiciel utilisé pour l&#39;acquisition de données. <ol><li> Charger les données brutes. Créer un masque spatial qui suit les contours de l&#39;arène et appliquer le masque aux données brutes pour supprimer tous les points de données qui ne relèvent pas de l&#39;arène , car ils représentent le bruit (figure 4A, complémentaire code MaskSpatialFiltering.m, Score.m, DrawCircularMask. m). </li><li> Supprimer tous les points de données qui se déplacent à une vitesse inférieure à 0,163 cm / s pendant plus de 3s, car ces données sont susceptibles d&#39;être le bruit généré par les mouches ou non mobiles (figure 4B, complémentaire code TemporalFiltering.m). </li><li> Visualiser les données restantesdes points en les traçant une seule fois ou que les trajectoires individuelles (Figure 3, Code complémentaire SingleTrajectoryViewer.m). Remarque: L&#39;emplacement des limites d&#39;odeur dans le champ quatre dépend probablement un certain nombre de facteurs, tels que les caractéristiques de chaque odorant et les débits d&#39;air utilisé. Par exemple, odorants très volatils vont probablement remplir le quadrant des odeurs plus complètement que odorants moins volatils. Ainsi, il est probable que chaque substance odorante peut présenter légèrement différentes limites d&#39;odeur. L&#39;utilisation d&#39;un détecteur de photoionisation pour mesurer les limites des odeurs peut être problématique car il utilise un vide pour prélever l&#39;air à partir d&#39;un endroit particulier, et ainsi perturbe la concentration odorant à cet endroit. Néanmoins, les limites d&#39;odeurs peuvent être estimées rapidement sur la base de données comportementales de mouches. Par exemple, une limite d&#39;odeur basée sur des pistes de braguette cumulée en réponse à différentes odeurs peut être clairement observé sur les figures 3C et 3D. </li><li> Calculer un indice d&#39;attraction pour déterminer si des expériences de contrôle génèrent pas de réponse préférence, ainsi que pour accéder à la réponse à un odorant (ou optogenetic 9) stimulus. Pour calculer une activité Index (AI), utilisez les 5 dernières minutes d&#39;un contrôle ou d&#39;enregistrement de test. Pour obtenir une mesure de l&#39;attraction qui se situe entre +1 (attraction absolue) et -1 (répulsion absolue), la formule suivante est utilisée pour calculer l&#39;AI: <img alt="L&#39;équation 1" src="/files/ftp_upload/54346/54346eq1.jpg" /> où N test est le nombre de points de données dans le quadrant de test, le contrôle N est le nombre moyen de points de données dans les trois quarts de cercle de contrôle. Cette mesure est intuitive car aucune préférence serait indiquée par des valeurs proches de zéro. Toutefois, cela ne signifie pas correctement la proportion du nombre total de mouches qui sont situées dans le quadrant odorante. Pour obtenir cette mesure, un indice Pourcentage (PI) peut être utilisé: <img alt="équation 2" src=&quot;/files/ftp_upload/54346/54346eq2.jpg&quot; /&gt; où N test est le nombre de points de données dans le quadrant de test, et le N total est le nombre total de points de données dans les quatre quadrants. Cette formule donne une mesure qui se situe entre 0 et 1, avec 0,25 correspondant à aucune préférence comportementale (figure 3E et 4C, le code supplémentaire AttractionIndex.m). </li><li> Exécutez 5-10 répétitions de chaque condition expérimentale, en utilisant un nouveau groupe de mouches pour chaque répétition. Comparer les indices d&#39;attraction entre les conditions ou contre les contrôles en utilisant le test non paramétrique de Kolmogorov-Smirnov (Figure 3F, fonction kstest2 en Matlab). </li></ol>

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<li>Beshel, J., Zhong, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graded+encoding+of+food+odor+value+in+the+Drosophila+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Graded encoding of food odor value in the Drosophila brain.</a> J Neurosci. 33 (40), 15693-15704 (2013).</li>
<li>Steck, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-throughput+behavioral+paradigm+for+Drosophila+olfaction+-+The+Flywalk%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">A high-throughput behavioral paradigm for Drosophila olfaction - The Flywalk.</a> Sci Rep. 2, 361(2012).</li>
<li>Thoma, M., Hansson, B. S., Knaden, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-resolution+Quantification+of+Odor-guided+Behavior+in+Drosophila+melanogaster+Using+the+Flywalk+Paradigm%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm.</a> J. Vis. Exp. (106), (2015).</li>
<li>Claridge-Chang, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Writing+memories+with+light-addressable+reinforcement+circuitry%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Writing memories with light-addressable reinforcement circuitry.</a> Cell. 139 (2), 405-415 (2009).</li>
<li>Parnas, M., Lin, A. C., Huetteroth, W., Miesenbock, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odor+discrimination+in+Drosophila%3A+from+neural+population+codes+to+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Odor discrimination in Drosophila: from neural population codes to behavior.</a> Neuron. 79 (5), 932-944 (2013).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Le olfactomètre quatre champ décrit ici est un système polyvalent de comportement pour étudier les réponses olfactives des grandes populations de type sauvage et mutant drosophile mouches. Chaque expérience prend ~ 1 h (y compris l&#39;installation, essais expérimentaux, et le nettoyage), et 4-6 expériences peut être effectuée régulièrement chaque jour. Un essai typique utilisant 40-50 mouches pendant 5 minutes génère environ 450.000 suivis de points de données pour l&#39;analyse. La configuration décrite peut ...

La capacité d&#39;adaptation et de répondre à l&#39;environnement extérieur est essentiel pour la survie de tous les animaux. Un animal a besoin pour éviter les dangers, chercher la nourriture et trouver des partenaires, et d&#39;apprendre des expériences précédentes. Les systèmes sensoriels fonctionnent pour recevoir une variété de stimuli, tels que visuelle, chimique et mécanosensorielle, et envoie ces signaux au système nerveux central doit être interprété et décodé. Le cerveau dirige ensuite les comportements moteurs appropriés en fonction de l&#39;environnement perçu, comme la recherche de nourriture ou échapper à un prédateur. Comprendre comment les systèmes sensoriels détectent le monde extérieur, et comment le cerveau décode et dirige les décisions, est un défi majeur en neurobiologie. Drosophila melanogaster est un système de modèle puissant pour étudier comment neuronal comportements de guidage des circuits. En plus d&#39; être simple et peu coûteux à entretenir, la drosophile présentent de nombreux comportements divers et complexes stéréotypés, mais le faire avec un compact système nerveux d&#39;environ 100.000 neurones. Techniques génétiques puissants existent pour manipuler le génome de la Drosophile, et des milliers de lignées transgéniques ont été générées que sélectivement et de façon reproductible étiqueter les mêmes sous - ensembles de neurones 10-13. Ces lignées transgéniques peuvent être utilisées pour manipuler sélectivement l&#39;activité des neurones marqués (activer ou inhiber), et ces manipulations peuvent être utilisées pour étudier comment neuronal comportements de guidage des fonctions. Plusieurs tests comportementaux ont été développés pour étudier divers comportements drosophile. Drosophila, comme beaucoup d&#39; animaux, utilisent leur sens de l&#39; odorat pour guider de nombreux choix de comportement, tels que trouver de la nourriture, trouver copains, et en évitant les dangers. L&#39;olfaction est donc un bon système sensoriel pour étudier comment les stimuli externes sont détectés et interprétés par le système nerveux d&#39;un animal pour guider les choix appropriés. A ce titre, un certain nombre d&#39;essais ont été développés pour Investigating larvaire et les comportements olfactifs adultes. Traditionnellement, les comportements olfactifs chez la drosophile ont été analysés par un paradigme labyrinthe en T à deux choix, qui peut être utilisé pour doser innée et les comportements appris olfactifs 3. Dans cet essai, environ 50 mouches ont le choix entre deux tubes: un tube contenant l&#39;odeur en question et l&#39;autre contient un odorant de commande (généralement le solvant d&#39;odeur). Les mouches sont donnés une période de temps définie pour faire un choix, puis le nombre de mouches qui sont dans les différentes chambres sont comptées. Bien que le labyrinthe en T est un simple test pour de nombreuses expériences, il existe plusieurs limites. Par exemple, les comportements olfactifs sont évalués à un seul point de temps, et les différents choix effectués avant ce point de temps sont rejetées. De même, les comportements individuels des mouches dans la population sont négligées. En outre, le labyrinthe en T nécessite un comptage manuel des mouches, ce qui pourrait introduire des erreurs. Enfin, comme il n&#39;y a que deux choix mesurés, ceréduit la puissance statistique souvent nécessaire pour détecter les changements de comportement subtils. Une alternative à un labyrinthe en T à deux choix est un à quatre quadrants (quatre champs) olfactomètre 14-18. Dans cet essai, les animaux explorent une arène dans laquelle chacun des quatre coins de l&#39;arène est remplie d&#39;une source potentielle d&#39;air odorisé. L&#39;arène a une forme d&#39;étoile froncé pour maximiser la formation de quatre quadrants d&#39;odeurs expérimentalement définis. Si l&#39;odeur est fourni dans l&#39;un des coins, puis il est contenu seulement en ce qu &#39;un quadrant. Les comportements des animaux peuvent être suivis comme ils entrent et sortent le quadrant des odeurs, et facilement par rapport à leur comportement dans les trois quadrants de contrôle. Le dosage de olfactomètre à quatre quadrants ainsi les dossiers de réponse comportementale spatiale et temporelle des stimuli d&#39;odeurs sur une grande arène expérimentale. Le olfactomètre à quatre quadrants a d&#39; abord été développé par Pettersson et al. 15 et Vet et al. 17 pour étudier l&#39;olusine réponses comportementales des hyménoptères parasites individuels. Faucher et al 18. Et Semmelhack et Wang 16 adapté le programme d&#39; installation pour surveiller les réponses olfactives de Drosophila individuelle. Le olfactomètre à quatre quadrants est également sensible aux réponses attractives et répulsives, permettant une large gamme de produits odorants et conditions d&#39;essai. Logiciel de suivi de la mouche Custom-écrit, développé par Alex Katsov 19 et actuellement maintenu par Julian Brown (détaillées dans les matériaux), a présenté des avantages supplémentaires aux implémentations plus récentes de l&#39;olfactomètre à quatre quadrants 14,20-23. Il est maintenant possible de tester jusqu&#39;à 100 mouches simultanément à haute spatiale (27,5 pixels / cm) et temporels (30 images par seconde) de résolution, qui permet d&#39;extraire différents paramètres, tels que la position, la vitesse et l&#39;accélération des mouches à tout point de temps. Cela permet à des enquêtes sur la dynamique des réactions comportementales des mouches à odeurs 20 </sup&gt;. Il convient de noter toutefois que l&#39;identité des mouches individuelles au sein de la population au cours de la période de suivi de piste entière n&#39;a pas été maintenue. Au lieu de cela, chaque piste de mouche est enregistré pour aussi longtemps que deux pistes de mouche ne se croisent pas. À ce moment-là, de nouvelles pistes sont attribuées après vol divergent. En intégrant d&#39; autres logiciels de vidéo-capture (détaillées dans le tableau Matériaux), la même configuration permet des périodes de suivi flexibles et pourrait être utilisé pour suivre les mouches jusqu&#39;à 24 heures en prenant des images à une vitesse inférieure. Cette option a été utilisée pour étudier les comportements de ponte de mouches et de comparer leurs positions du corps avec les préférences de ponte 14. Le olfactomètre quatre champ peut également être utilisé pour étudier les réponses à multimodal (par exemple , olfactives et visuelles) stimuli, ou de combiner optogenetic 9 ou thermogénique 21 stimulation avec des présentations de stimuli sensoriels. En outre, la haute résolution temporelle permet l&#39;extraction de trajectoires for chaque mouche individuelle dans l&#39;ensemble de données ensemble. Par conséquent, la méthode permet enquête sur les comportements de la population olfactifs guidée et aussi les interactions sociales individuelles. Les données générées par cet essai sont robustes et très reproductible, ce qui permet l&#39;utilisation de l&#39;olfactomètre quatre trames pour les écrans de comportement. Nous décrivons ici l&#39;ensemble de configuration pour un olfactomètre à quatre quadrants. Nous démontrons en outre son utilisation dans le dosage de l&#39;attraction olfactive en réponse à vinaigre de cidre et de répulsion en réponse au propionate d&#39;éthyle très concentré. Enfin, nous décrivons et fournissons un exemple de code pour l&#39;analyse des données de suivi de vol enregistrées.

<table><tbody><tr><td><système de distribution d>air puissantnbsp ; </td><td></td><td></td><td>(Quantité nécessaire)</td></tr><tr><td>Tubes et connecteurs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Thermoplastic NPT(F) Manifolds</td><td>Cole-Parmer, IL, USA</td><td>R-31522-31</td><td>1</td></tr><tr><td>Mamelon réducteur hexagonal (1/4MNPT->1/8MNPT)</td><td>McMaster-Carr, IL, USA</td><td>5232T314</td><td>1</td></tr><tr><td>Tube ( ID :1/8)</td><td>McMaster-Carr, IL, USA</td><td>5108K43</td> Tubes de <td>50 pieds</td></tr><tr><td>(ID :1/16)</td><td>McMaster-Carr, IL, USA</td><td>52355K41</td><td>100 Ft</td></tr><tr><td>Raccords de tubes barbelés</td><td>McMaster-Carr, IL, USA</td><td>5117K71</td><td>1 paquet</td></tr> de <tr><td>raccords de tubes Push-to-connect</td><td>McMaster-Carr, IL, USA</td><td>5779K102</td><td>4</td></tr><tr><td>raccords de tubes barbelés (1/4MNPT->1/8BF)</td><td>McMaster-Carr, IL, États-Unis</td><td>5463K439</td><td>1 paquet (10)</td></tr><tr><td>Raccords de tubes cannelés (1/8MNPT->1/8BF)</td><td>McMaster-Carr, IL, USA</td><td>5463K438 paquet de</td><td>2 (10)&nbsp ;</td></tr><tr><td>Raccords de tubes barbelés (1/8MNPT->1/16BF)</td><td>McMaster-Carr, IL, USA</td><td>5463K4</td><td>paquet de 2 (10)&nbsp ;</td></tr><tr><td>Raccords de tubes barbelés (1/4MNPT->1/4BF)</td><td>McMaster-Carr, IL, USA&</td><td>nbsp ; 5670K84</td><td>1</td></tr><tr><td>Bouchon à tête hexagonale</td><td>McMaster-Carr, IL, USA</td><td>48335K152</td><td>1</td></tr><tr><td>Régulateur de pression d’air, filtre à air et débitmètres</fort></td><td></td><td></td><td><fort>(Quantité nécessaire)</fort></td></tr><tr><td>Unité de séchage de gaz labatoire</td><td>W A HAMMOND DRIERITE CO LTD, OH, USA</td><td>Modèle : L68-NP-303 ; stock #26840</td><td>1</td></tr><tr><td>Cadres multitubes pour tubes d’écoulement de 150 mm</td><td>Cole-Parmer, IL, USA</td><td>R03215-30</td><td>1</td></tr><tr><td>Cadres multitubes pour tubes d’écoulement de 150 mm</td><td>Cole-Parmer, IL, USA</td><td>R03215-76</td><td>1</td></tr><tr><td>Tubes d’écoulement de 150 mm</td><td>Cole-Parmer, IL, USA</td><td>R-03217-15</td><td>Cartouche</td></tr> à <tr><td>9 vannes</td><td>Cole-Parmer, IL, USA</td><td>R-03218-72</td><td>9</td></tr><tr><td>Régulateur d’air de précision</td><td>McMaster-Carr, IL, USA</td><td>6162K13</td><td>1</td></tr><tr><td>Électrovannes</td><td>Automate Scientific, Berkeley, CA</td><td>02-10i</td><td>4</td></tr><tr><td>Contrôleur d’électrovanne</td><td>ValveLink 8.2, Automate Scientific, Berkeley, CA</td><td>01-18</td><td>1</td></tr><tr><td>Débitmètre électronique</td><td>Honeywell</td><td>AWM3100V</td><td>1</td></tr><tr><td>DAQ (NI USB-6009, National Instruments) et a&nbsp ;</td><td>National Instruments</td><td>NI USB-6009</td><td>1</td></tr><tr><td>Bloc d’alimentation</td><td>Extech Instruments</td><td>382200</td><td>1</td></tr><tr><td>Chambres anti-odeurs Pot</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>en polypropylène à large ouverture 2 oz ; 60 ml</td><td>Nalgene</td><td>562118-0002</td><td>Au moins 5 sont nécessaires par expérience, mais une chambre distincte est nécessaire pour chaque distribution de chaque odorisant. Disponible chez Container Store, pièce #635114)</td></tr><tr><td>Chambre odorante en verre, bouteille Sunburst de 0,25 oz</td><td></td><td>LB4B</td><td>Au moins 5 sont nécessaires par expérience.</td></tr><tr><td>Vanne « In » pour chambre d’odorat</td><td>Smart Products, Inc., CA, USA</td><td>214224PB-0011S000-4074</td><td>1 de ces pièces est utilisée par chambre d’odorat mais elles doivent être remplacées fréquemmentVanne</td></tr> <tr><td>de sortie pour chambre d’odorat</td><td>Smart Products, Inc., CA, USA</td><td>224214PB-0011S000-4074</td><td>1 de ces pièces est utilisée par chambre d’odorat mais elles doivent être remplacées fréquemment</td></tr><tr><td>Joint torique</td><td>RT Dygert International, MN, USA</td><td>AS568-029 Buna-N O-R</td><td>1 paquet (100)</td></tr><tr><td>Fly arena, camera et behavior boxes</td><td></td><td></td><td>(Quantité nécessaire)</td></tr><tr><td>Behavior and camera box material</td><td>Interstate plastics, CA, USA</td><td>ABS noir extrudé (https://www.interstateplastics.com/Abs-Black-Extruded-Sheet-ABSBE~~ST.php)</td><td>1803 sq inch</td></tr><tr><td>Téflon pour manège à mouches et chambres à odeurs, 3/8 » d’épaisseur, 12 » x 12</td> » <td>McMaster-Carr, IL, USA</td><td>8545K27&nbsp ;</td><td>1</td></tr><tr><td>Plaques de verre, 1/8 » d’épaisseur, 9 » x 9"</td><td>McMaster-Carr, IL, États-Unis</td><td>8476K191&nbsp ;</td><td>deux</td></tr><tr><td>Contrôleur thermoélectrique à double action</td><td>WAtronix Inc, CA, USA</td><td>DA12V-K-0</td><td>1</td></tr><tr><td>IR LED array</td><td>Advanced Illumination, Rochester, VT, USA</td><td>AL4554-88024, PS24-TL</td><td>2 matrices de LED et une alimentation électrique</td></tr><tr><td>Climatiseur Unité</td><td>Melcor Store</td><td>&nbsp ; MAA280T-12</td><td>1</td></tr><tr><td>Système d’imagerie</td><td></td><td></td><td>(Quantité nécessaire)</td></tr><tr><td>Cosmicar/Pentax C21211TH (12.5 mm F/1.4) Objectif à monture C</td><td>B ET H PHOTO AND ELECTRONICS CORP, NY, USA</td> PEC21211 <td>KP</td><td>1</td></tr><tr><td>CCXC-12P05N Câble d’interconnexion</td><td>B ET H PHOTO AND ELECTRONICS CORP, NY, États-Unis</td><td>SOCCXC12P05N</td><td>1</td></tr><tr><td>DC-700 Adaptateur d’appareil photo</td><td>B ET H PHOTO AND ELECTRONICS CORP, NY, USA</td><td></td> SODC700 <td>1</td></tr><tr><td>B+W 40,5 093 Filtre IR</td><td>B ET H PHOTO AND ELECTRONICS CORP, NY, USA</td><td>65-072442</td><td>1</td></tr><tr><td>TiFFEN 40.5 mm Polariseur circulaire</td><td>Amazon</td><td></td><td>1</td></tr><tr><td>Caméra vidéo IR</td><td>Source de vision industrielle, FL, États-Unis</td><td>Sony XC-EI50 (SY-XC-E150)</td><td>1</td></tr><tr><td>Convertisseur vidéo USB</td><td>The Imagingsource, NC, USA</td><td>DFG/USB2-It</td><td>1</td></tr><tr><td>iFlySpy2 (logiciel de suivi des mouches)</td><td>Julian Brown, Stanford, Calfornia : julianrbrown@gmail.com</td><td>iFlySpy2</td><td>1</td></tr><tr><td>IC Capture 2.2 software</td><td>The Imagingsource, NC, États-Unis (http://www.theimagingsource.com/en_US/products/software/iccapture/)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Divers</td><td></td><td></td><td>(Quantité nécessaire)</td></tr><tr><td>Outil rotatif Dremel</td><td>Dremel, Racine, WI, USA</td><td>Dremel 8000-03&nbsp ;</td><td>1</td></tr><tr><td>Forets diamantés pour la découpe du verre</td><td>Disponible auprès de différents fournisseurs ; MSC industrial Supply Co, Melville, NY</td><td>90606328</td><td>1</td></tr></tbody></table>

comportements olfactifs dosées par tracking computer of<em&gt; drosophila</em&gt; dans un olfactométre quatre quadrants

Olfactory Behaviors Assayed by Computer Tracking Of Drosophila in a Four-quadrant Olfactometer

Un défi majeur en neurobiologie est de comprendre comment les circuits neuronaux fonctionner pour guider les comportements des animaux appropriés. Drosophila melanogaster est un excellent modèle pour de telles enquêtes en raison de ses comportements complexes, techniques génétiques puissants, et le système nerveux compact. Laboratoire des essais de comportement ont longtemps été utilisés avec la drosophile pour simuler les propriétés de l&#39;environnement naturel et d&#39; étudier les mécanismes neuronaux sous - jacents aux comportements correspondants (par exemple phototaxie, chimiotactisme, apprentissage sensoriel et de la mémoire) 1-3. Avec la récente disponibilité de grandes collections de lignées transgéniques Drosophila qui étiquettent des sous - ensembles de neurones spécifiques, tests comportementaux ont pris un rôle de premier plan pour relier les neurones avec des comportements 4-11. paradigmes polyvalents et reproductibles, ainsi que les routines de calcul sous-jacentes à l&#39;analyse des données, sont indispensables pour des tests rapides de lignes de mouches des candidats avec divers genotypes. Sont particulièrement utiles les configurations qui sont flexibles dans le nombre d&#39;animaux testés, la durée des essais et la nature des stimuli présentés. Le dosage de choix devrait également générer des données reproductibles qui sont faciles à acquérir et à analyser. Ici, nous présentons une description détaillée d&#39;un système et d&#39;un protocole pour tester les réponses comportementales de Drosophila vole dans une grande arène de quatre champs. La configuration est utilisée ici pour évaluer la réponse de mouches à un seul stimulus olfactif; cependant, la même configuration peut être modifiée pour tester olfactives multiples, des stimuli visuels ou optogénétiques, ou une combinaison de ceux-ci. La configuration de l&#39;olfactomètre enregistre l&#39;activité des populations de mouches répondant aux odeurs, et les méthodes analytiques de calcul sont appliquées pour quantifier les comportements de mouche. Les données recueillies sont analysées pour obtenir une lecture rapide d&#39;un essai expérimental, ce qui est essentiel pour la collecte de données efficace et l&#39;optimisation des conditions expérimentales.

Les quatre quadrants olfactomètre dossiers d&#39;analyse et analyse les activités de marche de beaucoup de mouches sur un grand espace de comportement. Odorants peuvent être introduits dans les air-courants qui entrent dans un, deux, trois ou les quatre quadrants. En l&#39;absence d&#39;odeurs, les mouches se déplacer librement entre les quatre quadrants. Ce comportement est essentiel d&#39;observer car elle indique que les biais un-intentionnel n&#39;a pas été introduit dans le dosage. ...

Nous décrivons ici une configuration comportementale et une méthode d’analyse de données permettant de doser les réponses olfactives de jusqu’à 100 mouches du vinaigre (Drosophila melanogaster). Ce système peut être utilisé avec un ou plusieurs stimuli olfactifs, et adaptable pour l’activation optogénétique ou le silençage de sous-ensembles neuronaux.

Comportements olfactifs dosées par Tracking Computer Of<em&gt; Drosophila</em&gt; Dans un Olfactométre quatre quadrants

A key challenge in neurobiology is to understand how neural circuits function to guide appropriate animal behaviors. Drosophila melanogaster is an ...

L'objectif général de ce dispositif est d'analyser les comportements olfactifs de mouches dans un olfactomètre à quatre quadrants à l'aide d'un script fourni de suivi automatisé des mouches. Cette méthode peut aider à répondre à des questions essentielles sur la manière dont les systèmes neuronaux olfactifs perçoivent le monde extérieur, et sur la façon dont le cerveau décode et oriente les décisions comportementales. Le principal avantage de cette technique est qu'elle est polyvalente et robuste, et permet de répéter les tests de réponses olfactives par une population de mouches dans un grand espace expérimental.Pour ce protocole, préparez cinq chambres à odeurs composées chacune d'un récipient extérieur en plastique, d'un récipient intérieur en verre et d'un bouchon intermédiaire en téflon (PTFE) sur mesure. Ce bouchon est un couvercle d'origine dont la partie centrale a été retirée et auquel sont fixées deux valves à sens unique. Utilisez quatre de ces chambres à odeurs comme témoins de solvant, et une chambre pour l'odeur test.Vérifiez que chaque chambre est propre, puis chargez un récipient d’arôme avec un millilitre de solvant ou de dilution d’arôme. Ensuite, vérifiez la position du récipient dans la chambre en plastique et assurez-vous qu’aucun liquide ne s’est renversé. Fixez le couvercle à l’aide du bouchon vissé et d’un joint torique sur l’insert en PTFE afin d’éviter toute fuite.Élever les mouches sur un milieu standard à base de farine de maïs. Dans un flacon standard, placer 30 mâles et 30 femelles, et laisser les œufs être pondus pendant cinq jours à température ambiante. À partir de tels flacons, collecter les mouches nouvellement écloses.Pour chaque cohorte expérimentale, collecter 25 mouches mâles et 25 mouches femelles sous une brève anesthésie au dioxyde de carbone et laisser la cohorte vieillir sur un milieu standard pour mouches pendant deux à quatre jours. Entre 40 et 42 heures avant l'expérience, transférer la cohorte dans un flacon contenant environ 10 millilitres de gel d'agarose à un pour cent pour assurer l'humidité sans nourriture. La privation de nourriture permet d'augmenter l'activité motrice globale, et plus de 90 % des mouches devraient survivre au processus de jeûne.Si plus de 10 % meurent, ce qui peut arriver avec un génotype faible, essayez d'appliquer une privation de nourriture d'une journée à toutes les mouches de l'expérience. Au moins cinq minutes à l'avance, allumez le régulateur de température et réglez-le à 25 degrés Celsius. Ensuite, reliez les chambres à odeur à l'arène à l'aide d'un tube en plastique.Vérifiez le débit d'air dans chaque quadrant de l'arène à l'aide d'un débitmètre électronique. Assurez-vous que les flux d'air de contrôle et d'agent odorant fonctionnent tous deux à 100 millilitres par minute. Les mouches sont très sensibles au débit d'air, et il est essentiel de vérifier le débit d'air de chaque quadrant avant chaque expérience.Nettoyez maintenant l'arène et les plaques de verre à l'aide d'éthanol à 70 %. Essuyez toutes les pièces deux à trois fois et laissez-les sécher complètement à l'air avant de poursuivre. Ensuite, fixez les plaques de verre à l'arène à l'aide de pinces.Ensuite, transférez les mouches dans l'arène sans anesthésie. À l'aide de la gravité, laissez-les entrer par le trou dans l'une des plaques de verre, puis recouvrez le trou avec une maille circulaire. Placez maintenant l'arène chargée de mouches dans la chambre étanche à la lumière.Ensuite, connectez les quatre flux d'air de contrôle à chaque coin de l'arène. Fermez la porte de la chambre et laissez les mouches s'acclimater au nouvel environnement pendant 10 à 15 minutes. Après la période d'acclimatation, effectuez une expérience témoin de cinq à dix minutes au cours de laquelle les mouches sont exposées à quatre flux d'air de contrôle.Il est essentiel d'analyser immédiatement les données. Si les mouches ne sont pas uniformément réparties dans l'arène, celle-ci doit être réinitialisée. Il est crucial de tester le comportement des mouches témoins exposées uniquement à de l'air pur.Cela permettra rapidement de vérifier que toutes les conditions ambiantes sont normales. Une fuite de lumière, un déséquilibre thermique, une arène inclinée ou une contamination par des odeurs peuvent tous causer des problèmes. Si nécessaire, éliminez les mouches et nettoyez à nouveau l'arène.Si une contamination par un odorant est suspectée, remplacez tous les tubes. Continuez à répéter le test témoin avec de nouveaux lots jusqu'à ce que les animaux ne montrent aucune préférence pour l'un des quatre quadrants. Ensuite, connectez la chambre d'odorant de test au dispositif à l'aide d'un robinet à trois voies, ou reconnectez les tubes et effectuez une expérience de test pendant cinq à dix minutes.Pour des enregistrements expérimentaux plus longs, arrêtez et redémarrez rapidement le programme de suivi toutes les 20 minutes, sinon les fichiers de données seront trop volumineux. Entre les tests, éliminez les mouches, nettoyez l'arène et les plaques de verre avec de l'éthanol à 70 %, puis remplacez les tubes de connexion. Maintenez un flux d'air sec afin de purger continuellement le système.Pour des raisons d'efficacité, il est conseillé d'avoir deux arènes afin de permettre le nettoyage pendant les expériences. Si plusieurs expériences sont réalisées le même jour, veillez particulièrement à ce qu'aucune odeur résiduelle d'un essai précédent ne persiste dans le système. Ce problème est généralement négligeable avec de faibles concentrations d'odeur ou avec le CO2, mais pour des stimuli fortement concentrés, un intervalle pouvant atteindre 24 heures entre deux expériences peut être nécessaire.Pour l'analyse des données, utilisez la routine Matlab sur mesure fournie afin de convertir les données au format Matlab. Chargez le fichier de données brutes généré en temps réel par le logiciel de suivi, puis créez un masque spatial qui suit les contours de l'arène. Appliquez ce masque aux données brutes pour supprimer tous les points de données situés en dehors de l'arène, car ils représentent du bruit.Ensuite, supprimez tous les points de données qui se déplacent à moins de 0,163 centimètre par seconde pendant plus de trois secondes. Ces données sont probablement du bruit ou correspondent à des mouches immobiles. Visualisez maintenant les points de données restants en les traçant tous au cours des périodes d'enregistrement.Les données peuvent également être visualisées sous forme de trajectoires individuelles. Les limites de l'odeur peuvent être rapidement estimées à partir des données comportementales des mouches. Ensuite, calculez l'indice d'attraction et effectuez les tests statistiques comme décrit dans le protocole textuel.25 mouches mâles et 25 mouches femelles ont été testées dans l'appareil comportemental. En réponse à de l'air sec, les mouches ont exploré toute l'arène sans préférence pour un quadrant particulier. La ligne indique la trajectoire suivie par une mouche.Lorsque du vinaigre de cidre a été introduit dans le flux d'air du quadrant supérieur gauche, la majorité des mouches ont été attirées par ce quadrant odorant. Lorsqu'un odorant répulsif, le propionate d'éthyle à 10 %, a été introduit dans le quadrant supérieur gauche, ce quadrant a été évité. L'indice d'attraction de ce quadrant s'est établi à 0,68.L'indice d'attraction est l'indice le plus couramment utilisé dans la mesure de la réponse olfactive. Une valeur supérieure ou inférieure à zéro indique respectivement une attraction ou une répulsion. Le script compense les légères variations de position de l'arène entre les essais.Les points de données qui auraient pu être du bruit ou correspondre à des mouches immobiles ont été supprimés. Bien que le test puisse être effectué sur n'importe quelle durée, il est intéressant d'observer les changements dans les déplacements de la cohorte par intervalles de 10 secondes afin de mieux percevoir l'habituation aux odeurs et d'autres phénomènes. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de réaliser et d'analyser efficacement les comportements olfactifs dans un test à quatre compartiments.Une fois maîtrisé, chaque expérience olfactive peut être réalisée en environ une heure, et nous effectuons habituellement quatre à six expériences au cours d'une même journée.

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Dans cet article, vidéo, nous décrivons une nouvelle méthode permettant la construction de gradients odorant avec des géométries stable et contrôlable. Nous illustrer brièvement comment ces gradients peuvent être utilisées pour dépister les défauts olfactifs (anosmie complète et partielle) et d'étudier les caractéristiques plus subtiles du comportement chimiotaxie.

Haute résolution de mesure du comportement Odor-Driven dans les larves de drosophile

Nous décrivons ici comment optimiser l'image vidéo acquise pour une olfactives magnétique attache (OMT) des appareils. Nous décrivons également deux protocoles échantillon expérimental pour l'étude de visio-olfactive de fusion.

Visuellement Suivi Odeur Mediated Pendant le vol chez la drosophile

Les mouches des fruits ont un système olfactif complexe, peuvent discriminer des centaines d’odorants et utiliser leur odorat pour orienter les décisions comportementales. Cette vidéo décrit le test de l’olfactomètre à quatre voies, une méthode permettant d’étudier les réponses comportementales olfactives chez les mouches. Le clip de protocole présenté montre comment manipuler les mouches de test et quelles sont les étapes critiques lors de la réalisation du test.

Dosage de l’olfactomètre à quatre voies : une méthode pour évaluer les réponses des signaux odorants chez la drosophile

Cette vidéo décrit une méthode pour tester le comportement olfactif exploratoire chez la mouche des fruits, appelée le labyrinthe en Y. Le clip de protocole présenté montre comment configurer et effectuer le test.

drosophile Essai du labyrinthe en Y : une méthode pour évaluer les réponses olfactives chez les mouches

Dans cet article, vidéo, nous décrivons un test automatisé pour mesurer l'effet de la faim ou de satiété sur le comportement dépend olfactif de recherche de nourriture dans le fruit de mouche adulte Drosophila melanogaster.

Une simple mouche Essai de comportement alimentaire dans Drosophila

Nous présentons un test à choix de révéler l'influence de substances odorantes sur le comportement de drosophile en utilisant un dosage labyrinthe en Y.

Expérimentation<em&gt; Drosophila</em&gt; Olfaction avec un dosage labyrinthe en Y

Le Flywalk système de suivi automatisé est utilisé pour la haute résolution de quantification comportement d'odeur guidé dans Drosophila melanogaster.

Haute résolution La quantification du comportement Odor-guidée dans<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Utilisation de la<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigm

Ce protocole analyse le comportement de navigation de larve de drosophile en réponse à la stimulation simultanée d’optogenetic de ses neurones olfactifs. Lumière de longueur d’onde de 630 nm permet d’activer les neurones olfactifs individuels exprimant une rhodopsine canal décalée vers le rouge. Mouvement larvaire est suivi en même temps, d’enregistrement numérique et analysées à l’aide du logiciel d’écriture personnalisée.

Analyser le comportement larves de drosophile en réponse à une Stimulation des neurones olfactifs Optogenetic

Le trouble du spectre autistique (TSA) est associé à un comportement social et communicatif altéré et à l’émergence d’un comportement répétitif. Pour étudier l’interrelation entre les gènes TSA et les déficits comportementaux dans le modèle de la drosophile , cinq paradigmes comportementaux sont décrits dans cet article pour mesurer l’espacement social, l’agressivité, la parade nuptiale, le toilettage et le comportement d’habituation.

Paradigmes pour l’évaluation comportementale dans le modèle de trouble du spectre autistique de la drosophile

Procédures pour l'enregistrement haute densité de données EEG et du regard pendant jeu vidéo basé sur les tâches cognitives sont décrites. L'utilisation d'un jeu vidéo pour présenter des tâches cognitives améliore la validité écologique sans sacrifier le contrôle expérimental.

Jeu-Based Computer combinant les expériences comportementales à haute densité Suivi Gaze EEG et infrarouge

Découvrez comment évaluer les comportements olfactifs de Drosophila melanogaster à l'aide d'un olfactomètre à quatre quadrants et d'un logiciel de suivi automatisé. Cette méthode robuste permet de tester des populations importantes de mouches et d'étudier les mécanismes neuronaux de la détection olfactive.

Comportements olfactifs dosées par Tracking Computer Of

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