Name: Injection Intrarénale de Escherichia coli Dans un modèle de rat de pyélonéphrite (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-18T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 9 s
Description: Apprenez une technique d'injection intrarénale d'Escherichia coli chez le rat pour modéliser la pyélonéphrite sans reflux rénal. Cette méthode chirurgicale permet d'étudier la pathogenèse, l'inflammation et la fibrose rénale.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Les auteurs tiennent à remercier le NIH/NIDDK K12 DK100014 (Lan Lu), le Case Comprehensive Cancer Center (NIH/NCI P30 CA43703) et le Clinical and Translation Science Collaborative de Cleveland (NIH/NCATS UL1 TR000439).

Toutes les études sur les animaux ont été effectuées selon les protocoles approuvés du Comité d&#39;aide et de prise en charge des animaux institutionnels (IACUC) à l&#39;Université Case Western Reserve. La durée de la procédure chirurgicale décrite ci-dessous est d&#39;environ 45 à 60 minutes. La procédure d&#39;IRM elle-même est d&#39;environ 15 minutes pour chaque point de temps. 1. Anesthésie <ol><li> Anesthésier le rat dans la chambre d&#39;isoflurane réglée à 2% d&#39;isoflurane mélangé à de l&#39;oxygène pour faciliter la manipulation et la contrainte des animaux avant d&#39;administrer une anesthésie injectable intrapéritonéale. </li><li> Après 3 à 5 minutes d&#39;exposition à l&#39;isoflurane, vérifiez que l&#39;animal est anesthésié et ne présente aucune réponse au pincement de l&#39;orteil. </li><li> Plus de rat sédatif avec une injection intra-péritonéale d&#39;un mélange de xylazine et de kétamine: 75 mg / kg de kétamine / 10 mg / kg de xylazine. Lorsque vous effectuez des injections intra-péritonéales, retirez l&#39;aiguille pour s&#39;assurer que des parties de l&#39;intestin ou d&#39;autres organes vitaux n&#39;ont pas été perforées. </li><li> jeNject 2 mg / kg de bupivacaïne par voie sous-cutanée sur le site d&#39;incision pour fournir un soulagement de la douleur topique. </li></ol> 2. Préparation de la zone chirurgicale <ol><li> Stériliser les instruments et les fournitures chirurgicales avant d&#39;être utilisés pour la chirurgie et disposer sur le coussin chirurgical pour la stérilité. La plupart des instruments et des fournitures peuvent être autoclavés et réutilisés. </li><li> Utilisez des gants stériles pour toutes les interventions chirurgicales. </li><li> Utilisez un rasoir électrique pour raser la fourrure du côté droit de l&#39;animal. Raser l&#39;animal du fond de la cage thoracique vers le haut de la patte postérieure en fournissant une grande zone sans cheveux pour l&#39;incision. </li><li> Placez l&#39;animal sur un tampon chirurgical stérile pour isoler la zone désinfectée des zones environnantes. </li><li> Nettoyer la peau avec un désinfectant comme la povidone iodée ou la betadine. Commencez le lavage au centre du site chirurgical et passez à l&#39;extérieur de manière circulaire. Répétez au moins trois fois avec un nouvel essuyage de povidone iodine ou betadine. </Li&gt; <li> Scrub le site chirurgical avec des tampons à alcool de 70% jusqu&#39;à ce que la peau soit claire, car l&#39;iode peut être toxique s&#39;il est absorbé. </li></ol> 3. Procédure chirurgicale <ol><li> Maintenir cette procédure dans des conditions aseptiques. </li><li> Placez l&#39;animal anesthésié sur un lit de chauffage chaud dans la position de décubitus latéral gauche avec le flanc droit vers le haut. REMARQUE: il faut veiller à maintenir la température du corps central de l&#39;animal à 35-37 ° C pour prévenir l&#39;hypothermie. Ce lit chauffant devrait également être stérilisé au besoin pour maintenir les conditions aseptiques. </li><li> Sentez-vous pour la cage thoracique, et faites une petite incision rétropéritonale dorsale droite de 2-3 cm en utilisant une lame de scalpel stérile de taille 10 commençant au bas de la cage thoracique. </li><li> Placez la gaze stérile longitudinalement de chaque côté de l&#39;incision. </li><li> Dissectionner le tissu sous-cutané, la graisse et les muscles afin de visualiser et d&#39;accéder à la cavité abdominale. Utilisez des ciseaux à lame incurvée pour permettre une pénétration plus profondeRayer la plaie et couper les tissus épais. </li><li> Une fois que le foie est clairement visible et accessible, utilisez une pince serrée pour rétracter le foie vers le haut. </li><li> À l&#39;aide d&#39;une autre paire de pinces émoussées, d&#39;autre part, exposez le rein droit de sorte qu&#39;il se trouve juste à l&#39;extérieur de la cavité abdominale. </li><li> Utilisez le doigt du pointeur et le pouce de la main gauche pour maintenir le rein en position. Avec la main droite, injectez lentement et régulièrement une solution de E. coli UTI89 0,1 ml (concentration entre 1 x 10 8 -1 x 10 9 ) d&#39;une seringue stérile dans le bassin rénal (qui apparaît comme une bulle blanche) 15 . REMARQUE: Préparez le titre bactérien comme décrit dans la référence 15 . </li><li> Placez une bande d&#39;hémostatique absorbable sur l&#39;aiguille pour empêcher l&#39;écoulement d&#39;inoculum dans le péritoine. Retirez lentement l&#39;aiguille du bassin rénal. REMARQUE: Il faut prendre soin de ne pas percer ou infecter les tissus environnants, ce qui entraîne une infectibilité hors cibleOns et / ou des complications. </li><li> Utilisez une seringue plus grande pour bien rincer le rein avec une solution saline normale avant de le remettre dans la cavité abdominale. </li></ol> 4. Sutures Remarque: La suture qui sera enterrée dans les tissus devrait être de 4 à 0 sutures tressées non absorbables. Les sutures absorbantes ou monofilaments peuvent être utilisées pour les surfaces corporelles. <ol><li> Placez les sutures uniformément et aussi près du bord du tissu que possible pour empêcher l&#39;obstruction du flux sanguin; Généralement pas plus de 0,3 cm du bord est nécessaire. </li><li> Saisissez la peau et évitez-la légèrement à l&#39;aide d&#39;une pince fine à pointe dentée, et faites pivoter le porte-aiguille dans une position pronisée en vue de percer la peau. </li><li> Conduisez l&#39;aiguille à travers l&#39;épaisseur totale de la peau en supprimant le poignet pour faire pivoter l&#39;aiguille et la passer à travers la peau. </li><li> Répétez ce processus pour le bord de la peau le plus proche de l&#39;individu exécutant la procédure. </li><li> SerrerLes sutures suffisent pour s&#39;opposer aux bords des tissus. Tout plus serré entravera l&#39;approvisionnement en sang, cicatrisera lentement et entraînera une déhiscence. </li><li> Attachez la suture en utilisant des noeuds carrés, comme s&#39;il s&#39;agissait d&#39;un simple point interrompu, sauf que seul le brin court est coupé, laissant environ une queue de 3-4 mm. </li><li> Une fois que le premier point a été attaché, préparez-vous à placer un deuxième point à environ 3 mm de la première et continuez la suture en cours d&#39;exécution. </li><li> Une fois la fin de l&#39;incision atteinte, n&#39;attimez pas complètement le dernier point. Au lieu de cela, utilisez la boucle qui est retenue avec le porte-aiguille ici comme brins courts pour attacher l&#39;extrémité distale de la fermeture de suture. </li><li> En utilisant des attaches d&#39;instruments, attachez la suture en utilisant des noeuds carrés. Il en résulte 3 brins dépassant le nœud terminé à l&#39;extrémité distale. </li></ol> 5. Récupération animale <ol><li> Injecter 2,1 mg / kg de Yohimbine intra-péritonéale après une intervention chirurgicale pour inverser l&#39;anesthésie. UNEOn s&#39;attend à ce que les nimaux se récupèrent complètement de la procédure chirurgicale après 3-5 heures. </li><li> Gardez l&#39;animal sur un coussin chauffant (pour éviter l&#39;hypothermie) et le lit doux absorbant après la chirurgie. </li><li> Fournir une réhydratation avec des liquides oraux ou parentéraux jusqu&#39;à ce qu&#39;il puisse revenir à l&#39;alimentation normale (dans les 24 heures). Injecter environ 0,6 ml de solution saline normale par voie peritoneale immédiatement après la chirurgie pour limiter les effets de déshydratation. </li><li> Fournir une analgésie tel que décrit dans le protocole approuvé par l&#39;IACUC sur les soins et l&#39;utilisation des animaux. Injecter 5 mg / kg de carprofène par voie sous-cutanée pour le traitement de la douleur. </li><li> Surveillez régulièrement les incisions pour le gonflement, l&#39;exsudat, la douleur ou la déhiscence. </li></ol> 6. Validation par imagerie par résonance magnétique <ol><li> Effectuer des expériences d&#39;IRM n vivo sur des scanners d&#39;IRM à petits animaux sur le terrain. </li><li> Induire l&#39;anesthésie avec 3% d&#39;isoflurane dans l&#39;oxygène et positionner l&#39;animal avec le rein droit chez isocenter dans le scanner IRM et appropriéA alimenté la bobine radiofréquence. Fournir aux animaux une anesthésie à l&#39;isoflurane à 1-2% en continu tout au long de la procédure d&#39;imagerie par une pointe de nez. REMARQUE: Pour les images IRM in vivo représentées sur la figure 1 , une bobine de volume de taille de rat (diamètre intérieur = 72 mm) a été utilisée. </li><li> Utilisez un système de surveillance et de contrôle des animaux pour maintenir le taux de respiration de chaque animal (40-60 respirations / min) et la température corporelle du corps (35 ± 1 ° C). </li><li> Utiliser une acquisition d&#39;IRM à écho de spin multicouches et multi-écho pour obtenir des images pondérées en T2 axiales et à haute résolution des reins infectés et contrôlés. Les paramètres typiques d&#39;acquisition de l&#39;IRM sont le temps de répétition = 5 000 ms, le temps d&#39;écho = 40 ms, l&#39;épaisseur de la tranche = 2,0 mm, la résolution spatiale dans le plan = 200 μm, 3 moyennes du signal et un temps d&#39;acquisition de 8 min. </li></ol>

<ol><li>Saliba, W., Barnett-Griness, O., Rennert, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+association+between+obesity+and+urinary+tract+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Intern+Med%22%5BJournal%5D)">The association between obesity and urinary tract infection.</a> Eur J Intern Med. 24 (2), 27-31 (2012).</li>
<li>Semins, M., Shore, A., Makary, M., Weiner, J., Matlaga, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+obesity+on+urinary+tract+infection+risk%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">The impact of obesity on urinary tract infection risk.</a> Urology. 79 (2), 266-269 (2011).</li>
<li>Zilberberg, M., Shorr, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Secular+trends+in+gram-negative+resistance+among+urinary+tract+infection+hospitalizations+in+the+United+States%2C+2000-2009%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Control+Hosp+Epidemiol%22%5BJournal%5D)">Secular trends in gram-negative resistance among urinary tract infection hospitalizations in the United States, 2000-2009.</a> Infect Control Hosp Epidemiol. 34 (9), 940-946 (2013).</li>
<li>Whiting, D., Guariguata, L., Weil, C., Shaw, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IDF+diabetes+atlas%3A+global+estimates+of+the+prevalence+of+diabetes+for+2011+and+2030%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Res+Clin+Pract%22%5BJournal%5D)">IDF diabetes atlas: global estimates of the prevalence of diabetes for 2011 and 2030.</a> Diabetes Res Clin Pract. 94 (3), 311-321 (2011).</li>
<li>Wild, S., Roglic, G., Green, A., Sicree, R., King, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+prevalence+of+diabetes%3A+estimates+for+the+year+2000+and+projections+for+2030%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Care%22%5BJournal%5D)">Global prevalence of diabetes: estimates for the year 2000 and projections for 2030.</a> Diabetes Care. 27 (5), 1047-1053 (2004).</li>
<li>Ma, D., Gulani, V., Seiberlich, N., Liu, K., Sunshine, J., Duerk, J., et al. <a target="_blank" href="https://www.nature.com/nature/journal/v495/n7440/full/nature11971.html">Magnetic resonance fingerprinting.</a> Nature. 495 (7440), 187-192 (2013).</li>
<li>Lu, L., Sedor, J., Gulani, V., Schelling, J., O'Brien, A., Flask, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+diffusion+tensor+MRI+to+identify+early+changes+in+diabetic+nephropathy%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Nephrol%22%5BJournal%5D)">Use of diffusion tensor MRI to identify early changes in diabetic nephropathy.</a> Am J Nephrol. 34 (5), 476-482 (2011).</li>
<li>Rosen, D., Hooton, T., Stamm, W., Humphrey, P., Hultgren, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+intracellular+bacterial+communities+in+human+urinary+tract+infection%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Med%22%5BJournal%5D)">Detection of intracellular bacterial communities in human urinary tract infection.</a> PLoS Med. 4 (12), e329(2007).</li>
<li>Torine, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Urinary+tract+infection%3A+diabetic+women%27s+strategies+for+prevention%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Nurs%22%5BJournal%5D)">Urinary tract infection: diabetic women's strategies for prevention.</a> Br J Nurs. 20 (13), 791-792 (2011).</li>
<li>Rosen, D., Hung, C., Kline, K., Hultgren, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Streptozocin-induced+diabetic+mouse+model+of+urinary+tract+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Infect+Immun%22%5BJournal%5D)">Streptozocin-induced diabetic mouse model of urinary tract infection.</a> Infect Immun. 76 (9), 4290-4298 (2008).</li>
<li>Larsson, P., Kaijser, B., Mattsby-Baltzer, I., Olling, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+experimental+model+for+ascending+acute+pyelonephritis+caused+by+Escherichia+coli+or+proteus+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Pathol%22%5BJournal%5D)">An experimental model for ascending acute pyelonephritis caused by Escherichia coli or proteus in rats.</a> J Clin Pathol. 33 (4), 408-412 (1980).</li>
<li>Gupta, R., Ganguly, N., Ahuja, V., Joshi, K., Sharma, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+ascending+non-obstructive+model+for+chronic+pyelonephritis+in+BALB%2Fc+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">An ascending non-obstructive model for chronic pyelonephritis in BALB/c mice.</a> J. Med. Microbiol. 43 (1), 33-36 (1995).</li>
<li>Fernandes, P., Shipkowitz, N., Bower, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+models+for+studying+the+pathogenesis+and+treatment+of+pyelonephritis%5BTitle%5D)+AND+%22Adv.+Exp.+Med.+Biol%22%5BJournal%5D)">Murine models for studying the pathogenesis and treatment of pyelonephritis.</a> Adv. Exp. Med. Biol. 224, 35-51 (1987).</li>
<li>Kaye, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+water+diuresis+on+spread+of+bacteria+through+the+urinary+tract%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">The effect of water diuresis on spread of bacteria through the urinary tract.</a> J. Infect. Dis. 124 (3), 297-305 (1971).</li>
<li>Fierer, J., Tainer, L., Braude, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacteremia+in+the+pathogenesis+of+retrograde+E.+coli+pyelonephritis+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Bacteremia in the pathogenesis of retrograde E. coli pyelonephritis in the rat.</a> Am. J. Pathol. 64 (2), 443-456 (1971).</li>
<li>Nickel, J., Olson, M., Costerton, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+of+experimental+bacterial+prostatitis%5BTitle%5D)+AND+%22Infection%22%5BJournal%5D)">Rat model of experimental bacterial prostatitis.</a> Infection. 19 (3), S126-S130 (1991).</li>
<li>Hagberg, L., Engberg, I., Freter, R., Olling, S., Eden, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ascending%2C+unobstructed+urinary+tract+infection+in+mice+caused+by+pyelonephritogenic+Escherichia+coli+of+human+origin%5BTitle%5D)+AND+%22Am+Soc+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Ascending, unobstructed urinary tract infection in mice caused by pyelonephritogenic Escherichia coli of human origin.</a> Am Soc Microbiol. 40 (1), 273-283 (1983).</li>
<li>Kurosaka, Y., Ishida, Y., Yamamura, E., Takase, H., Otani, T., Kumon, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+non-surgical+rat+model+of+foreign+body-associated+urinary+tract+infection+with+Pseudomonas+aeruginosa%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiol.+Immunol%22%5BJournal%5D)">A non-surgical rat model of foreign body-associated urinary tract infection with Pseudomonas aeruginosa.</a> Microbiol. Immunol. 45 (1), 9-15 (2001).</li>
<li>Anderson, B., Jackson, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pyelitis%2C+an+important+factor+in+the+pathogenesis+of+retrograde+pyelonephritis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Pyelitis, an important factor in the pathogenesis of retrograde pyelonephritis.</a> J Exp Med. 114 (3), 375-384 (1961).</li>
<li>Anderson, J. <a target="_blank" href="http://journals.sagepub.com/doi/pdf/10.1177/003591576205500601">Vesico-ureteric reflux.</a> J R Soc Med. 55 (6), 419-426 (1962).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont pas d’autres divulgations.

La pyélonéphrite aiguë ascendante chez les rongeurs (c.-à-d. Les souris et les rats) peut être produite par un cathétérisme transurétral. 16 , 17 , 18 Cette méthode d&#39;infection transurétrale est avantageuse en ce qu&#39;elle est non invasive et imite la pathophysiologie humaine de l&#39;infection ascendante. 17 , 18 , 19 <...

Les modèles de rongeurs ont été utilisés pour étudier de nombreuses manifestations de maladies humaines, y compris la pyélonéphrite et les infections urinaires (UTI). Les infections urinaires sont un problème de santé mondial et peuvent avoir un impact sur les enfants, les hommes et les femmes de tous âges. 1 , 2 , 3 La manifestation initiale de l&#39;UTI comprend la cystite, et si l&#39;infection augmente le long de l&#39;urètre, une infection rénale (pyélonéphrite) peut suivre. Dans le même temps, la prévalence du diabète touche environ 400 millions de personnes à travers le monde. 4 , 5 Il est important de noter que l&#39;incidence de l&#39;UTI peut être jusqu&#39;à 4 fois plus élevée chez les patients obèses ou qui ont un diabète de type 2, ce qui entraîne un risque accru d&#39;infection à UTI récurrente (UTI), une septicémie, une fibrose rénale de la pyélonéphrite et un dysfonctionnement de la vessie. 6 , 7 , 8 RongeurLes modèles sont importants dans l&#39;étude des infections urinaires, car les traitements antibiotiques actuels produisent une réponse préventive et soutenue uniquement dans un sous-ensemble de patients atteints d&#39;UTI. Pour améliorer les soins cliniques d&#39;UTI, les étapes clés sont de comprendre le mécanisme de rUTI et ses processus pathophysiologiques, de l&#39;infection aiguë à l&#39;inflammation à la fibrose, ainsi que l&#39;impact du diabète sucré de type 2. L&#39;objectif d&#39;améliorer les modèles animaux est de développer des techniques permettant une évaluation plus précise de la progression de la maladie et des interventions thérapeutiques. Plusieurs approches différentes ont été utilisées pour induire une pyélonéphrite chez les rats et / ou les souris pour étudier la pathophysiologie des lésions rénales, l&#39;effet du traitement antibiotique et d&#39;autres aspects du cours naturel des infections urinaires. Une approche commune pour établir une UTI rétrograde est le cathétérisme transurétral. 10 , 11 , 12 , 13 &lt;/ Sup&gt; Cette méthode introduit des bactéries par l&#39;urètre dans la vessie des animaux anesthésiés. Bien que cette technique simule de près la pyélonéphrite humaine, l&#39;incidence et l&#39;ampleur réelles de l&#39;infection pyélonéphrite peuvent être très variables en raison de multiples facteurs, y compris un manque de reflux urétéral spontané ou de sédiment urinaire pendant ou immédiatement après l&#39;inoculation. 11 En conséquence, la variabilité expérimentale pour induire une infection ascendante de pyélonéphrite peut limiter l&#39;utilité de ce modèle pour étudier les infections rénales ainsi que des stratégies thérapeutiques. Ce rapport décrit un modèle de rat de pyélonéphrite chirurgicale où E. coli est directement injecté dans le rein du rat. Bien que ce modèle de rat soit envahissant, la quantité d&#39; E. Coli délivrée au rein peut être efficacement contrôlée, ce qui permet une infection et une inflammation rénales rénales. 14 Dans cette procédure, nous décrivons égalementComment ces infections rénales induites peuvent être surveillées longitudinalement avec l&#39;imagerie par résonance magnétique (MRI) in vivo .

<table><tbody><tr><td>Tampon absorbant</td><td>Fisher</td><td>14-127-47</td><td></td></tr><tr><td>Tampon de gaze de coton stérile</td><td>Fisher</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Gants chirurgicaux en latex</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>21540</td><td></td></tr><tr><td>Ciseaux Mayo incurvés</td><td>Fisher</td><td>S17341</td><td></td></tr><tr><td>Foreceps droit émoussé</td><td>Fisher</td><td>08-895</td><td></td></tr><tr><td>Manche de scalpel&nbsp ;</td><td>Fisher</td><td>08-913-5</td><td></td></tr><tr><td>Lames de scalpel stériles</td><td>Fisher</td><td>53220</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Seringue Luer-Lok</td><td>BD Biosciences</td><td>309628</td><td>Pour injections bactériennes</td></tr><tr><td>20 ml Seringue Luer-Lok&nbsp ;</td><td>BD Biosciences</td><td>301031</td><td>Pour lavage salin</td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Seneca Medical</td><td>240267</td><td></td></tr><tr><td>23 G 3/4 po. Aiguille&nbsp ;</td><td>BD Biosciences</td><td>305143</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 po. Aiguille&nbsp ;</td><td>BD Biosciences</td><td>305128</td><td></td></tr><tr><td>Seringue à insuline U-100</td><td>Exel International&nbsp ;</td><td>25846</td><td>Pour les injections de médicaments</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Henry Schein Santé animale</td><td>050033</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Henry Schein Santé animale</td><td>33197</td><td>Injecter IP</td></tr><tr><td>Kétamine</td><td>Patterson Vétérinaire&nbsp ;</td><td>07-881-9413</td><td>Inject IP</td></tr><tr><td>Yohimbine (Atipamezole)</td><td>Patterson Vetrinary&nbsp ;</td><td>07-867-7097</td><td>Injecter IP après la chirurgie</td></tr><tr><td>Bupivacaïne (Marcaine)</td><td>Patterson Vetrinary&nbsp ;</td><td>07-890-4584</td><td>Injecter SQ au site de l’incision</td></tr><tr><td>4-0 Suture intestinale chromique</td><td>Ethicon Inc.</td><td>U203H</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Suture Vicryle Tressée</td><td>Ethicon Inc.</td><td>J304H</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Seringue SubQ</td><td>BD Biosciences</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>E. coli&nbsp ; UTI89 ou CFT073</td><td>ATCC</td><td>700928</td><td></td></tr><tr><td>Hémostat Résorbable Surgicel</td><td>Ethicon Inc.</td><td>ETH1951CS&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Biospec 9.4T MRI&nbsp ;</td><td>Bruker&nbsp ;</td><td>94/20 USR</td><td></td></tr></tbody></table>

injection intrarénale de escherichia coli dans un modèle de rat de pyélonéphrite

Intrarenal Injection of Escherichia coli in a Rat Model of Pyelonephritis

La pyélonéphrite est une infection bactérienne du rein et est le plus souvent causée par Escherichia coli. Les infections récurrentes peuvent provoquer une inflammation rénale importante et une fibrose, entraînant finalement un déclin de la fonction rénale. Avant de pouvoir mettre en place une meilleure prise en charge clinique et une meilleure prévention de la pyélonéphrite, un modèle animal fiable doit être établi afin d’étudier les mécanismes de progression, de récidive et d’efficacité thérapeutique. Le modèle d’infection transurétrale imite étroitement la pyélonéphrite humaine, mais présente des variations considérables en raison de sa dépendance au reflux urétral pour transporter la bactérie vers le rein. Ici, un protocole chirurgical détaillé pour effectuer des injections bactériennes dans le bassinet du rat est fourni et confirmé par l’imagerie par résonance magnétique (IRM) non invasive. Grâce à ce protocole, les animaux sont exposés directement à une concentration souhaitée de bactéries E. coli et peuvent se rétablir complètement de l’intervention chirurgicale avec des soins postopératoires adéquats. Cela facilite les évaluations IRM longitudinales ultérieures des modèles animaux de laboratoire pour comparaison avec les témoins salins (simulés). En utilisant cette approche d’administration directe, la gravité de l’infection est contrôlable et applicable aux études mécanistes de la progression ainsi qu’au développement de nouvelles stratégies de traitement.

Les techniques d'imagerie médicale offrent la possibilité d'évaluer de façon non invasive l'UTI et l'efficacité thérapeutique. Par conséquent, l'IRM a été utilisée pour valider l'induction d'une infection aiguë après injection de 1-2 x 10 7 UTI89 E. coli et pour visualiser les changements dans le rein avant et après la chirurgie. La figure 1a-b montre une région d'infection rénale qui augmente progressivement (flèches jaunes). Les images IRM obtenues ...

Ce manuscrit décrit un modèle chirurgical de pyélonéphrite chez le rat utilisant une infection intrarénale directe par Escherichia coli dans le bassinet du rein. La procédure expérimentale peut être utilisée pour étudier la pathogenèse de la pyélonéphrite ainsi que l’inflammation et la fibrose associées.

Injection Intrarénale de Escherichia coli Dans un modèle de rat de pyélonéphrite

Pyelonephritis is a bacterial infection of the kidney and is most commonly caused by Escherichia coli. Recurrent infections can cause significant renal ...

L’objectif global de ce modèle chirurgical de rat de Peylonéphrite est de fournir une méthode qui ne nécessite pas de reflux rénal, qui est utilisée dans d’autres modèles. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine médical, telles que la meilleure façon d’administrer une antibiothérapie, comment nous pouvons surveiller les effets d’infections récurrentes ou d’infections résiduelles après le traitement qui peuvent entraîner une récidive. Le principal avantage de cette technique est que ce modèle applique directement des bactéries sur le rein en quantité raisonnablement fiable sans nécessiter de reflux rénal, ce qui peut ajouter une certaine variabilité en termes d’infection.Avant de commencer cette procédure, préparez le bolus d’injection bactérienne contenant entre un million et 10 millions de cellules. Après avoir anesthésié le rat et préparé sa peau pour la chirurgie, appliquez une pommade oculaire vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse. Placez le rat sur une plate-forme chirurgicale chauffée en position de décubitus gauche avec son flanc droit vers le haut.Frottez la peau avec un désinfectant. Répétez trois fois, puis frottez le site chirurgical avec 70 % d’alcool jusqu’à ce que la peau soit claire. Pour commencer la chirurgie, à l’aide d’un scalpel numéro 10, faites une petite incision rétropéritonéale dorsale droite de deux à trois centimètres commençant au bas de la cage thoracique.Continuez en disséquant le tissu sous-cutané, la graisse et les muscles pour finalement visualiser et accéder à la cavité abdominale. Une fois que le foie est clairement visible et accessible, utilisez des pinces émoussées pour le rétracter vers le haut. Ensuite, à l’aide d’une deuxième paire de pinces émoussées, exposez le rein droit de manière à ce qu’il se trouve juste à l’extérieur de la cavité abdominale.Maintenant, positionnez le rein pour l’injection dans la main non dominante. À l’aide de la main dominante, ciblez précisément l’aiguille d’injection sur le bassinet du rein. Ensuite, injectez lentement et régulièrement 0,1 millilitre de solution bactérienne ou saline.Ici, une solution saline est injectée. Le bolus ressemblera à une bulle blanche dans le tissu. Avant de rétracter l’aiguille, placez une bande d’hémostat résorbable sur le site d’injection pour empêcher l’écoulement de l’inoculum dans le péritoine.Ensuite, retirez lentement l’aiguille. Maintenant, à l’aide d’une grande seringue, rincez abondamment le rein avec une solution saline normale. Ensuite, renvoyez le rein dans la cavité abdominale.Pour la fermeture du site chirurgical, utilisez des sutures résorbables ou monofilaments dans les tissus corporels et des sutures tressées non résorbables 4-0 sur les surfaces corporelles. Pour placer des sutures, commencez par le site le plus éloigné de l’opérateur, à l’aide d’une pince à dents fines pour saisir la peau et l’éviter légèrement. Ensuite, faites pivoter le porte-aiguille en position pronatrice et supinez le poignet pour faire pivoter l’aiguille et l’enfoncer dans toute l’épaisseur de la peau.Serrez la suture juste assez pour exposer les bords des tissus. Tout resserrement obstruera l’apport sanguin et ralentira ainsi la cicatrisation des plaies et entraînera éventuellement une déhiscence. Ensuite, attachez la suture à l’aide d’un nœud carré, comme s’il s’agissait d’un simple point interrompu, sauf que seul le brin court est coupé, laissant une queue de trois à quatre millimètres.Maintenant, en plaçant chaque point suivant à environ trois millimètres du précédent, continuez la suture courante. Une fois que la fin de l’incision est atteinte, ne tirez pas complètement le dernier point de suture. Au lieu de cela, utilisez la boucle maintenue par le porte-aiguille comme brin court et attachez l’extrémité distale de la fermeture de la suture.Maintenant, à l’aide d’attaches d’instruments, attachez la suture à l’aide de nœuds carrés. Le résultat sera trois brins sortant d’un nœud terminé. Après avoir administré des analgésiques et une injection péritonéale de 0,6 millilitre de solution saline normale, observez l’animal pendant qu’il se remet de l’anesthésie sur un coussin chauffant avec une litière douce et absorbante.Au cours des 24 premières heures de récupération, réhydratez l’animal avec des liquides oraux ou parentéraux jusqu’à ce qu’il puisse reprendre une alimentation normale. Par la suite, surveillez régulièrement l’incision pour détecter l’enflure, l’exsudat ou la déhiscence et fournissez des analgésiques pour la douleur si nécessaire. Une infection aiguë par peylonéphrite a été induite par l’injection d’un million et de 10 millions de cellules UT189 E.coli dans le modèle de rongeur.L’IRM du rein a montré une augmentation progressive de la région de l’infection d’un à quatre jours après l’injection. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 30 minutes si elle est exécutée correctement. Lors de cette procédure, il est important de se rappeler de surveiller les animaux après la chirurgie pour surveiller les signes d’infection à E.Coli à l’extérieur du rein, en particulier aux points d’incision, pour s’assurer que les animaux ne deviennent pas trop septiques.À la suite de cette procédure, d’autres méthodes, comme l’IRM, peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires telles que : l’infection est-elle viable, à quelle vitesse l’infection se développe-t-elle et cette thérapie est-elle efficace ?

intrarenal-injection-escherichia-coli-rat-model

Research

Recherche

JoVE Journal

Medicine

Médecine

Source : Conover, M. S. et al., Établissement et caractérisation des infections urinaires et de la CAUTI dans un modèle murin. J. Vis. Exp. (2015)Cette vidéo montre la détection de communautés bactériennes intracellulaires (IBC) dans le tissu vésique de souris infecté par Escherichia coli exprimant β-galactosidase. Après fixation tissulaire, perméabilisation et coloration avec X-gal, les CCI apparaissent sous forme de points bleus sous un microscope disséquant, confirmant l’invasion bactérienne...

Visualisation des communautés bactériennes intracellulaires dans une vessie de souris infectée

Source : Gupta, K., et al. Injection intra-rénale d’Escherichia coli dans un modèle rat de pyélonephrite.  J. Vis. Exp. (2017).Cette vidéo montre l’injection intrarénale d’E. coli dans le bassin rénal d’un rat anesthésié pour induire une infection rénale localisée, modélisant ainsi une pyélonephrite aiguë. Il met en lumière les étapes chirurgicales clés et les techniques aseptiques nécessaires pour établir un modèle d’infection in vivo reproductible pour une analyse en aval.

Injection intrarénale d’E. coli dans le bassin rénal d’un rat

Dans cette vidéo, nous présentons le protocole d’injection hydrodynamique de plasmides dans le bassinet du rein de souris pour la transfection d’acides nucléiques. Cette technique permet l’administration de plasmides spécifiques à un organe en utilisant le principe de la pression hydrostatique élevée, qui pousse avec force les plasmides dans le site spécifique sans causer de lésions tissulaires.

Injection hydrodynamique du bassinet du rein : une technique pour délivrer directement de l’ADN dans les cellules rénales d’un modèle murin

Dans cette vidéo, nous démontrons l’administration intrarénale de médicaments chez le rat via l’artère rénale. Cette méthode est bénéfique pour améliorer le ciblage des médicaments, la puissance des médicaments et la minimisation de la toxicité systémique.

Administration intrarénale de médicaments chez le rat : méthode d’administration de médicaments thérapeutiques dans le rein de rat par injection intra-artérielle

Dans cette vidéo, nous décrivons la technique d’administration intravésicale de bactéries uropathogènes pour générer un modèle d’infection urinaire chez la souris. Ce modèle peut être utilisé pour comprendre la propagation de l’infection bactérienne uropathogène dans le système urinaire et les mécanismes qui déterminent la susceptibilité aux infections urinaires.

Génération d’un modèle d’infection des voies urinaires : une technique pour administrer des bactéries uropathogènes chez la souris afin de développer un modèle d’infection des voies urinaires

Cette vidéo démontre l’établissement d’une infection uropathogène à Escherichia coli dans une vessie de souris femelle par instillation d’un cathéter transurétral. Les bactéries injectées réussissent à établir une infection des voies urinaires dans la vessie, fournissant une plate-forme précieuse pour l’étude des maladies associées aux soins de santé liées aux voies urinaires.

Cathétérisme transurétral et inoculation bactérienne pour générer un modèle d’infection des voies urinaires chez des souris mâles

Etablissement d’un modèle d’infection urinaire chez des souris femelles

Ici, un procédé est décrit pour la mise en place d'une infection systémique chez le rat nouveau-né avec des cultures d'Escherichia coli K1. Cette procédure non invasive permettant la colonisation du tractus gastro-intestinal, de la translocation de l'agent pathogène dans la circulation systémique, et l'invasion du système nerveux central chez le plexus choroïde.

Modèle non-invasive de neuropathogènes Escherichia coli Maladies infectieuses chez le rat nouveau-né

Le modèle établi de cathétérisme transuréthrale de la souris permet l’étude des pathologies de la vessie, y compris les infections urinaires, mais ne peut être effectué chez les femelles. Un nouveau modèle de mâle instillation transurétrale, présenté ici, permettra des recherches dans une région marquée par fortes différences cliniques et épidémiologiques entre les sexes.

Infection des voies urinaires chez un modèle Animal petit : cathétérisme transuréthrale de souris mâles et femelles

Un modèle murin d’inoculation transurétrale d’E. coli uropathogène (UPEC) pour établir des réservoirs de vessie intracellulaire latents et une exposition ultérieure de la vessie à G. vaginalis pour induire une infection urinaire UPEC récurrente est démontré. Le dénombrement des bactéries, la cytologie de l’urine et la fixation et le traitement in situ de la vessie pour la microscopie électronique à balayage sont également démontrés.

Infection récurrente des voies urinaires à Escherichia coli déclenchée par Gardnerella vaginalis Exposition à la vessie chez la souris

Apprenez une technique d'injection intrarénale d'Escherichia coli chez le rat pour modéliser la pyélonéphrite sans reflux rénal. Cette méthode chirurgicale permet d'étudier la pathogenèse, l'inflammation et la fibrose rénale.

Injection Intrarénale de Escherichia coli Dans un modèle de rat de pyélonéphrite

Explorer plus de vidéos