Synthèse contrôlée et le suivi Fluorescence de très uniforme Poly ( N -isopropylacrylamide) microgels

L’objectif général de ce travail est d’étudier le comportement dynamique et l’interaction des particules colloïdales molles dans des dispersions de différentes densités de particules au voisinage de la transition vitreuse. Les microgels sont des objets mous qui peuvent adapter leur taille, leur forme et leur mobilité en fonction de leur environnement. Contrairement aux particules colloïdales rigides, de nombreuses questions restent ouvertes concernant le comportement des microgels mous.

Le principal avantage de la microscopie à fluorescence à champ large est la possibilité de localiser des microgels uniques avec une grande précision, de suivre directement leur mouvement en C2 et d’analyser les quantités de diffusion. Pour étudier la dynamique des microgels uniques dans les systèmes denses, seul un petit nombre de microgels doit être marqué par fluorescence. La polymérisation par précipitation non agitée permet la synthèse parallèle de microgels avec des conditions de réaction variables pour s’adapter facilement à la taille des microgels marqués et non marqués.

La diffusion dynamique de la lumière fournit les rayons hydrodynamiques moyens des microgels avec une précision de quelques nanomètres. Dissoudre 1,8 gramme de NIPAM et 24 milligrammes de BIS dans 245 millilitres d’eau filtrée doublement distillée dans un flacon à fond rond à trois cols de 500 millilitres équipé d’un condenseur à reflux, d’un agitateur et d’un septum en caoutchouc. Insérez un thermomètre et une aiguille de 120 millimètres pour l’apport d’azote par le septum.

Chauffez la solution à 60 degrés Celsius tout en remuant. Ensuite, désoxygénez la solution en la purgeant à l’azote pendant 40 minutes. Préparez simultanément une solution initiatrice de 155 milligrammes de persulfate de potassium, ou KPS, dans cinq millilitres d’eau filtrée doublement distillée, et faites bouillonner la solution avec de l’azote pour éliminer l’oxygène.

Ensuite, lavez une seringue avec de l’azote et transférez la solution complète de KPS de cinq millilitres dans une seringue lavée à l’azote équipée d’une aiguille de 120 millimètres. Soulevez l’aiguille d’azote au-dessus du niveau de la solution dans la fiole à trois cols et ajoutez rapidement la solution de KPS à travers le septum en caoutchouc dans le réacteur. Laissez la polymérisation se poursuivre pendant une heure sous flux d’azote et en agitant lentement à 60 degrés Celsius.

Utilisez un entonnoir Buchner et du papier filtre pour filtrer la solution de réaction chaude et jetez tous les gros agrégats. Après avoir laissé refroidir la dispersion, centrifugez et redispersez la dispersion trois fois pendant 40 minutes à 257 000 fois G.Enfin, redispersez le sédiment dans une quantité minimale viable d’eau doublement distillée avant de lyophiliser la dispersion pour le stockage. Pesez 257,7 milligrammes de NIPAM, 3,5 milligrammes de BIS et 1,5 milligramme de colorant méthacryloxyéthylthiocarbamoyl rhodamine B dans un récipient en verre, et ajoutez 10 millilitres d’eau filtrante double distillée.

Préparez la même solution sans le colorant dans un récipient en verre séparé. Appliquez des ultrasons sur la solution de colorant pendant 15 minutes pour dissoudre le colorant dans l’eau. Préparez diverses dilutions de la solution de monomère avec le colorant pour obtenir une série de concentrations.

Ici, un colorant dans la plage de concentration de 02 à 0,1 millimole par litre est utilisé. Ensuite, dissolvez 8,4 milligrammes de KPS dans 10 millilitres d’eau filtrée doublement distillée pour obtenir la solution initiatrice. Transférez 0,5 millilitre de la série de concentration et 05 millilitres de la solution KPS dans des tubes à essai d’un diamètre de 10 millimètres pour obtenir les solutions de réaction finales.

Scellez les tubes avec des septa en caoutchouc. Préchauffez un bain d’huile dans un récipient en verre à double paroi relié à un circulateur de chauffage à 63 degrés Celsius. Désoxygéner les solutions réactionnelles en les purgeant à l’azote à l’aide d’aiguilles de 120 millimètres pendant 20 minutes.

Ensuite, insérez les tubes dans une plate-forme flottante et plongez la plate-forme dans le bain d’huile préchauffé. Réglez la température à 60 degrés Celsius. Pour un réglage granulométrique de haute précision, le contrôle de la température pendant la réaction initiale doit être rigoureux, généralement plus ou moins 0,1 degré Celsius.

Laissez la réaction se poursuivre pendant une durée appropriée. En règle générale, une heure suffit. Après la réaction, transférez rapidement les tubes de réaction dans un four à 60 degrés Celsius.

Mettez une goutte de la dispersion chaude dans 10 millilitres d’eau doublement distillée filtrée, préchauffée sur la température de transition de phase volumique poly-NIPAM afin de mesurer les rayons hydrodynamiques des particules à l’état effondré. Laissez le reste des dispersions refroidir à température ambiante et transférez-les dans des tubes à centrifuger. Après centrifugation de la solution, diluez les microgels dans deux millilitres d’eau filtrée doublement distillée pour les utiliser comme particules traceuses.

Pour la détermination du rayon hydrodynamique à l’état replié par diffusion dynamique de la lumière, lavez d’abord les cuvettes et la verrerie avec de la vapeur d’acétone. Transférez environ un millilitre de dispersion de particules diluées dans une cuvette de mesure. Tempérez le bain d’allumage d’index de goniomètre à diffusion de lumière dynamique à 50 degrés Celsius et transférez l’échantillon sur l’instrument sans le laisser refroidir.

Insérez la cuvette d’échantillonnage et déplacez le bras du détecteur à l’angle de diffusion réduit. Après avoir vérifié le profil du faisceau et la plage de comptage comme décrit dans le protocole de texte, déplacez le bras du goniomètre à l’angle de diffusion le plus élevé. Vérifiez que le taux de comptage est encore suffisamment élevé pour la mesure.

Si l’intensité est trop faible, déplacez le bras à un angle de diffusion plus faible. Ensuite, vérifiez visuellement le faisceau à travers le verre du bain de toluène à l’angle de diffusion le plus bas. Si une lueur autour du faisceau incident est observée, une diffusion multiple se produit.

Acquérez 20 corrélogrammes entre l’angle de diffusion minimum et maximum avec un temps d’acquisition minimum de 60 secondes. Augmentez le temps d’acquisition pour les grands angles de diffusion de faible intensité si nécessaire. Utilisez une lentille d’objectif appropriée du grossissement et de l’ouverture souhaités pour l’excitation des traceurs et la collecte simultanée de la fluorescence de l’échantillon.

Dans ce travail, un objectif à immersion dans l’huile à ouverture numérique 100X, 1,3 est utilisé. Placez la chambre d’humidité sur une table XYZ pi-SO qui s’adapte à un microscope. Pour éviter que l’échantillon ne sèche, placez une lamelle nettoyée au plasma dans la chambre d’humidité et pipetez 10 microlitres de la concentration souhaitée de dispersion poly-NIPAM.

En fonction des spectres d’excitation et d’émission du colorant fluorescent, utilisez un laser approprié pour l’excitation et ajustez la puissance du laser en conséquence. Un laser à semi-conducteurs à pompe à diode de 561 nanomètres est utilisé ici à une puissance laser constante de 16 milliwatts. Pour obtenir un éclairage homogène de l’échantillon, couplez le laser dans une fibre multimode, secouez la fibre à l’aide d’un vortex pour calculer temporairement les taches laser et projetez l’extrémité de la fibre dans le plan de l’échantillon.

Calibrez la distance Z à partir de la réflexion arrière de la lamelle, et focalisez plusieurs micromètres sur l’échantillon en déplaçant légèrement l’objectif vers le haut, et fixez la position Z à l’aide d’un compensateur Z. Cela évite tout effet d’interface avec le lamelle. Ajustez les paramètres du détecteur, tels que le temps d’exposition, à l’intensité du signal fluorescent.

Dans ce cas, une caméra EMCCD est utilisée avec un temps d’exposition de 0,1 seconde en mode multiplicateur d’électrons et un gain de 50. Acquérez plusieurs films avec le nombre approprié d’images pour obtenir un temps de latence adéquat pour calculer le déplacement quadratique moyen des microgels dans différentes régions de l’échantillon. Huit lots de microgels marqués ont été synthétisés.

Pour six lots, le corrélogramme taux de décroissance augmente linéairement par rapport au carré de l’amplitude du vecteur de diffusion, ce qui indique une distribution granulométrique étroite. Un ajustement par l’origine indique uniquement une diffusion translationnelle. Pour deux lots, un comportement non linéaire est observé.

L’écart est causé par une large distribution granulométrique et un facteur de forme de particule minimum, qui coïncide avec la plage du vecteur de diffusion. Pour obtenir une meilleure estimation du coefficient de diffusion moyen des particules, excluez ces points de l’ajustement. Le rapport signal/bruit élevé permet le suivi des microgels fluorescents.

Leur diffusion est limitée par la matrice de microgel non marquée. Des concentrations plus élevées de matrice de microgel non marquée sur la droite conduisent à un effet de cage prononcé, où les microgels fluorescents sont piégés dans une matrice de microgels non marquée. À de faibles concentrations de matrice de mircogel non marquée, les microgels traceurs présentent une diffusion normale, qui est déduite de l’augmentation linéaire du déplacement carré moyen avec le temps de latence.

Cependant, à des concentrations élevées proches de la transition vitreuse colloïdale, ils présentent une diffusion non linéaire, représentée par une évolution temporelle non linéaire des déplacements carrés moyens. À une concentration plus élevée de matrice de microgels non marqués, les microgels traceurs sont piégés par des voisins non marqués dans des cages transitoires, comme illustré par des pistes groupées pour 12 microgels. La synthèse parallèle à petite échelle permet d’expérimenter rapidement différents paramètres de réaction.

Cela minimise également toute variation expérimentale indésirable due aux différences de température de réaction. En combinaison avec la caractérisation minutieuse de la diffusion dynamique de la lumière, les conditions de réaction pour la bonne taille de microgel peuvent être trouvées rapidement. Dans cette vidéo, nous montrons comment la synthèse contrôlée de microgels nous permet d’étudier la diffusion de microgels uniques dans des solutions de microgels concentrés par microscopie à fluorescence à champ large.

En suivant cette procédure, il sera possible de comprendre comment la structure des microgels contrôle leurs propriétés. Cela ouvrira la porte à la conception de nouvelles matières interactives douces.