Name: Techniques for Imaging Prométaphase et Metaphase de méiose I fixe Drosophila ovocytes (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-31T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 11 s
Description: Découvrez les techniques d'imagerie de la méiose I chez les ovocytes de Drosophila pour visualiser l'assemblage du fuseau et l'orientation des chromosomes. Cette méthode permet d'étudier la bipolarité du fuseau sans centrosomes.

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Nous remercions Christian Lehner pour avoir fourni l’anticorps CENP-C et Eric Joyce pour ses recommandations sur FISH. Les travaux dans le laboratoire McKim ont été financés par une subvention des NIH (GM101955).

Note: Les procédures sont effectuées à la température ambiante, sauf indication contraire. incubateurs à température contrôlée sont utilisés pour maintenir les températures de mouche d&#39;élevage et des croix, sauf indication contraire. 1. Préparatifs <ol><li> Préparer les mouches. <ol><li> Prométaphase enrichi les collections ovocyte. <ol><li> Effacer les mouches adultes de jeunes, actions ou croisées cultures saines. bouteilles d&#39;âge pour les deux jours à 25 ° C. NOTE: En général, deux bouteilles saines suffisent, bien que plus peut être nécessaire pour certaines cultures croisées. </li><li> Après deux jours, recueillir ~ 100 à 300 femmes (qui sont âgés de 0 à 2 jours à ce stade) des bouteilles. Les femelles ne doivent pas être vierges. Ajouter un peu de pâte de levure sur le côté d&#39;un flacon et placer 30 femelles et 10 à 15 hommes chacun dans les flacons à la levure. flacons d&#39;âge pour les deux jours à 25 ° C. </li></ol></li><li> Metaphase enrichi ovocytes Collections. <ol><li> Collecter ~ 100 à 300 femelles en stock ou cross cultures. Ajouter un peu de pâte de levure sur le côté d&#39;un flacon et placer 30 femelles chacune (sans mâles ajoutés) dans les flacons à la levure. flacons d&#39;âge pour les trois à cinq jours à 25 ° C. </li></ol></li></ol></li><li> Préparer Solutions. Nota: Les solutions peuvent être conservés indéfiniment à la température ambiante, sauf indication contraire. <ol><li> Préparer le tampon de modification de Robb (5x): 500 mM de HEPES, 500 mM de saccharose, l&#39;acétate de sodium 275 mM, 200 mM d&#39;acétate de potassium, du glucose 50 mM, du chlorure de magnésium à 6 mM et 5 mM de chlorure de calcium. Utiliser 10 N 11: 8 hydroxyde de sodium et d&#39;hydroxyde de potassium pour amener le pH à 7,4. Stériliser par filtration; n&#39;autoclave pas. Conserver à -20 ° C. Décongeler au besoin pour préparer ~ 200 ml de par ovocyte de préparation 1x Robb. </li><li> Solutions de fixation. <ol><li> Option n ° 1: Préparer le formaldéhyde / heptane fixation. Préparer la fixation du tampon: solution saline tamponnée au phosphate 1x (PBS), ainsi que 150 mM de saccharose. Pour l&#39;utiliser, faire frais avec 687,5 pi Fixation Buffer et 312,5 pi 16% de formaldéhydepar oocyte prép. ATTENTION: Porter des gants lors de l&#39;utilisation des solutions de formaldéhyde dans une hotte. Éliminer les déchets selon les directives institutionnelles. </li><li> Option n ° 2: Préparer le formaldéhyde / cacodylate fixation. Mélanger la préparation Fix: saccharose 250 mM, 100 mM d&#39;acétate de potassium (pH 7,5), d&#39;acétate de sodium 25 mM (pH 7,0) et 25 mM d&#39;EGTA (pH 8,0). Pour l&#39;utiliser, faire fraîche avec 400 ul Fix Mix, 100 cacodylate ul de potassium (1 M, pH 7,2), et 500 ul de 16% formaldéhyde par ovocyte prep. ATTENTION: cacodylate de potassium contient de l&#39;arsenic. </li></ol></li><li> Préparer du PBS / Triton X-100: 1 x PBS + 1% ou 0,05% de Triton X-100. Conserver à 4 ° C. </li><li> Préparer du PBS-Tween 20 sérum-albumine bovine (BSA) (TBP): 1 x PBS, BSA à 0,5% (p / v) et 0,1% de Tween-20. Peut être conservé à 4 ° C pendant une semaine. </li><li> Fluorescence In Situ Hybridation (FISH) Solutions. <ol><li> Préparer le chlorure de sodium-20X citrate de sodium (SSC): 3 M de chlorure de sodium et 0,3 M de citrate de sodium. </li><li> Préparer 2x SSC-Tween-20 (SSCT): 2x SSC plus 0,1% de Tween-20. Faire frais, ~ 20 ml par ovocyte prep. </li><li> Préparer des solutions de formamide: 2x SSC, 0,1% de Tween-20, ainsi que le formamide. Faire frais, 1 ml 20% de formamide, 0,5 ml 40% de formamide, et 2 ml 50% de formamide par ovocyte prep. ATTENTION: Porter des gants lors de l&#39;utilisation de solutions de formamide dans une hotte. Éliminer les déchets selon les directives institutionnelles. </li><li> Préparer une solution d&#39;hybridation: 2 x SSC, formamide à 50% et 10% de sulfate de dextran (poids / volume). Conserver à 4 ° C. </li></ol></li><li> Sondes FISH. <ol><li> Ordre des oligonucléotides (voir le tableau 1 pour les séquences) avec une purification par HPLC et désiré 5 &#39;modification fluorescente (par exemple, Cy3 ou Cy5). Remettre en suspension dans du Tris-EDTA (TE) à 50 ng / ul. REMARQUE: Protéger oligos d&#39;exposition à la lumière en tout temps. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. Collection de Late stade Drosophila Ovocytes <ol><li> Comme <em&gt; oocytes Drosophila avec des membranes intactes collera au plastique et le verre, pré-enduire l&#39;intérieur d&#39;un tube de 5 ml et une pipette Pasteur par ovocyte préparation avec TBP. </li><li> Anesthésier toutes ~ 100 à 300 mouches à la levure avec du dioxyde de carbone et d&#39;ajouter à un mélangeur contenant ~ 100 ml de tampon 1X Robb. Pulse trois fois (~ 1 sec chacun). Gardez oocytes à Robb pour &lt;20 min pour éviter l&#39;activation. NOTE: Alternativement, les ovocytes peuvent être disséqués à la main à partir de femelles. L&#39;avantage de cette méthode est qu&#39;elle nécessite moins de femelles. Cependant, des précautions doivent être prises pour limiter l&#39; exposition au dioxyde de carbone à seulement quelques minutes pour éviter les artefacts associés à l&#39; hypoxie 7. </li><li> Filtrer à travers de grandes mailles (~ 1 500 um) dans 250 ml bécher pour enlever de grandes parties du corps. Si de nombreux abdomens intacts restent sur un matériau maillé, re-grind à l&#39;aide du tampon de Robb supplémentaires, et le filtre à nouveau. Laisser reposer ~ 2 min, puis Aspirer la couche supérieure, en supprimant autant de grandes parties du corps que possible. </li><li> Filtre par petites mailles (~ 300 um) dans un bécher de 250 ml. Rincer les ovocytes restants sur premier bêcher en utilisant une pipette Pasteur supplémentaire Robb et enduit. Laisser déposer ~ 3 min; oocytes se déposent. Aspirer tous mais ~ 10 ml. </li><li> Pour autant des 10 ml que possible pour enduit tube de 5 ml. Laisser reposer, éliminer le liquide, et répéter avec le reste. Rincer les ovocytes restants sur bêcher en utilisant plus pipette Pasteur Robb et enduit. Laissez installer dans 5 ml tube pour ~ 3-5 min. </li></ol> 3. Les traitements médicamenteux (Facultatif) <ol><li> Enduire un deuxième tube de 5 ml avec TBP pour chaque préparation de l&#39;ovocyte. Ajouter un solvant approprié (de contrôle) ou d&#39;un médicament à 1 ml de chacun Robb pour chaque préparation de l&#39; ovocyte (tableau 2). </li><li> oocytes divisé en deuxième enduit tube de 5 ml. Laisser déposer, retirer le liquide, et ajouter 1 ml Robb plus solvant dans un tube et 1 ml Robb plus de médicament dans second tube. Nutation pour suffisamment de temps pour le traitement médicamenteux (tableau 2). Let régler. </li></ol> 4. Fixation <ol><li> Aspirer tout liquide et ajouter immédiatement 1 ml Fix. </li><li> Option n ° 1: Formaldéhyde / fixation heptane (Fixation Buffer plus 5% de formaldéhyde). <ol><li> Fixer pendant 2,5 minutes sur un nutator. Ajouter 1 ml heptane et vortex 1 min. Laisser déposer ~ 1 min. </li><li> Retirer tout le liquide, puis ajouter 1 ml PBS 1x. Vortex 30 sec. Laisser déposer ~ 1 min. </li><li> Retirer tout le liquide, puis remplir le tube avec PBS 1x. NOTE: Les ovocytes peuvent être utilisées immédiatement ou conservées sur le nutator pendant plusieurs heures à la température ambiante. </li></ol></li><li> Option n ° 2: Formaldéhyde / cacodylate fixation (Fix Mix plus 8% formaldéhyde et cacodylate 100 mM). <ol><li> Correction de 6 min sur un nutator. Laisser reposer 2 min. Retirer le liquide, puis remplir le tube avec PBS 1x. NOTE: Les ovocytes peuvent être utilisées immédiatement ou conservées sur le nutator pendant plusieurs heures à la température ambiante. </li></ol></li></ol> 5. Retrait Membranes ( &quot;Rolling&quot;) <ol><li> Utiliser enduit pipette Pasteur, ajouter ~ 500 à 1000 ovocytes à la partie givré (sablé) d&#39;une lame de verre. Retirez toutes les parties du corps et matériaux en utilisant des pinces étrangères. Ne laissez pas sécher les ovocytes; ajouter 1x PBS si nécessaire. </li><li> Placez une lamelle sur le dessus des ovocytes et doucement ovocytes «rouler» jusqu&#39;à ce que toutes les membranes sont enlevées (faisant glisser le bord de la lamelle à travers les ovocytes qui fonctionne le mieux.) Contrôler périodiquement les progrès sous le microscope, en ajoutant plus 1x PBS si nécessaire. Faites attention car trop de pression va détruire les ovocytes. NOTE: Pour immunofluorescence seulement, passez à l&#39;étape 6. Pour FISH (avec ou sans immunofluorescence), passez à l&#39;étape 7. </li></ol> 6. Anticorps Coloration de Drosophila Ovocytes <ol><li> Extraction et blocage <ol><li> Rinçage oocytes roulé dans un tube conique de 15 ml contenant ~ 15 ml de PBS / 1% de Triton X-100. nutation ovocytes présents dans cette solution pendant au moins 1,5 heure et pas plus de 2 heures.Cette étape permet la pénétration des anticorps. </li><li> Laissez oocytes régler ~ 2 min. Éliminer le liquide avec le plus grand nombre possible de membranes, puis ajouter du PBS / 0,05% de Triton X-100. REMARQUE: Membranes régleront plus lent que les ovocytes laminés. </li><li> Laissez oocytes régler ~ 2 min, puis retirez tout mais ~ 1 ml de liquide. oocytes de transfert aux gradués 1,5 ml tube et enlever le liquide restant. Ajouter 1 ml TBP pour bloquer et nutation pendant 1 h. </li></ol></li><li> anticorps Staining <ol><li> Pré-absorption d&#39;anticorps secondaire contre l&#39;embryon. REMARQUE: Cette étape élimine la coloration de fond à partir des interactions anticorps non-spécifiques avec des protéines de drosophile. <ol><li> Recueillir et fixer des embryons de drosophile (~ 25 pi) par procédure typique 8. Conserver dans le méthanol à -20 ° C. </li><li> Éliminer le méthanol à partir d&#39;embryons, ajouter 800 ul de methanol plus 200 ul de 1 x PBS et nutation pendant 15 min. Retirer 500 pi de surnageant et le remplacer par 500 ul PBS 1x. Ensuite nutation pendant 15 min. Répéter deux fois (pour un total de ~ 1 h de lavages), puis terminer en TBP. REMARQUE: Embryons peut être utilisé immédiatement ou conservés sur le nutator pendant plusieurs heures à la température ambiante. </li><li> Retirer du liquide, remplir de TBP à 200 ul par ovocyte prep, et ajouter des anticorps secondaires marqués par fluorescence à des dilutions appropriées (en gardant à l&#39;esprit que le volume final sera de 300 pi;. Voir étape 7.4) nutation à 4 ° C pendant la nuit (de préférence) ou à la température ambiante pendant 3 à 4 heures. NOTE: Les anticorps pré-absorbés seront utilisés à l&#39;étape 6.2.4. NOTE: Conserver les échantillons dans l&#39;obscurité, autant que possible, une fois les anticorps fluorescents ont été ajoutés. </li></ol></li><li> Retirer le liquide à partir d&#39;ovocytes, remplir de TBP à 300 pi, et d&#39;ajouter des anticorps primaires à des dilutions appropriées. Nutation à 4 ° C pendant la nuit (de préférence) ou à la température ambiante pendant 3 à 4 heures. </li><li> Laver oocytes quatre fois pendant 15 min chacun avec 1 ml TBP. </li><li> Retirerliquide à partir d&#39;ovocytes, ajouter 200 pi de surnageant à partir d&#39;embryons (pré-absorption des anticorps secondaires). Remplissez ensuite avec TBP à 300 pi. Nutation à la température ambiante pendant 3 à 4 heures (de préférence) ou à 4 ° C durant la nuit. </li><li> Laver oocytes fois pendant 15 minutes avec 1 ml TBP, enlever le liquide. Puis ajouter 0,5 ul Hoechst 33342 et 500 ul TBP et nutation pendant 7 min. </li><li> Laver oocytes deux fois 15 min chacun avec 1 ml TBP. REMARQUE: Les ovocytes peuvent être montés sur une lame immédiatement ou peuvent être stockés dans la TBP à 4 ° C jusqu&#39;au moment de l&#39;imagerie. </li></ol></li></ol> 7. FISH (Continuer à partir de l&#39;étape 5 ci-dessus) <ol><li> Rincer oocytes roulé dans un tube conique de 15 ml contenant ~ 15 ml 2x SSCT. Laissez oocytes régler ~ 2 min. Retirez tous, mais ~ 0,5 ml de liquide avec autant de membranes que possible. REMARQUE: Membranes régleront plus lent que les ovocytes laminés. </li><li> Transfert des ovocytes à 0,5 ml tube et enlever le liquide restant. Successivement ajouter et supprimer 500 pi20%, 40% et 50% des solutions de formamide nutation pendant 10 minutes dans chaque solution. NOTE: Les ovocytes se déposent plus lentement avec des pourcentages plus élevés de formamide. </li><li> Éliminer le liquide, puis ajouter une solution de 500 pi de formamide à 50%, et de nutation à 37 ° C pendant 1 à 5 heures. NOTE: Longer incubations se traduisent par une meilleure pénétration de la sonde. </li><li> Enlever le liquide, en laissant pas plus de ~ 100 ovocytes pi, et d&#39; ajouter 36 ul de solution d&#39;hybridation plus 2 pi de sonde (50 ng / ul) et 2 ul d&#39;eau et 2 ul d&#39;une sonde 2 ème (tableau 1). </li><li> Incuber à 91 ° C pendant 3 min (poissons) ou 80 ° C pendant 20 min (FISH en plus immunofluorescence), suivie d&#39;une incubation dans un bain d&#39;eau à 37 ° pendant une nuit. REMARQUE: Ces étapes peuvent être réalisées dans un thermocycleur. </li><li> Ne pas enlever le liquide. Ajouter 500 ul de solution à 50% de formamide et nutation à 37 ° C pendant 1 heure. </li><li> Laisser déposer, retirer le liquide, ajouter la solution de formamide 500 ul de 50%, uned nutation à 37 ° C pendant 1 heure. </li><li> Laisser déposer, retirer le liquide, ajouter la solution de formamide 500 ul de 20%, et nutation à la température ambiante pendant 10 min. </li><li> Effectuer trois lavages rapides dans 500 ul 2x SSCT (laisser se décanter enlever puis ajouter le liquide, inverser plusieurs fois, répéter.) Laisser déposer, retirer le liquide, puis ajouter 500 ul TBP et nutation pendant 4 heures. </li></ol> 8. Anticorps Coloration après FISH <ol><li> Retirer le liquide à partir d&#39;ovocytes, remplir de TBP à 300 pi, et ajouter 10 ul d&#39;anticorps anti-α-tubuline conjugué à FITC. En variante, d&#39;autres anticorps peuvent être utilisés, suivant le protocole ci-dessus. Nutation à la température ambiante pendant une nuit. </li><li> Laver oocytes fois pendant 15 minutes avec 500 ul TBP, enlever le liquide, puis ajouter 0,5 ul Hoechst 33342 et 500 ul TBP et nutation pendant 7 min. </li><li> Laver deux fois oocytes pendant 15 minutes chacun avec 500 ul TBP. NOTE: Les ovocytes peuvent être montés sur une lame immédiatement ou peuvent être stockés dans TBP à 4 ° C jusqu&#39;au moment deimagerie. Gardez oocytes dans l&#39;obscurité, autant que possible, une fois les anticorps fluorescents ont été ajoutés. </li></ol><table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td fo:width="1in"> Répéter Nom </td><td fo:width="1in"> Chromosome </td><td> Oligo Sequence * </td></tr><tr><td> 359 </td><td> X </td><td> GGGATCGTTAGCACTGGTAATTAGCTGC </td></tr><tr><td> AACAC </td><td> 2 </td><td> AACACAACACAACACAACACAACACAACACAACACAACAC </td></tr><tr><td> dodéca </td><td> 3 </td><td> CCCGTACTGGTCCCGTACTCGGTCCCGTACTCGGT </td></tr><tr><td> 1.686 </td><td> 2 + 3 </td><td> AATAACATAGAATAACATAGAATAACATAG </td></tr><tr><td> AATAT </td><td> 4 (+ Y) </td><td> AATATAATATAATATAATATAATATAATAT </td></tr><tr><td colspan="3"> * 359 séquence d&#39;Eric Joyce, communication personnelle, d&#39; autres séquences de Sullivan et al. 8 </td&gt; </tr></tbody></table> Tableau 1: sondes FISH pour Drosophila répétitions centromériques. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Drogue </td><td> Solvant </td><td> Concentration en Stock </td><td> La concentration finale </td><td> Durée du traitement </td><td> Effet </td></tr><tr><td> colchicine </td><td> éthanol </td><td> 125 mM </td><td> 150 um </td><td> 10 min ou 30 min </td><td> déstabiliser non-kinétochore (10 min) 9 ou toutes (30 min) microtubules </td></tr><tr><td> paclitaxel </td><td> DMSO </td><td> 10 mM, </td><td> 10 pm </td><td> 10 minutes </td><td> stabiliser microrotubules </td></tr><tr><td> Binucleine 2 </td><td> DMSO </td><td> 25 mM, </td><td> 25 pm </td><td> 20 min </td><td> inhiber la kinase Aurora B 10 </td></tr></tbody></table> Tableau 2: Le traitement médicamenteux.

<ol><li>Bridges, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-disjunction+as+proof+of+the+chromosome+theory+of+heredity%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Non-disjunction as proof of the chromosome theory of heredity.</a> Genetics. 1 (1), 1-52 (1916).</li>
<li>Hassold, T., Hunt, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((To+err+%28meiotically%29+is+human%3A+the+genesis+of+human+aneuploidy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Genet%22%5BJournal%5D)">To err (meiotically) is human: the genesis of human aneuploidy.</a> Nat Rev Genet. 2 (4), 280-291 (2001).</li>
<li>Theurkauf, W. E., Hawley, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Meiotic+spindle+assembly+in+Drosophila+females%3A+behavior+of+nonexchange+chromosomes+and+the+effects+of+mutations+in+the+nod+kinesin-like+protein%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Meiotic spindle assembly in Drosophila females: behavior of nonexchange chromosomes and the effects of mutations in the nod kinesin-like protein.</a> J Cell Biol. 116 (5), 1167-1180 (1992).</li>
<li>Zou, J., Hallen, M. A., Yankel, C. D., Endow, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microtubule-destabilizing+kinesin+motor+regulates+spindle+length+and+anchoring+in+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">A microtubule-destabilizing kinesin motor regulates spindle length and anchoring in oocytes.</a> J Cell Biol. 180 (3), 459-466 (2008).</li>
<li>Dernburg, A. F., Sedat, J. W., Hawley, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+evidence+of+a+role+for+heterochromatin+in+meiotic+chromosome+segregation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Direct evidence of a role for heterochromatin in meiotic chromosome segregation.</a> Cell. 86 (1), 135-146 (1996).</li>
<li>Gilliland, W. D., Hughes, S. F., Vietti, D. R., Hawley, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Congression+of+achiasmate+chromosomes+to+the+metaphase+plate+in+Drosophila+melanogaster+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Congression of achiasmate chromosomes to the metaphase plate in Drosophila melanogaster oocytes.</a> Dev Biol. 325 (1), 122-128 (2009).</li>
<li>Gilliland, W. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia+transiently+sequesters+mps1+and+polo+to+collagenase-sensitive+filaments+in+Drosophila+prometaphase+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Hypoxia transiently sequesters mps1 and polo to collagenase-sensitive filaments in Drosophila prometaphase oocytes.</a> PLoS One. 4 (10), e7544(2009).</li>
<li>Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSullivan%2C+W+%22Drosophila+Protocols%22">Drosophila Protocols</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2000).</li>
<li>Radford, S. J., Hoang, T. L., Głuszek, A. A., Ohkura, H., McKim, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lateral+and+End-On+Kinetochore+Attachments+Are+Coordinated+to+Achieve+Bi-orientation+in+Drosophila+Oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Genet%22%5BJournal%5D)">Lateral and End-On Kinetochore Attachments Are Coordinated to Achieve Bi-orientation in Drosophila Oocytes.</a> PLoS Genet. 11 (10), e1005605(2015).</li>
<li>Smurnyy, Y., Toms, A. V., Hickson, G. R., Eck, M. J., Eggert, U. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Binucleine+2%2C+an+isoform-specific+inhibitor+of+Drosophila+Aurora+B+kinase%2C+provides+insights+into+the+mechanism+of+cytokinesis%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Chem+Biol%22%5BJournal%5D)">Binucleine 2, an isoform-specific inhibitor of Drosophila Aurora B kinase, provides insights into the mechanism of cytokinesis.</a> ACS Chem Biol. 5 (11), 1015-1020 (2010).</li>
<li>Mahowald, A. P., Goralski, T. J., Caulton, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+activation+of+Drosophila+eggs%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">In vitro activation of Drosophila eggs.</a> Dev Biol. 98 (2), 437-445 (1983).</li>
<li>Page, A. W., Orr-Weaver, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+the+meiotic+divisions+in+Drosophila+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Activation of the meiotic divisions in Drosophila oocytes.</a> Dev Biol. 183 (2), 195-207 (1997).</li>
<li>Tavosanis, G., Llamazares, S., Goulielmos, G., Gonzalez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essential+role+for+gamma-tubulin+in+the+acentriolar+female+meiotic+spindle+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Essential role for gamma-tubulin in the acentriolar female meiotic spindle of Drosophila.</a> EMBO J. 16 (8), 1809-1819 (1997).</li>
<li>Endow, S. A., Komma, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spindle+dynamics+during+meiosis+in+Drosophila+oocytes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Spindle dynamics during meiosis in Drosophila oocytes.</a> J Cell Biol. 137 (6), 1321-1336 (1997).</li>
<li>Matthies, H. J., Clarkson, M., Saint, R. B., Namba, R., Hawley, R. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMatthies%2C+HJ+%22Drosophila+Protocols%22">Drosophila Protocols</a>. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. 67-85 (2000).</li>
<li>Colombié, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dual+roles+of+Incenp+crucial+to+the+assembly+of+the+acentrosomal+metaphase+spindle+in+female+meiosis%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Dual roles of Incenp crucial to the assembly of the acentrosomal metaphase spindle in female meiosis.</a> Development. 135 (19), 3239-3246 (2008).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Staging Drosophila Ovocytes Bien qu&#39;un caryosome allongé est souvent vu dans les ovocytes prométaphase, en utilisant caryosome forme pour distinguer prométaphase à partir d&#39;ovocytes en métaphase peut être problématique. Pendant prométaphase, l&#39;caryosome commence comme une forme ronde, allonge, puis se rétracte à une forme ronde comme l&#39;ovocyte se rapproche de l&#39;arrestation de métaphase. Cela signifie que de nombreux ovocytes prométaphase ne dispo...

L’étude de la méiose est parfois décrite comme la « génétique de la génétique ». En effet, les propriétés fondamentales de l’hérédité chromosomique et de l’assortiment indépendant sont réalisées par la ségrégation des chromosomes lors de la production de gamètes. Une démonstration importante de la théorie chromosomique de l’hérédité est venue en 1916 des travaux de Calvin Bridges sur Drosophila melanogaster1. Cette étude et d’autres études génétiques classiques chez la drosophile ont grandement contribué à notre compréhension de la génétique. L’examen cytologique des chromosomes méiotiques dans les ovocytes de drosophile a toutefois été difficile. Cela s’explique principalement par le fait que l’immunofluorescence des ovocytes de drosophile à un stade avancé, lorsque le fuseau s’assemble et que les chromosomes sont orientés pour la ségrégation, est entravée par la présence de membranes qui rendent l’ovocyte impénétrable aux anticorps.
Malgré ce défi, les ovocytes de drosophile restent un modèle attrayant pour l’étude du comportement des chromosomes et de l’assemblage du fuseau. Cela est dû aux puissants outils génétiques disponibles chez la drosophile, mais aussi parce que les ovocytes s’arrêtent à la métaphase I, lorsque les chromosomes sont orientés et que le fuseau est complètement formé. Cela facilite la collecte et l’examen d’un grand nombre d’ovocytes à cette étape importante de la division cellulaire. De plus, un organisme modèle simple qui se prête à la manipulation génétique pour l’étude de la ségrégation des chromosomes des ovocytes peut apporter une contribution importante à notre compréhension de la santé reproductive humaine. Les erreurs dans le nombre de chromosomes sont la principale cause génétique de fausse couche et de malformations congénitales chez l’homme2. La majorité de ces erreurs peuvent être attribuées à l’ovocyte et sont corrélées à l’augmentation de l’âge maternel. L’âge moyen des mères aux États-Unis a augmenté, ce qui en fait un problème majeur de santé publique.
Nous décrivons ici des méthodes pour l’examen cytologique des ovocytes de drosophile, y compris une démonstration de la façon d’enlever les membranes ovocytaires. Ces méthodes sont des modifications de protocoles décrits pour la première fois par Theurkauf et Hawley3, Zou et al.4, et Dernburg et al.5. Nous incluons également des méthodes pour l’enrichissement des différents stades des ovocytes, basées sur un protocole décrit pour la première fois par Gilliland et al.6. Planche à voile Enfin, nous ajoutons des instructions pour le traitement médicamenteux des ovocytes de drosophile. Ensemble, ces méthodes permettent l’étude cytologique de la ségrégation des chromosomes de l’ovocyte et de l’assemblage du fuseau chez la drosophile.

<table><tbody><tr><td>Tubes coniques de 15 ml</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>16 % de formaldéhyde</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>18505</td><td>DANGEREUX ; une fois ouvert, jeter au bout d’un mois</td></tr><tr><td>Béchers de 250 ml</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>tubes de 5 ml</td><td>Diverses</td><td></td><td></td></tr><tr><td>levures sèches actives</td><td>Divers</td><td></td><td>mélanger avec de l’eau pour obtenir une pâte de la consistance d’un</td></tr><tr><td>anticorps anti-&alpha ;-tubuline de beurre de cacahuète conjugué à FITC</td><td>Sigma</td><td>F2168</td><td>clone DM1A</td></tr><tr><td>Binucléine 2</td><td>Sigma</td><td>B1186</td><td>MÉLANGEUR DANGEREUX</td></tr><tr><td></td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>albumine sérique bovine</td><td>Sigma</td><td>A4161</td><td></td></tr><tr><td>chlorure de calcium</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>colchicine</td><td>Sigma</td><td>C-9754</td><td></td></tr><tr><td>lamelles</td> DANGEREUSES <td>VWR</td><td>48366-227</td><td>n° 1 1/2</td></tr><tr><td>sulfate de dextran</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>DMSO</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>éthanol</td><td>Diverses</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pinces</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>5622</td><td>Pince à épiler Dumont haute précision style 5</td></tr><tr><td>formamide</td><td>Sigma</td><td>47670-250ML-F</td><td></td></tr><tr><td>lames de verre</td><td>VWR</td><td>48312-003</td><td></td></tr><tr><td>glucose</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>tubes gradués de 1,5 ml</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>VWR</td><td>EM-5330</td><td>disponible chez plusieurs vendeurs</td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>chlorure de magnésium</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>méthanol</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>grandes mailles (~1 500 & micro ; m)</td> <td>VWR</td><td>AA43657-NK</td><td>variété de formats et d’autres fournisseurs, 12 ou 14 mailles</td></tr><tr><td>petites mailles (~ 300 & micro ; m)</td><td>Spectrum labs</td><td>146 424</td><td>variété de formats, p. ex., 146 422 ou 146 486</td></tr><tr><td>nutator</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pipettes Pasteur</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>acétate de potassium</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acide cacodylique</td><td>Sigma</td><td>C0125</td><td>DANGEREUX ; alternativement, le cacodylate de sodium peut être substitué au</td></tr><tr><td>potassium hydroxyde</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>acétate de sodium</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>chlorure de sodium</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>citrate de sodium</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>hydroxyde de sodium</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>saccharose</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr><tr><td>taxol (paclitaxel)</td><td>Sigma</td><td>T1912</td><td>DANGEREUX</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Fisher</td><td>PI-28314</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Fisher</td><td>PI-28320</td><td></td></tr><tr><td>vortex</td><td>Divers</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

techniques for imaging prométaphase et metaphase de méiose i fixe<em&gt; drosophila</em&gt; ovocytes

Techniques for Imaging Prometaphase and Metaphase of Meiosis I in Fixed Drosophila Oocytes

La ségrégation des chromosomes dans les ovocytes humains est sujette aux erreurs, entraînant une aneuploïdie, qui est la principale cause génétique de fausses couches et de malformations congénitales. L’étude du comportement des chromosomes dans les ovocytes à partir d’organismes modèles est très prometteuse pour découvrir la base moléculaire de la susceptibilité des ovocytes humains à l’aneuploïdie. Drosophila melanogaster se prête à la manipulation génétique, avec plus de 100 ans de recherche, de communauté et de développement de techniques. La visualisation du comportement des chromosomes et de l’assemblage du fuseau dans les ovocytes de drosophile présente cependant des défis particuliers, principalement en raison de la présence de membranes entourant l’ovocyte qui sont impénétrables aux anticorps. Nous décrivons ici des protocoles pour la collecte, la préparation et l’imagerie de l’assemblage du fuseau de la méiose I et du comportement des chromosomes dans les ovocytes de drosophile, qui permettent la dissection moléculaire de la ségrégation des chromosomes dans cet important organisme modèle.

Les méthodes que nous avons décrites ici se traduira par la collecte des ovocytes chez la drosophile stade avancé représentant trois étapes de la méiose (Figure 1). Oocytes dans la prophase se distinguent par la présence de l&#39;enveloppe nucléaire, qui est visible par l&#39;absence de signal de la tubuline dans la région entourant le caryosome (figure 1A). Prométaphase est la période après enveloppe ventilation nucléaire au cours de l...

Nous présentons des protocoles pour la collecte, la préparation et l’imagerie d’ovocytes de drosophile matures. Ces méthodes permettent de visualiser le comportement des chromosomes ainsi que l’assemblage et la fonction du fuseau pendant la méiose.

Techniques for Imaging Prométaphase et Metaphase de méiose I fixe<em&gt; Drosophila</em&gt; ovocytes

Chromosome segregation in human oocytes is error prone, resulting in aneuploidy, which is the leading genetic cause of miscarriage and birth defects. The ...

L'objectif général de cette procédure est de préparer des ovocytes de Drosophila en vue de l'examen cytologique de l'assemblage du fuseau et de l'orientation des chromosomes durant la méiose I. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la méiose, telles que la manière dont la bipolarité du fuseau est établie et comment les chromosomes deviennent bi-orientés en l'absence de centrosomes. Le principal avantage de cette technique est que les membranes des ovocytes, qui bloquent la pénétration des anticorps, sont efficacement éliminées, permettant ainsi l'immunofluorescence. Pour commencer, pré-enrober l'intérieur d'un tube de cinq millimètres et d'une pipette Pasteur avec du PTB afin d'empêcher les ovocytes de coller aux surfaces.Ajouter 100 millilitres de tampon ROB dans un mélangeur, puis ajouter de 100 à 300 mouches anesthésiées et pulser trois fois pendant une seconde. Filtrer la suspension obtenue dans un bécher de 250 millilitres à l’aide d’un tamis à mailles larges d’environ 1 500 micromètres. Laisser reposer le filtrat pendant environ deux minutes, puis aspirer la couche supérieure en éliminant autant que possible les grandes parties du corps.Filtrer à nouveau la suspension dans un bécher de 250 millilitres, à l’aide d’un tamis plus fin dont la taille des pores est de 300 micromètres. Rincer le premier bécher à l’aide de tampon supplémentaire dans la pipette revêtue afin de récupérer les ovocytes restants. Laisser la suspension se décanter pendant trois minutes, puis aspirer tout le liquide sauf les 10 millilitres du fond.Verser autant que possible des 10 millilitres dans le tube enduit de cinq millilitres. Laisser le mélange bouillant se décanter environ deux minutes, puis retirer soigneusement le liquide. Ajouter le reste des 10 millilitres de suspension et laisser le mélange se décanter à nouveau avant de retirer le liquide.Rincer les ovocytes restants du bécher en utilisant du tampon supplémentaire dans la pipette revêtue. Laisser le rinçage se décanter dans le tube de cinq millilitres pendant trois à cinq minutes. Pour fixer les ovaires, aspirer d'abord tout le liquide des tissus et ajouter immédiatement un millilitre de mélange de fixation.Placer les tissus sur un nutateur pendant 2 minutes et demie. Ensuite, ajouter un millilitre d'heptane, vortexer le tube pendant une minute, puis laisser les ovocytes se déposer pendant une minute supplémentaire. Retirer tout le liquide du tissu déposé, puis ajouter un millilitre de PBS 1x.Vortexez le tube pendant 30 secondes, puis laissez les ovocytes se déposer pendant une minute. Ensuite, retirez tout le liquide du tube et remplissez-le avec cinq millilitres de PBS 1x. À l’aide de la pipette revêtue, ajoutez environ 500 à 1 000 ovocytes sur une lame de verre dépolie.Retirer toute partie du corps ou matériau superflu à l’aide de pinces. Placer une lame couvre-objet sur le tissu et faire rouler doucement les ovocytes jusqu’à ce que toutes les membranes soient retirées. Il est efficace de déplacer le bord de la lame couvre-objet sur les ovocytes.Vérifiez périodiquement l'avancement du retrait de la membrane au microscope. Une pression excessive détruira les ovocytes. Le retrait le plus efficace de la membrane des ovocytes est obtenu en combinant un mouvement maximal des ovocytes avec une pression minimale.Utilisez une pression légère et des mouvements rapides pour faire glisser le bord de la lame couvre-objet sur les ovocytes. Pour commencer l'extraction et le blocage, ajoutez 15 millilitres de PBS 1 % Triton X-100 dans un tube de 50 millilitres. Rincez les ovocytes roulés dans ce tube et agitez doucement pendant une heure et demie à deux heures.Après avoir laissé les ovocytes se déposer pendant deux minutes, retirez le liquide ainsi que le plus de membranes possible, puis ajoutez 50 millilitres de PBS contenant 0,05 % de Triton X-100. Laissez les ovocytes se déposer encore deux minutes, puis retirez tout le liquide sauf environ un millilitre. Transférez les ovocytes dans un tube gradué de 1,5 millilitre et éliminez le liquide restant.Ajouter un millilitre de PTB pour le blocage et agiter en rotation pendant une heure. Retirer le liquide des ovocytes, puis ajouter 300 microlitres de PTB. Ensuite, ajouter l'anticorps primaire d'intérêt à la dilution appropriée, en prenant soin de protéger les échantillons traités avec l'anticorps fluorescent de la lumière.Incuber toute la nuit à quatre degrés Celsius. Laver les ovocytes avec un millilitre de PTB quatre fois pendant 15 minutes chacun. Éliminer le liquide et ajouter 200 microlitres de surnageant provenant des embryons traités par l'anticorps secondaire.Filtrer jusqu'au trait de 300 microlitres avec du PTB, puis agiter en rotation pendant trois à quatre heures à température ambiante. Laver les ovocytes une fois pendant 15 minutes avec un millilitre de PTB. Ensuite, éliminer le liquide et ajouter 0,5 microlitre de Hoechst 33342 et 500 microlitres de PTB.Régler sur agitation lente (nutation) pendant sept minutes. Utiliser un millilitre de PTB pour laver les ovocytes deux fois, pendant 15 minutes chacun. Les échantillons peuvent maintenant être montés et observés immédiatement en utilisant des techniques standards de microscopie confocale, ou stockés dans du PTB à quatre degrés Celsius jusqu’à leur utilisation.Des images d'ovocytes au stade tardif obtenues à l'aide de la technique démontrée sont présentées ici, capturant trois stades différents de la méiose. Les ovocytes en prophase se distinguent par la présence de l'enveloppe nucléaire, visible en raison de l'absence de signal de tubuline dans les régions entourant le caryosome. L'allongement caractéristique du caryosome en prométaphase a également été observé, et les chromosomes IV apparaissent séparés de la masse du caryosome.La métaphase a également été capturée et le caryosome apparaît rétracté en une forme ronde. Ici, une immunomarquage avec différents anticorps met en évidence le fuseau, les centromères et le fuseau central dans des ovocytes fixés avec du formaldéhyde et de l'heptane. Les ovocytes traités avec le médicament Colchicine ont présenté des phénotypes non standards, caractérisés par l'élimination de la plupart des microtubules non kinétiques, entraînant une situation où tous les microtubules entrent en contact avec l'ADN au niveau du centromère marqué Phocyde.Le traitement par le paclitaxel a entraîné des ovocytes présentant un excès de microtubules dans le cytoplasme. Enfin, les ovocytes traités avec la binucléine 2 afin d'inhiber la kinase Aurora B ont montré une perte complète des microtubules du fuseau. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de ne pas se précipiter lors du retrait de la membrane de l'ovocyte, car la réussite du protocole dépend de cette étape.En général, les personnes novices dans cette méthode éprouveront des difficultés, car le retrait des membranes exige de la patience et de la pratique. Cette technique est donc mieux apprise en observant quelqu’un qui l’exécute avec succès. Une fois maîtrisée, le roulage des ovocytes peut être effectué en cinq à dix minutes.Mais il est possible d'attendre jusqu'à 30 minutes sans affecter la qualité des résultats. Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment préparer des ovocytes de Drosophila en stade tardif pour l'observation de l'assemblage du fuseau biotique, de l'organisation du fuseau, des mouvements chromosomiques et de la bi-orientation des chromosomes. Merci d'avoir regardé et bonne chance dans vos expériences.

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