Name: Une blessure à la tête modèle Répétitive commotionnant chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-12T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 42 s
Description: Découvrez comment établir un modèle de commotion cérébrale répétitive chez la souris à l'aide d'un système d'impact électromagnétique. Cette méthode permet d'étudier les effets du traumatisme crânien léger sur la fonction cérébrale.

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Ce travail a été soutenu par un financement d’une subvention de Florida Health (Fonds de recherche sur les lésions cérébrales et moelle épinière) (KKW).

Toutes les procédures ont été effectuées en vertu des protocoles # 201207692 approuvés par le soin et l&#39;utilisation des animaux Commission institutionnelle de l&#39;Université de Floride et en conformité avec les National Institutes of Health Guide pour le soin et l&#39;utilisation des animaux de laboratoire. 1. Animal Care <ol><li> Utilisez 3-4 mois vieux mâles C57BL / 6J. Fournir la literie, matériel de nidification, de la nourriture et de l&#39; eau ad libitum. Garder la souris dans des températures ambiantes contrôlées à 20 - 22 ° C avec de la lumière / 12 h-cycles sombres 12 h constants. </li></ol> 2. Pré-impaction Préparation <ol><li> Joindre une silicone pointe en métal recouvert de caoutchouc sur mesure à un dispositif d&#39;impact stéréotaxique électromagnétique. Assurez - vous que le fond plat de la pointe est parallèle à la surface de la pointe de la sonde (figure 1A). </li><li> Anesthetize la souris avec 4% d&#39;isoflurane suivi d&#39;entretien de l&#39;anesthésie de 2,5% d&#39;isoflurane. Vérifier l&#39;anesthésie par l&#39;intermédiaire du débitmètre. Monitor le niveau d&#39;anesthésie jusqu&#39;à ce que l&#39;animal atteint un niveau chirurgical de l&#39;anesthésie en montrant la perte de retrait de la pédale réflexe. </li><li> Placez la souris dans une position couchée sur un coussin chauffant. Utilisez un cône de nez en forme d&#39;entonnoir pour garder la souris sous anesthésie. Complètement raser la tête à l&#39;aide d&#39;une tondeuse. Utilisez la vaseline pommade ophtalmique sur les yeux de la souris pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. </li></ol> 3. Paramètres d&#39;impact Réglage NOTE: Le système d&#39;impact comprend un boîtier de commande pour définir les paramètres d&#39;impact, un actionneur pour effectuer l&#39;impaction, et un cadre stéréotaxique numérique avec 3 axes de mouvement. <ol><li> Pré-régler la vitesse du dispositif d&#39;impact à 4 m / s et le temps de séjour à 240 msec sur le boîtier de commande. </li></ol> 4. Positionnement du Centre d&#39;impact <ol><li> Mettez un coussin chauffant souple sous le corps de l&#39;animal pour maintenir la température du corps près de 39 ° C. Monter la souris dans un cadre stéréotaxique dans un prone position avec les barres d&#39;oreilles extrémités franches. </li><li> Abaisser la pointe d&#39;impact près de la tête de la souris en déplaçant le Z-pilote. Réglez la pointe d&#39;impact plat (9 mm de diamètre) en déplaçant le X et Y conducteurs à mi-chemin de coordonnées cible au-dessus de la suture sagittale. </li><li> Assurez - vous que l&#39; un des bords de la pointe d&#39;impact verticalement parallèle à une ligne horizontale imaginaire tracée entre les deux oreilles (figure 1C). Le centre de l&#39;impact correspond à la mi-chemin sagittal central de suture entre les sutures interfrontal et lambdoïdes (interauraux 9 mm à Interaural 0 mm, latéral 4,5 mm). </li></ol> 5. Impact Profondeur Réglage <ol><li> Pour définir correctement la profondeur de l&#39;impact, utilisez la pointe de la sonde supplémentaire pour remplacer la pointe d&#39;impact de caoutchouc silicone isolé. </li><li> Pour assurer qu&#39;il n&#39;y a pas de décalage du centre d&#39;impact après des conseils de commutation, réglez le X et le canal Y sur le panneau de commande stéréotaxique numérique à zéro avant de changer les pointes. </li><li> Déplacez le probe pointe vers le centre de la zone d&#39;impact en déplaçant manuellement les X et Y lecteurs. </li><li> capteur de contact Clip à la queue de la souris. </li><li> Déplacer l&#39;impacteur (Z lecteur) vers le bas jusqu&#39;à ce que la pointe de la sonde touche la surface du site d&#39;impact. </li><li> Réglez le canal Z sur le panneau de commande stéréotaxique à zéro. </li><li> Déplacez la pointe d&#39;impact vers la zone d&#39;impact en réglant manuellement X et Y conducteurs (PAS les zéro boutons sur le panneau de commande stéréotaxique numérique) jusqu&#39;à ce que X et Y conducteurs sont nuls (où la pointe d&#39;impact a été préalablement positionné). </li><li> Dégager l&#39;actionneur en déplaçant le commutateur de retrait sur le boîtier de commande. Déplacer manuellement l&#39;impacteur vers le bas (pilote Z) de 4 mm. </li></ol> 6. impact <ol><li> Déclencher l&#39;impact en cliquant sur le bouton d&#39;impact sur le boîtier de commande et d&#39;atteindre une profondeur de 4 mm de déformation. </li></ol> 7. Post-impaction <ol><li> Mesurer le temps écoulé entre l&#39;impact jusqu&#39;au premier souffle de la souris à l&#39;aide d&#39;une minuterie. </li><li&gt; Retirer l&#39;animal de l&#39;instrument et les placer sur un tampon chaud pour maintenir leur température corporelle. Ne pas laisser l&#39;animal sans surveillance jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. </li><li> Autoriser la récupération avant de retourner l&#39;animal de retour dans une cage propre. Ne retournez pas un animal à la compagnie d&#39;autres animaux jusqu&#39;à guérison complète. </li><li> Observer et peser les souris par jour. Si les souris montrent des signes de douleur, intrapéritonéale les injecter avec Meloxicam à 1 - 2 mg / kg toutes les 12-24 heures. </li></ol> 8. impaction Répétitive <ol><li> Donner les souris blessures supplémentaires aux jours 4, 7 et 10 après la blessure initiale (intervalle de 72 heures entre les impacts). </li></ol> 9. immunohistochimie (IHC) <ol><li> perfusion Transcardial <ol><li> Anesthetize les souris par injection intrapéritonéale avec 200 m / kg pentobarbital. </li><li> Évaluer et assurer chirurgicale plan anesthésie par un pincement de l&#39;orteil. Secondeure la souris en position couchée en collant doucement les pattes et les pattes arrière sur une surface de travail de styromousse dans une hotte chimique. </li><li> Faire une incision à travers la peau le long de la ligne médiane thoracique de juste sous le processus xiphoïde à la clavicule. Faire deux incisions supplémentaires de la peau au processus xiphoïde et continuer sur la base de la cage thoracique ventrale latéralement. </li><li> Ouvrez la cavité thoracique et d&#39;exposer le coeur en coupant à travers la musculature thoracique et cage thoracique. </li><li> Fixer le cœur battant avec une pince contondants et de faire une 1 - mm incision 2 dans le ventricule gauche. </li><li> Insérer immédiatement une aiguille papillon dans l&#39;oreillette droite. Commencez la perfusion de 20ml solution saline en poussant la seringue lentement. </li><li> Passer de solution saline à 4% de paraformaldehyde. Poursuivre la perfusion avec 20 ml de paraformaldéhyde. </li><li> Décapitez la souris et enlever la peau avec des ciseaux. Isoler le cerveau du crâne à l&#39;aide d&#39;un coupe-os. </li></ol></li><li> Cryostat sectionnant <ol><li> les tissus du cerveau Intégrer dans la température optimale de coupe (OCT) formulation et le gel à -80 ° C. Placer le cerveau dans le cryostat dans une orientation sagittale. coupes de cerveau Couper 5 um d&#39;épaisseur. </li></ol></li><li> tachant <ol><li> Sécher les sections congelées à la température ambiante pendant 1 h. </li><li> Incuber les lames avec 100 ul de sérum de chèvre à 2% et 0,1% de Triton X-100 dans du tampon phosphate salin (PBS) pendant 1 heure à température ambiante. </li><li> Laver les lames 3 fois avec 300 pi de PBS. Puis incuber les lames avec anti-GFAP (1: 200) ou de l&#39;anticorps anti-ferritine (1: 200) séparément pendant une nuit à 4 ° C. </li><li> Laver les lames 3 fois avec 300 pi de PBS. Ensuite incuber les lames pendant 2 heures à la température ambiante avec un anticorps secondaire conjugué à la biotine. </li><li> Laver les lames 3 fois avec 300 pi de PBS. Puis incuber les lames avec complexe (ABC) solution avidine-biotine (01h50) à la température ambiante pendant 30 min. </li><li>Laver les lames 3 fois avec 300 pi de PBS. Puis laisser incuber à la 3,3&#39;-diaminobenzidine solution (DAB) de substrat (50 ml de PBS, 10 ul de H 2 O 2, 10 mg de DAB comprimé, le filtre avant utilisation) pour 5-8 minutes. Observer les lames au microscope jusqu&#39;à ce que les cellules positives apparaissent. </li><li> Rincer les lames à l&#39;eau courante du robinet lente pendant 5 min. Nettoyer les lames avec un laboratoire essuyez. Montez ensuite les sections avec un milieu de montage et lamelle. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont aucun intérêt financier à divulguer.

Pour imiter des lésions cérébrales morphologiquement similaires à l&#39;état clinique, les symptômes post-commotion cérébrale sont attendus. les symptômes post-commotion cérébrale comprennent généralement des maux de tête, des étourdissements, des vertiges, la fatigue, la mémoire et les problèmes de sommeil, problèmes de concentration, ainsi que l&#39;anxiété et humeur dépressive. Puisque les symptômes somatiques peuvent pas encore être mesurable dans des modèles animaux, les changements de moteur et la fonction cogniti...

Commotion, également appelée légère lésion cérébrale traumatique (TCCL), est le cas le plus fréquent de lésion cérébrale traumatique (TBI) et affecte des millions de personnes dans les États-Unis. Commotions peut être difficile à diagnostiquer et il n&#39;y a pas de remède spécifique pour une commotion cérébrale. Il y a une reconnaissance croissante et une preuve que le traumatisme mécanique légère résultant de blessures sportives, le combat militaire, et d&#39; autres activités physiques d&#39; engagement peut avoir des conséquences neurologiques cumulatifs et chroniques 1,2. Cependant, il y a encore un manque de connaissances sur les commotions cérébrales et leurs effets. méthodologie actuelle limite les études de pathologie et le traitement chez l&#39;homme car seule l&#39;évaluation neurologique et l&#39;évaluation de l&#39;imagerie sont disponibles pour le diagnostic clinique. Les modèles animaux fournissent un moyen d&#39;étudier les commotions cérébrales d&#39;une manière efficace, rigoureuse et contrôlée avec l&#39;espoir de diagnostic et de traitement du TCCL. Des études ont adapté TBI traditionnellemodèles tels que l&#39;impact corticale contrôlé (CCI), l&#39;impact percussion de fluide (FPI), blessure à la chute de poids, et les blessures de souffle pour effectuer TCCL et stimulent les sévérités de blessures faibles en changeant les paramètres de blessures. Ces modèles sont avantageux d&#39;utiliser en raison de leur capacité à reproduire un traumatisme cérébral morphologiquement semblables à ceux de l&#39;état clinique; Cependant, ils ont aussi leurs propres limites. La gravité de la lésion induite par une blessure d&#39;accélération (poids chute) est souvent très variable. Les deux résultats de la CCI légère - hémorragie méningée et contusion focale - ne sont pas comparables avec les commotions cérébrales humaines typiques. CCI et FPI exigent une craniotomie, qui ne sont pas cliniquement pertinente, alors que les blessures de souffle est un modèle plus controversée en ce qui concerne les différentes positions de l&#39; exposition et la pression maximale des mesures, ainsi que des blessures secondaires variable au cours de l&#39;exposition 3-6. Un modèle mis à jour des animaux concussive qui peut traduire la recherche pré-clinique dans le setti cliniqueng est nécessaire dans la recherche. La question clé dans la modélisation légère TBI est de définir la gravité des blessures expérimentales, qui reproduit le plus étroitement la blessure dans un cadre clinique. Récemment, différents groupes de recherche ont développé le traumatisme crânien fermé ou un traumatisme crânien concussive (CHI) modèle 7-10. CHI est une modification du CCI sans craniotomie, mais il utilise toujours un système d&#39;impact magnétique électronique traditionnelle pour générer un choc de la tête. Un CHI peut induire une commotion cérébrale allant de légère à modérée en ajustant les paramètres d&#39;impact. Perte de conscience (LOC) peut être observée immédiatement après un choc en détectant une diminution de la fréquence respiratoire ou la cessation temporaire de la respiration. La période de LDC est utilisée pour déterminer la gravité de la blessure. Ce document comprend une version légèrement améliorée et mise à jour d&#39;un modèle répétitif CHI (rCHI) chez la souris, avec un protocole détaillé étape par étape et des résultats représentatifs. La rCHI stratégies de recherche de modèle, unre bénéfique dans la détermination des effets et des traitements potentiels TCL, surtout parce qu&#39;il n&#39;y a pas de modèle animal capable d&#39;imiter tous les changements pathologiques induits par une commotion cérébrale.

<table><tbody><tr><td>appareil d’anesthésie</td><td>Eagle Eye Anesthesia, Inc</td><td>Modèle 150&nbsp ;</td><td>anesthésie</td></tr><tr><td>Impacteur électromagnétique</td><td>LeicaBiosystems</td><td>Impact One Impactor</td><td>perform impaction</td></tr><tr><td>Instrument stéréotaxique numérique</td><td>LeicaBiosystems</td><td>39462501</td><td>souris et pointes de positionnement</td></tr><tr><td>Pointe métallique recouverte de caoutchouc Sicilone</td><td>Outil de précision & Ingénierie, Gainesvill FL</td><td>pointe d’impact</td><td>sur mesure</td></tr><tr><td>Tondeuse tout-en-un au lithium-ion</td><td>WAHL Home Products</td><td>9854-600</td><td>shave mouse hair</td></tr><tr><td>paper clips</td> pointe de <td>sonde</td><td>sur mesure</td><td></td></tr><tr><td>Applicateurs à pointe de coton</td><td>MEDLINE</td><td>MDS202055</td><td>tête de gommage avec solution saline</td></tr><tr><td>Tissue Tek O.C.T.</td><td>ASKURA FINETEK USA INC</td><td>4583</td><td>enrobage tissulaire</td></tr><tr><td>anti-GFAP</td><td>Dako</td><td>CA93013</td><td>anticorps pour IHC</td></tr><tr><td>anti Ferritine</td><td>Sigma</td><td>F6136</td><td>anticorps pour IHC</td></tr><tr><td>VECTASTAIN Elite ABC&nbsp ; kit</td><td>Vector laboratories</td><td>PK-6100</td><td>Système de détection IHC</td></tr><tr><td>Permount Montage Medium</td><td>Fisher Scientific</td><td>SP15-100</td><td></td></tr><tr><td>Aperio XT ScanScope scanner</td><td>Leica Microsystems Inc,balayage</td><td></td> <td>de lames</td></tr><tr><td>Leica AutoStainer XL</td><td>Leica the pathology Company</td><td>ST2010</td><td>H& E coloration</td></tr><tr><td>DAB&nbsp ;</td><td>Système de détection IHC</td> <td>sigma</td><td>D3939</td></tr></tbody></table>

une blessure à la tête modèle répétitive commotionnant chez la souris

A Repetitive Concussive Head Injury Model in Mice

Bien que la commotion cérébrale ou le traumatisme craniocérébral léger (TCLm) soit le cas le plus fréquent de traumatisme craniocérébral, il y a encore un manque de connaissances sur le traumatisme et ses effets. Pour mieux comprendre les commotions cérébrales, les animaux sont souvent utilisés parce qu’ils fournissent un modèle contrôlé, rigoureux et efficace. Des études ont adapté des modèles animaux traditionnels pour effectuer des TCL afin de stimuler la gravité des blessures légères en modifiant les paramètres des blessures. Ces modèles ont été utilisés parce qu’ils peuvent produire des lésions cérébrales morphologiquement similaires à l’état clinique et fournir un spectre de gravité des blessures. Cependant, ils sont limités dans leur capacité à présenter les caractéristiques identiques des blessures chez les patients. En utilisant un système d’impact traditionnel, un modèle de commotion cérébrale répétitive (rCHI) peut induire une commotion cérébrale légère à modérée de type humain. Le degré de lésion peut être déterminé en mesurant la période de perte de conscience (LOC) avec un signe d’arrêt transitoire de la respiration. Le modèle rCHI est avantageux à utiliser pour sa précision et sa simplicité dans la détermination des effets des TCL et des traitements potentiels.

Dans ce modèle (figure 1 AC), il y avait de brèves périodes de halètement et peu profondes respirations. Une perte de conscience (inconsciente) est définie comme une diminution de la fréquence respiratoire ou de la cessation temporaire de la respiration avant de reprendre une respiration normale. Un impact sur le centre de la tête a causé une perte de conscience à court terme (7,5 ± 4,7, 7,8 ± 5,5, 10,2 ± 8,8, 9,5 ± 8,0 sec à chaque impact séparément, figure 1D)....

La commotion cérébrale est le type de traumatisme crânien le plus courant. Par conséquent, un modèle animal de commotion cérébrale répétitive, qui reproduit les caractéristiques importantes d’une blessure chez les patients, peut fournir un moyen d’étudier les commotions cérébrales de manière rigoureuse, contrôlée et efficace.

Une blessure à la tête modèle Répétitive commotionnant chez la souris

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of ...

L'objectif général de cette procédure est de mettre en place un modèle murin de commotion cérébrale répétitive à l'aide d'un système d'impact traditionnel. Ces souris peuvent aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la modélisation des traumatismes crâniens légers, ou TBI, concernant l'effet de la commotion sur la fonction cérébrale. Le principal avantage de cette technique est que le système d'impact à aimant électronique peut être facilement manipulé, et que le processus peut être contrôlé afin de délivrer les impacts.Commencez par fixer une pointe métallique recouverte de caoutchouc de silicone sur mesure à un dispositif d'impact stéréotaxique électromagnétique, en veillant à ce que le fond plat de la pointe recouverte soit parallèle à la surface de la sonde du dispositif d'impact. Ensuite, placez une souris anesthésiée en position prona sur un tapis chauffant, et vérifiez l'absence de réaction à une pincée des orteils. Puis, utilisez un tondeur à poils pour raser complètement la tête, et appliquez une pommade sur les yeux de l'animal.Lorsque l'animal est prêt, réglez la vitesse du dispositif d'impact à quatre mètres par seconde et le temps de maintien à 240 millisecondes sur la boîte de commande. Placez un coussin chauffant doux sous le corps de l'animal afin de maintenir la température corporelle proche de 39 degrés Celsius. Ensuite, utilisez les barres auriculaires à extrémité émoussée pour fixer la souris dans le cadre stéréotaxique en position prona. Utilisez le pilote Z pour abaisser la pointe d'impact près de la tête de la souris. Déplacez les pilotes X et Y à mi-chemin des coordonnées cibles, au-dessus de la suture sagittale, afin d'ajuster la pointe d'impact plane de neuf millimètres de diamètre, en veillant à ce qu'un bord de la pointe d'impact soit parallèle verticalement à une ligne horizontale imaginaire tracée entre les deux oreilles. Pour régler correctement la profondeur d'impact, réglez d'abord les canaux X et Y sur zéro sur le panneau de commande stéréotaxique numérique, afin de vous assurer qu'il n'y ait aucun décalage du centre d'impact après le changement des pointes.Ensuite, déplacer la pointe de la sonde supplémentaire vers le site d'impact sur le cerveau de la souris. Ajuster manuellement les moteurs X et Y pour positionner la pointe de la sonde au centre de la zone d'impact, puis fixer un capteur de contact à la queue. Utiliser le moteur Z pour abaisser l'impacteur jusqu'à ce que la pointe de la sonde touche la surface du site d'impact, et régler le canal Z du panneau de contrôle stéréotaxique sur zéro.Ensuite, utilisez les moteurs X et Y pour déplacer manuellement la pointe d'impact vers la zone d'impact, jusqu'à ce que les moteurs X et Y indiquent zéro. Abaissez ensuite le moteur Z jusqu'à ce que le panneau de commande indique une valeur de 4,00 pour le moteur Z. Puis, placez l'interrupteur de retrait sur la boîte de commande en position de retrait pour rentrer l'actionneur.Cliquez maintenant sur l'interrupteur d'impact de la boîte de commande pour déclencher un impact avec une profondeur de déformation de quatre millimètres, et utilisez un chronomètre pour mesurer le temps écoulé entre l'impact et le premier souffle de la souris. Ensuite, transférez l'animal sur un tapis chauffant avec surveillance jusqu'à son rétablissement complet. Pour mettre en place des lésions répétées, infligez des lésions supplémentaires aux souris aux jours quatre, sept et dix suivant la lésion initiale.Un impact au centre de la tête provoque une perte de conscience à court terme, définie par une interruption transitoire de la respiration. Les cerveaux présentent une morphologie normale, sans lésions structurelles évidentes ni dommages tissulaires dus à l'impact, comme observé histologiquement. En réponse au TBI, les astrocytes sont connus pour subir certains changements, notamment une activation, une prolifération ou une gliose réactive.En effet, dans le corps calleux de cerveaux de souris ayant subi des traumatismes crâniens commotionnels répétés, des signes évidents d'activation des astrocytes peuvent encore être observés sept jours après le dernier impact. De plus, des cellules immunoréactives à la ferritine peuvent être détectées dans le cortex de la souris un jour après le dernier impact, et ce jusqu'à au moins sept jours, suggérant que plusieurs impacts pourraient entraîner des microhémorragies corticales. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 15 minutes, si elle est effectuée correctement.Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler de bien positionner le côté du cerveau de la souris qui subira l'impact. Après son développement, cette technique a ouvert la voie à des recherches dans le domaine des traumatismes crâniens, permettant d'étudier les effets du traumatisme crânien léger, son diagnostic ainsi que les traitements potentiels chez des modèles d'athlètes. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment mettre en place un modèle murin de commotion cérébrale répétée, en utilisant un système d'impact traditionnel.

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Médecine

Source : Yang, Z., et.al. Un modèle de traumatisme crânien répétitif chez la souris. J. Vis. Exp. (2016). Cette vidéo montre l’induction de commotions cérébrales répétitives chez une souris à l’aide d’un dispositif d’impact électromagnétique. La procédure consiste à positionner l’embout d’impact entre les sutures interfrontales et lambdoïdes sur le crâne d’une souris anesthésiée et à utiliser l’embout d’une sonde pour régler avec précision la profondeur de l’impact. L’impact est émis à une...

Modélisation de traumatismes crâniens répétitifs dans un modèle de souris

Les athlètes absorbent plusieurs centaines de blessures cérébrales traumatiques légères (mTBI) / commotions cérébrales chaque année; Cependant, la conséquence de ces derniers sur le cerveau est mal comprise. Par conséquent, un modèle animal de mTBI unique et répétitif qui réplique constamment des symptômes cliniquement pertinents fournit les moyens de faire avancer l'étude de mTBI et de commotion cérébrale.

Un modèle de souris de blessures cérébrales traumatiques légères et répétitives légères

L'altération de neurotransmetteur est un mécanisme de dysfonctionnement neural qui se produit après la commotion et contribue aux conséquences à long terme parfois-catastrophiques. Ce modèle de rat combine la microdialyse, permettant la quantification in vivo de neurotransmetteur, avec une technique de poids-goutte exerçant l'accélération et la décélération rapides de la tête et du torse, un facteur important du trauma craniocerebral humain.

Un nouveau modèle de rat translationnel de commotion combinant la force et la rotation avec la microdialyse cérébrale in vivo

Le protocole décrit une lésion cérébrale traumatique légère dans un modèle murin. En particulier, un protocole étape par étape pour induire un léger traumatisme crânien fermé de la ligne médiane et la caractérisation du modèle animal est entièrement expliqué.

Modèle à tête fermée contrôlé électromagnétique de lésion cérébrale traumatique légère chez la souris

Ce protocole présente un modèle murin modifié de lésions cérébrales traumatiques légères répétitives (TCLr) induites par une méthode de traumatisme crânien fermé (CHI). L’approche comprend une fenêtre crânienne amincie et une percussion fluide pour réduire l’inflammation généralement causée par l’exposition aux méninges, ainsi qu’une reproductibilité et une précision améliorées dans la modélisation des TCL chez les rongeurs.

Modèle murin modifié de lésion cérébrale traumatique légère répétitive incorporant une fenêtre de crâne amincie et une percussion fluide

Les commotions cérébrales pédiatriques peuvent entraîner des séquelles à long terme avec des perturbations physiologiques et psychologiques. Ce modèle de souris pédiatrique entraîne une neuroinflammation à long terme, des altérations de la substance blanche et des modifications neuronales avec dysfonctionnement comportemental. Le modèle peut être adapté aux lieux d’impact différentiel ou aux commotions cérébrales répétées pour évaluer les changements au cours de la vie.

Un modèle de commotion cérébrale pédiatrique chez la souris : traumatisme crânien fermé avec troubles à long terme (CHILD) 

Le modèle du nerf Epargnée blessures animal est décrit ici comme un modèle murin de douleur neuropathique périphérique suivantes dénervation partielle du nerf sciatique par lesioning les branches du tibia et du nerf péronier commun, laissant le nerf saphène reste intacte. Modification du comportement résultant d'allodynie mécanique est quantifiée par des filaments de von Frey.

Les blessures du nerf Epargnée (SNI) Modèle d&#39;allodynie mécanique induite chez la souris

Contrôlé blessures de lacération du col chez la souris

Nous décrivons les modèles de lésions rénales ischémie-reperfusion induite modérée et sévère dans laquelle les souris subissent unilatérale pédicule rénal serrage suivie par néphrectomie controlatérale simultanée ou différée, respectivement. Ces modèles donnent systématiquement lieu à une insuffisance rénale et une fibrose post-traumatique, mais la gravité des blessures et la survie dépendent de fond, l'âge et chirurgical de la souris.

Ischémie-reperfusion modèle de lésions rénales aiguës et post blessures fibrose chez la souris

Cette méthode a été développée dans le but de fournir une solution stable de médicament via l'artère carotide, pour évaluer la pharmacocinétique de nouveaux médicaments dans des modèles murins.

Infusions de l&#39;artère carotide pour pharmacocinétiques et pharmacodynamiques Analyse des taxanes chez la souris

Découvrez comment établir un modèle de commotion cérébrale répétitive chez la souris à l'aide d'un système d'impact électromagnétique. Cette méthode permet d'étudier les effets du traumatisme crânien léger sur la fonction cérébrale.

Une blessure à la tête modèle Répétitive commotionnant chez la souris

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