Name: Utilisation dune cartouche filtrante pour la filtration de leau et des échantillons dextraction de lADN de lenvironnement (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-25T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 4 s
Description: Découvrez une méthode non invasive pour extraire l'ADN environnemental (eDNA) à partir de cartouches filtrantes sans ouvrir le boîtier. Cette technique permet de filtrer de grands volumes d'eau pour le métabarcoding des poissons et autres organismes aquatiques.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Cette étude a été financée en tant que recherche fondamentale par le CREST de l’Agence japonaise pour la science et la technologie (JST) et par des subventions de JSPS/MEXT KAKENHI (numéro 26291083) et de la Fondation Canon à M.M. Les bailleurs de fonds n’ont joué aucun rôle dans la conception de l’étude, la collecte et l’analyse des données, la décision de publication ou la préparation du manuscrit.

NOTE: Ce protocole ne traite pas des méthodes d&#39;échantillonnage de l&#39;eau et metabarcoding. L&#39; eau peut être échantillonné de différentes manières en fonction des fins d&#39;étude 16 et voir Miya et al. 12 pour plus de détails sur les méthodes de metabarcoding en utilisant des amorces de MiFish. A noter que l&#39;eau prélevée doit rester très froid et on le filtre en quelques heures pour éviter une dégradation de EdNA. A noter également que ce protocole implique l&#39;utilisation d&#39;un agitateur rotatif et un incubateur, et celui-ci doit être suffisamment grand pour accueillir l&#39;ancien. En outre, une centrifugeuse qui peut accueillir les 15 ml et 50 ml tubes coniques est indispensable pour éliminer le liquide restant dans le filtre de post-filtration et de recueillir l&#39;ADN extrait à l&#39;intérieur de la cartouche, respectivement. 1. Traitement d&#39;un bouchon à vis et 1 L Sac en plastique REMARQUE: Passer cette étape si le volume de filtration est&gt; 4 L. <ol><li> Percez un trou dans le centre d&#39;une vis cap (fixé à un sac jetable en matière plastique de 1 litre) ayant le même diamètre (4,8 mm) lorsque le tube faisant saillie à partir d&#39;un connecteur Luer mâle. En utilisant des pinces diagonales, raccourcir le tube du connecteur luer-lock mâle à une longueur appropriée (env. 3 mm) pour éviter le colmatage d&#39;une petite quantité d&#39;eau à l&#39; intérieur du bouchon après filtration. </li><li> Appliquer une colle adhésive spécialisée pour le polyéthylène (PE) et polypropylène (PP) à la fois le fond et la surface du connecteur Luer mâle et bouchon à vis, respectivement. Attendez quelques minutes pour une bonne collage (reportez-vous aux instructions du fabricant). </li><li> Insérer le connecteur Luer mâle dans le trou du bouchon à vis. Attendre jusqu&#39;à ce que le collage complet des deux pièces (en général&gt; 24 h). Stériliser le bouchon fileté avec le raccord Luer mâle avec 10% d&#39; eau de javel du commerce (env. D&#39;hypochlorite de sodium à 0,6%) avant utilisation. </li><li> Poinçonner deux trous au niveau des deux coins inférieurs du sac en plastique de 1 litre, afin de l&#39;accrocher à mesh panneau (étape 3). Assurez-vous que le diamètre des trous est plus grande que celle des dents du panneau de grillage. </li></ol> 2. Assemblée du système de filtration <ol><li> Fixer le tube à vide poussé au raccord d&#39;une pompe d&#39;aspiration d&#39;entrée et fixer l&#39;autre extrémité du tube à un collecteur. Assurez - vous que les trois rouges t-vannes du collecteur sont en position &quot;off&quot; (c. -à- horizontal). </li><li> Le port d&#39;un ensemble propre de gants, insérer un raccord luer femelle et un connecteur à vide au niveau des extrémités supérieure et inférieure du tube en caoutchouc sous vide pour la filtration, respectivement. </li><li> attacher soigneusement le raccord Luer femelle à un orifice de sortie de la cartouche filtrante et fixer le raccord à vide un bouchon en silicone. </li></ol> 3. Filtration des échantillons d&#39;eau (≤4 L) à l&#39;aide de la cartouche filtrante REMARQUE: Passer cette étape si le volume de filtration est&gt; 4 L. Ce système de filtration nécessite un panneau f autonomeou accrocher le sac en plastique rempli de 1 L d&#39;eau. Un panneau en treillis, plusieurs dents, et un support pour le panneau, tous disponibles dans les magasins en ligne, seraient utiles pour assembler cet appareil. Autoclaver l&#39;entrée et la sortie bouchons Luer pour la cartouche filtrante avant utilisation. <ol><li> Versez l&#39;eau échantillonnée 1 L dans le sac en plastique et fermer le bouchon à vis avec le connecteur luer-lock mâle. </li><li> connecter avec soin un orifice d&#39;entrée de la cartouche de filtre assemblé avec le connecteur luer-lock mâle du sac en plastique. Ne pas trop serrer le connecteur luer-lock; sinon l&#39;appareil risque de fuir une fois que le pompage commence. Assurez-vous que toutes les connexions sont sécurisées avant d&#39;accrocher le sac en plastique à partir d&#39;un panneau de mailles. </li><li> accrocher soigneusement le sac en plastique avec la cartouche de filtre à partir de deux branches sur le panneau de treillis et insérer un bouchon en silicone dans un orifice d&#39;entrée du collecteur. </li><li> Allumez l&#39;aspirateur. Ouvrez les t-vannes rouges pour la filtration. Exécutez le collecteur jusqu&#39;à ce que la cartouche filtrante est sèche, tpoule tourner le t-valve rouge à la position d&#39;arrêt. </li><li> Répétez 3.1-3.4 étapes jusqu&#39;à ce que la quantité désirée d&#39;eau est filtrée. NOTE: Pour 1 litre d&#39;eau prélevée dans les récifs coralliens subtropicales, il faut environ trois minutes pour la filtration. </li><li> Retirez délicatement la cartouche filtrante du sac en plastique et le connecteur à vide. </li><li> Coiffer les deux extrémités de la cartouche à l&#39;entrée et à la sortie bouchons Luer. </li><li> Étiquette de la cartouche et entrée luer bouchon en utilisant de manière appropriée un stylo résistant aux solvants pour séchage rapide et l&#39;étiquetage non-maculage. </li><li> Conservez la cartouche filtrante à -20 ° C avant l&#39;extraction de l&#39;ADN. </li></ol> 4. La filtration de l&#39;eau (&gt; 4 L) Les échantillons à l&#39;aide de la cartouche filtrante Remarque: Ignorez cette étape si le volume de filtration de l&#39;eau est ≤4 L. Ce système de filtration nécessite une bouteille de livre de 10 L équipé d&#39;une valve et une pointe de pipette 10 ml jetable. Un diamètre intérieur de 10 ml pointe de pipette (15,0 mm) et un cône de la pointefin doit correspondre à un diamètre extérieur de la soupape (15,0 mm) et l&#39;orifice d&#39;entrée de la cartouche filtrante, respectivement. Les deux connexions sont conservées en toute sécurité pendant la filtration dans un ajustement à friction. Stériliser la pointe de la pipette avec 10% de l&#39; eau de Javel commerciale (environ 0,6% d&#39;hypochlorite de sodium) avant utilisation. <ol><li> Préparer une quantité appropriée d&#39;eau prélevée dans la bouteille de livre. insérer Étroitement la pointe de la pipette de 10 ml dans la valve de 10 L livre bouteille. </li><li> insérer de façon étanche l&#39;orifice de sortie de la cartouche filtrante dans l&#39;extrémité de pointe de pipette et insérer le bouchon de silicone dans l&#39;orifice d&#39;entrée du collecteur. Allumez l&#39;aspirateur. Ouvrez les t-vannes rouges pour la filtration. Exécutez le collecteur jusqu&#39;à ce que la cartouche de filtre est sec, puis tournez le t-valve rouge à la position d&#39;arrêt. NOTE: Pour 10 L d&#39;eau de mer provenant des récifs coralliens extérieurs subtropicales, il faut environ 30-40 min pour la filtration. </li><li> Retirez délicatement la cartouche filtrante du sac en plastique et le connecteur à vide. Cap à la foisles extrémités de la cartouche avec l&#39;orifice d&#39;entrée et de sortie bouchons Luer. Étiquette de la cartouche et entrée luer bouchon en utilisant de manière appropriée un stylo résistant aux solvants pour séchage rapide et l&#39;étiquetage non-maculage. Conservez la cartouche filtrante à -20 ° C avant l&#39;extraction de l&#39;ADN. </li></ol> 5. Extraction de EDNA du filtre NOTE: Dans les étapes 4 et 5, nous utilisons un kit commercial, en grande partie en suivant un protocole de &quot;sang nucléé&quot; fourni par le kit. Pour plus de simplicité, nous décrivons la procédure de traitement d&#39;une cartouche individuelle. Dans la pratique, nous recommandons le traitement 8 (ou le nombre maximal de la centrifugeuse) ou moins de filtres à la fois. <ol><li> Préchauffer un incubateur à 56 ° C. </li><li> Préparer un tube de 2,0 ml, en coupant le couvercle à charnière du tube. Jeter le bouchon. NOTE: Le tube est utilisé comme tube de collecte pour le liquide restant dans le filtre. </li><li> Retirer l&#39;entrée (PAS sortie) capuchon Luer de la cartouche du filtre et insérez l&#39;orifice d&#39;entrée into le tube de collecte. sceller hermétiquement une connexion entre le tube de la cartouche et de la collecte en utilisant un film auto-obturant. </li><li> Insérer l&#39;unité combinée dans un adaptateur de centrifugeuse pour un tube conique de 15 ml. Centrifuger la cartouche à 5000 g pendant 1 min pour éliminer le liquide restant dans le filtre. </li><li> Retirez le tube collecteur de la cartouche du filtre et jeter le tube. Reboucher le port d&#39;entrée de la cartouche. </li><li> Préparer un mélange de solution protéinase-K 20 pi, 220 pi de PBS (tampon phosphate salin, non fournie par le kit) et 200 pi de tampon AL. REMARQUE: La cartouche filtrante peut accueillir jusqu&#39;à quatre fois les volumes du mélange (. Ca 1,8 ml). </li><li> Retirez le bouchon d&#39;entrée et ajouter le mélange (440 pi) dans la cartouche de filtre à l&#39;aide d&#39;une pointe de pipette. Insérer la pipette complètement dans l&#39;orifice d&#39;entrée de sorte que la pointe de la pipette est visible à l&#39;intérieur de la cartouche juste au-dessus de la membrane. </li><li> Reboucher l&#39;orifice d&#39;entrée et placer la voiture de filtreTridge sur un agitateur rotatif. </li><li> Placez l&#39;agitateur rotatif dans l&#39;incubateur préchauffé à 56 ° C et tourner sur l&#39;agitateur à une vitesse de 20 tours par minute pendant 20 min. </li><li> Pendant l&#39;incubation, préparer un nouveau tube de 2,0 ml, étiqueter le tube en utilisant de manière appropriée un stylo résistant aux solvants et le placer dans un tube conique de 50 ml. Remarque: les premiers (2,0 ml), et ces derniers tubes (50 ml) sont utilisés pour la collecte de l&#39;ADN extrait et pour maintenir le tube de 2,0 ml. </li><li> Après l&#39;incubation, enlever le bouchon d&#39;entrée et insérez l&#39;entrée (PAS la sortie) port de la cartouche dans le tube de 2,0 ml dans le 50 ml tube conique. Fermer le tube conique de 50 ml avec un bouchon à vis. </li><li> Centrifuger le tube conique de 50 ml à 5000 g pendant 1 min pour recueillir l&#39;ADN extrait de la cartouche. Retirez la cartouche de filtre et le tube de 2,0 ml en utilisant des pinces stérilisées et boucher le tube. Jeter la cartouche filtrante. </li></ol> 6. La purification de l&#39;ADN Extrait NOTE: Nous éluer EDNA avec 100 ul de tampon AE au lieu de 200 ul spécifiées dans le manuel du kit commercial. <ol><li> Ajouter 200 ul d&#39; éthanol (96-100%) pour l&#39;ADN extrait dans le tube de 2,0 ml de l&#39;étape ci - dessus (environ 440 pi), et bien mélanger par tourbillonnement. </li><li> Pipeter le mélange dans une colonne de centrifugation dans un tube collecteur de 2 ml. Centrifuger à 5000 xg pendant 1 min. Jeter l&#39;écoulement et le tube de collecte. </li><li> Placez la colonne de spin dans un nouveau tube collecteur de 2 ml, ajouter 500 pi de tampon AW1, et centrifuger pendant 1 min à 5000 x g. Jeter l&#39;écoulement et le tube de collecte. </li><li> Placez la colonne de spin dans un nouveau tube collecteur de 2 ml, ajouter AW2 tampon de 500 pi, et centrifuger pendant 3 min à 20 000 x g. Jeter l&#39;écoulement et le tube de collecte. </li><li> Préparer un nouveau tube de 1,5 ml (non fourni par le kit) et étiqueter le tube en utilisant de manière appropriée un stylo étanche pour séchage rapide et l&#39;étiquetage non-maculage. Transférer la colonne spin to le tube de 1,5 ml. </li><li> Éluer l&#39;ADN par addition de 100 ul de tampon AE au centre de la membrane de la colonne. Incuber pendant 1 min à température ambiante, puis centrifuger à 6000 g pendant 1 min. </li><li> Jeter la colonne de centrifugation et boucher le tube. Stocker l&#39;ADN purifié à -20 ° C. </li></ol>

<ol><li>Takahara, T., Minamoto, T., Doi, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+environmental+DNA+to+estimate+the+distribution+of+an+invasive+fish+species+in+ponds%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Using environmental DNA to estimate the distribution of an invasive fish species in ponds.</a> PLoS ONE. 8, e56584(2013).</li>
<li>Takahara, T., Minamoto, T., Yamanaka, H., Doi, H., Kawabata, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimation+of+fish+biomass+using+environmental+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Estimation of fish biomass using environmental DNA.</a> PLoS ONE. 7, e35868(2012).</li>
<li>Sigsgaard, E. E., Carl, H., Møller, P. R., Thomsen, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+the+near-extinct+European+weather+loach+in+Denmark+based+on+environmental+DNA+from+water+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Conserv%22%5BJournal%5D)">Monitoring the near-extinct European weather loach in Denmark based on environmental DNA from water samples.</a> Biol. Conserv. 183, 48-52 (2015).</li>
<li>Jerde, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+Asian+carp+DNA+as+part+of+a+Great+Lakes+basin-wide+surveillance+program%5BTitle%5D)+AND+%22Can.+J.+Fish.+Aquat.+Sci%22%5BJournal%5D)">Detection of Asian carp DNA as part of a Great Lakes basin-wide surveillance program.</a> Can. J. Fish. Aquat. Sci. 70, 522-526 (2013).</li>
<li>Jerde, C. L., Mahon, A. R., Chadderton, W. L., Lodge, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%26%2334%3BSight-unseen%26%2334%3B+detection+of+rare+aquatic+species+using+environmental+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Conserv.+Lett%22%5BJournal%5D)">&#34;Sight-unseen&#34; detection of rare aquatic species using environmental DNA.</a> Conserv. Lett. 4, 150-157 (2011).</li>
<li>Mahon, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+eDNA+surveillance+sensitivity+for+detection+of+Asian+carps+in+controlled+and+field+experiments%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Validation of eDNA surveillance sensitivity for detection of Asian carps in controlled and field experiments.</a> PLoS ONE. 8, e58316(2013).</li>
<li>Minamoto, T., Yamanaka, H., Takahara, T., Honjo, M. N., Kawabata, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surveillance+of+fish+species+composition+using+environmental+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Limnology%22%5BJournal%5D)">Surveillance of fish species composition using environmental DNA.</a> Limnology. 13, 193-197 (2012).</li>
<li>Keskin, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+invasive+freshwater+fish+species+using+environmental+DNA+survey%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem.+Syst.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Detection of invasive freshwater fish species using environmental DNA survey.</a> Biochem. Syst. Ecol. 56, 68-74 (2014).</li>
<li>Wilcox, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Robust+detection+of+rare+species+using+environmental+DNA%3A+the+importance+of+primer+specificity%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Robust detection of rare species using environmental DNA: the importance of primer specificity.</a> PLoS ONE. 8, e59520(2013).</li>
<li>Thomsen, P. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+a+diverse+marine+fish+fauna+using+environmental+DNA+from+seawater+samples%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Detection of a diverse marine fish fauna using environmental DNA from seawater samples.</a> PLoS ONE. 7, e41732(2012).</li>
<li>Kelly, R. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Harnessing+DNA+to+improve+environmental+management%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Harnessing DNA to improve environmental management.</a> Science. 344, 1455-1456 (2014).</li>
<li>Miya, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mifish%2C+a+set+of+universal+PCR+primers+for+metabarcoding+environmental+DNA+from+fishes%3A+detection+of+more+than+230+subtropical+marine+species%5BTitle%5D)+AND+%22Roy.+Soc.+Open+Sci%22%5BJournal%5D)">Mifish, a set of universal PCR primers for metabarcoding environmental DNA from fishes: detection of more than 230 subtropical marine species.</a> Roy. Soc. Open Sci. 2, 150088(2015).</li>
<li>Port, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+vertebrate+biodiversity+in+a+kelp+forest+ecosystem+using+environmental+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Assessing vertebrate biodiversity in a kelp forest ecosystem using environmental DNA.</a> Mol. Ecol. 25, 527-541 (2015).</li>
<li>Yamamoto, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+DNA+provides+a+%27snapshot%27+of+fish+distribution%3A+a+case+study+of+Japanese+jack+mackerel+in+Maizuru+Bay%2C+Sea+of+Japan%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Environmental DNA provides a 'snapshot' of fish distribution: a case study of Japanese jack mackerel in Maizuru Bay, Sea of Japan.</a> PLoS ONE. 11, e0149786(2016).</li>
<li>Valentini, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Next+generation+monitoring+of+aquatic+biodiversity+using+environmental+DNA+metabarcoding%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Next generation monitoring of aquatic biodiversity using environmental DNA metabarcoding.</a> Mol. Ecol. 25, 929-942 (2016).</li>
<li>Rees, H. C., Maddison, B. C., Middleditch, D. J., Patmore, J. R., Gough, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review%3A+The+detection+of+aquatic+animal+species+using+environmental+DNA+-+a+review+of+eDNA+as+a+survey+tool+in+ecology%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Ecol%22%5BJournal%5D)">Review: The detection of aquatic animal species using environmental DNA - a review of eDNA as a survey tool in ecology.</a> J. Appl. Ecol. 51, 1450-1459 (2014).</li>
<li>Stewart, F. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStewart%2C+FJ+%22Microbial+metagenomics%2C+Metatranscriptomics%2C+and+metaprotenomics+Vol.+531+Methods+in+Enzymology%22">Microbial metagenomics, Metatranscriptomics, and metaprotenomics Vol. 531 Methods in Enzymology</a>. DeLong, E. E. 10, Elsevier. Ch. 10 187-218 (2013).</li>
<li>Walsh, D. A., Zaikova, E., Hallam, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large+volume+%2820L%2B%29+filtration+of+coastal+seawater+samples%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Large volume (20L+) filtration of coastal seawater samples.</a> J Vis Exp. (28), e1161(2009).</li>
<li>Smalla, K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSmalla%2C+K+%22Molecular+Microbial+Ecology+Manual%22">Molecular Microbial Ecology Manual</a>. Akkermans, D. L., Elsas, J. D., Bruijn, F. J. , Springer. 13-22 (1995).</li>
<li>Thomsen, P. F., Willerslev, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+DNA+-+An+emerging+tool+in+conservation+for+monitoring+past+and+present+biodiversity%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Conserv%22%5BJournal%5D)">Environmental DNA - An emerging tool in conservation for monitoring past and present biodiversity.</a> Biol. Conserv. 183, 4-18 (2014).</li>
<li>Pedersen, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ancient+and+modern+environmental+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Phil.+Trans.+R.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">Ancient and modern environmental DNA.</a> Phil. Trans. R. Soc. B. 370, 20130383(2015).</li>
<li>Fukumoto, S., Ushimaru, A., Minamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+basin+scale+application+of+environmental+DNA+assessment+for+rare+endemic+species+and+closely+related+exotic+species+in+rivers%3A+a+case+study+of+giant+salamanders+in+Japan%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Ecol%22%5BJournal%5D)">A basin scale application of environmental DNA assessment for rare endemic species and closely related exotic species in rivers: a case study of giant salamanders in Japan.</a> J. Appl. Ecol. 52, 358-365 (2015).</li>
<li>Yamanaka, H., Minamoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+environmental+DNA+of+fishes+as+an+efficient+method+of+determining+habitat+connectivity%5BTitle%5D)+AND+%22Ecol.+Indicators%22%5BJournal%5D)">The use of environmental DNA of fishes as an efficient method of determining habitat connectivity.</a> Ecol. Indicators. 62, 147-153 (2016).</li>
<li>Moss, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ciliated+protists+from+the+nepheloid+layer+and+water+column+of+sites+affected+by+the+Deepwater+Horizon+oil+spill+in+the+Northeastern+Gulf+of+Mexico%5BTitle%5D)+AND+%22Deep+Sea+Res.+Pt+I%22%5BJournal%5D)">Ciliated protists from the nepheloid layer and water column of sites affected by the Deepwater Horizon oil spill in the Northeastern Gulf of Mexico.</a> Deep Sea Res. Pt I. 106, 85-96 (2015).</li>
<li>Hilton, J. A., Satinsky, B. M., Doherty, M., Zielinski, B., Zehr, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metatranscriptomics+of+N2-fixing+cyanobacteria+in+the+Amazon+River+plume%5BTitle%5D)+AND+%22The+ISME+journal%22%5BJournal%5D)">Metatranscriptomics of N2-fixing cyanobacteria in the Amazon River plume.</a> The ISME journal. 9, 1557-1569 (2015).</li>
<li>Deiner, K., Walser, J. -C., Mächler, E., Altermatt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choice+of+capture+and+extraction+methods+affect+detection+of+freshwater+biodiversity+from+environmental+DNA%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Conserv%22%5BJournal%5D)">Choice of capture and extraction methods affect detection of freshwater biodiversity from environmental DNA.</a> Biol. Conserv. 183, 53-63 (2015).</li>
<li>Eichmiller, J. J., Miller, L. M., Sorensen, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+techniques+to+capture+and+extract+environmental+DNA+for+detection+and+quantification+of+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ecol.+Res%22%5BJournal%5D)">Optimizing techniques to capture and extract environmental DNA for detection and quantification of fish.</a> Mol. Ecol. Res. 16, 56-68 (2016).</li>
<li>Lemarchand, K., Pollet, T., Lessard, V., Badri, M. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLemarchand%2C+K+%22Sample+Preparation+Techniques+for+Soil%2C+Plant%2C+and+Animal+Samples%27Springer+Protocols+Handbooks%22">Sample Preparation Techniques for Soil, Plant, and Animal Samples'Springer Protocols Handbooks</a>. Micic, M. , Springer. 325-339 (2016).</li>
<li>Turner, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Particle+size+distribution+and+optimal+capture+of+aqueous+macrobial+eDNA%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Ecol.+Evol%22%5BJournal%5D)">Particle size distribution and optimal capture of aqueous macrobial eDNA.</a> Methods Ecol. Evol. 5, 676-684 (2014).</li>
<li>Barnes, M. A., Turner, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ecology+of+environmental+DNA+and+implications+for+conservation+genetics%5BTitle%5D)+AND+%22Conserv.+Genet%22%5BJournal%5D)">The ecology of environmental DNA and implications for conservation genetics.</a> Conserv. Genet. 17, 1-17 (2016).</li>
<li>Sorokulova, I., Olsen, E., Vodyanoy, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biopolymers+for+sample+collection%2C+protection%2C+and+preservation%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Microbiol.+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Biopolymers for sample collection, protection, and preservation.</a> Appl. Microbiol. Biotechnol. 99, 5397-5406 (2015).</li>
<li>Renshaw, M. A., Olds, B. P., Jerde, C. L., McVeigh, M. M., Lodge, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+room+temperature+preservation+of+filtered+environmental+DNA+samples+and+assimilation+into+a+Phenol-Chloroform-Isoamyl+alcohol+DNA+extraction%5BTitle%5D)+AND+%22Mol.+Ecol.+Res%22%5BJournal%5D)">The room temperature preservation of filtered environmental DNA samples and assimilation into a Phenol-Chloroform-Isoamyl alcohol DNA extraction.</a> Mol. Ecol. Res. 2014, (2014).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Dans de nombreuses études de metabarcoding en utilisant des échantillons environnementaux tels que l&#39; eau et le sol, le traitement post-filtration de la cartouche filtrante est généralement la suivante 24,25: 1) de coupe ouverte ou gerçures le boîtier avec des outils à main (coupe-tube ou une pince); 2) le retrait du filtre de la cartouche; et 3) la découpe du filtre en petits morceaux avec une lame de rasoir pour l&#39;extraction d&#39;ADN. Pour éviter de telles lourdes et longues procédures qui sont suj...

ADN de l&#39;environnement (EDNA) dans les milieux aquatiques se réfère au matériel génétique trouvé dans la colonne d&#39;eau. Des études récentes ont démontré l&#39;utilité de EDNA pour détecter les poissons de divers milieux aquatiques, y compris les étangs, les rivières 1-3 4-8, cours d&#39; eau 9, et l&#39; eau de mer 10-14. La plupart de ces études se sont concentrées sur la détection d&#39;un seul ou de quelques invasive 1,4-6,8,14 et rares ou menacées espèces 3,9, alors que certaines études récentes ont tenté la détection simultanée de plusieurs espèces dans les communautés de poissons locales 7,9, 12,13,15 et mésocosmes 11,12. Cette dernière approche est appelée «metabarcoding» et EdNA metabarcoding utilise un ou plusieurs ensembles d&#39;amorces de PCR pour coamplify une région de gène à travers taxonomiquement divers échantillons. Elle est suivie par la préparation bibliothèque d&#39;indexation et l&#39;addition de l&#39;adaptateur et les bibliothèques indexées sont analysées par un séquençage parallèle à haut débitPlate-forme. Récemment Miya et al. 12 ont développé des amorces de PCR universelles pour metabarcoding EDNA de poissons (appelés &quot;MiFish&quot;). Les amorces MiFish ciblent une région hypervariable du gène 12S ARNr mitochondrial (163-185 pb), qui contient des informations suffisantes pour identifier les poissons à la famille taxonomique, genre et espèce, sauf pour certains congénères étroitement liés. Avec l&#39;utilisation de ces amorces dans EDNA metabarcoding, Miya et al. 12 détecté plus de 230 espèces marines subtropicales de réservoirs d&#39;aquarium avec la composition des espèces et des récifs coralliens connus près de l&#39;aquarium. Tout en optimisant le protocole metabarcoding pour accueillir l&#39;eau de mer naturelle avec des niveaux de concentration de poissons EDNA différents, nous avons remarqué que les amorces MiFish parfois échoué à amplifier la région cible pour la préparation de la bibliothèque ultérieure. Une des raisons les plus probables pour cette amplification PCR échec est le manque de quantités suffisantes de la template ADN contenu dans de petits volumes d&#39;eau filtrée (ie 1-2 L). Bien que la concentration EDNA d&#39;un groupe taxonomique spécifique est inconnaissable avant l&#39;amplification, la filtration de grands volumes d&#39;eau (&gt; 1-2 L) serait un moyen simple et efficace pour recueillir plus EDNA des milieux aquatiques avec l&#39;abondance des poissons rares et la biomasse, tels que ouvert sur la mer et en eaux profondes des écosystèmes. Par rapport aux filtres en fibre de disques utilisés classiquement dans un certain nombre de recherches poissons EDNA 16, les cartouches filtrantes ont l&#39;avantage d&#39;accueillir de plus grands volumes d&#39;eau avant le colmatage 17. En fait, une étude récente a montré un grand volume (&gt; 20 L) filtration des échantillons d&#39;eau de mer côtières en utilisant des cartouches filtrantes 18. En outre, ils sont emballés individuellement et stérile, ainsi que plusieurs étapes du flux de travaux expérimentaux peuvent être réalisés dans le boîtier de filtre, ce qui réduit la probabilité de contamination du laboratoire 19. Le dernierfonctionnalité est essentielle pour EDNA metabarcoding, où le risque de contamination reste parmi les plus grands défis expérimentaux 20,21. En dépit de ces avantages techniques des cartouches filtrantes, il n&#39;a pas été utilisé dans les études EDNA de poissons à deux exceptions près 8,15. Ici, nous fournissons un protocole pour la filtration des échantillons d&#39;eau avec la cartouche filtrante et l&#39;extraction de EDNA de son filtre sans avoir à couper ouvrir le boîtier. Nous fournissons également deux systèmes de filtration d&#39;eau de remplacement en fonction des volumes d&#39;eau (≤4 L ou&gt; 4 L). Pour comparer les performances du protocole nouvellement développé et un protocole précédemment utilisé à l&#39; aide d&#39; un filtre en fibre de verre dans notre groupe de recherche 12,14,22,23, nous effectuons EDNA metabarcoding analyse de l&#39; eau de mer à partir d&#39; un énorme réservoir d&#39;aquarium (7.500 m 3 ) avec la composition des espèces connues, et indiquer le nombre d&#39;espèces détectées provenant des deux protocoles que des résultats représentatifs. Ce protocole hcomme été développé pour metabarcoding EDNA de poissons, mais est également applicable à EDNA d&#39;autres organismes.

<table><tbody><tr><td>Panneau en maille</td><td>Iris Ohyama</td><td>MPP-3060-BE</td><td></td></tr><tr><td>Broche en métal</td><td>Iris Ohyama</td><td>MR12F</td><td></td></tr><tr><td>Support pour le panneau en maille</td><td>Pas de marque</td><td>4184-9507</td><td>disponible sur Amazon Japon</td></tr><tr><td>Sac en plastique de 1 L avec bouchon à vis</td><td>Yanagi</td><td>DP16-TN1000</td><td></td></tr><tr><td>Connecteur luer-lock mâle</td><td>ISIS</td><td>11620</td><td></td></tr><tr><td>Pointe de pipette de 10 ml</td><td>Eppendorf</td><td>0030 000.765</td><td></td></tr><tr><td>Flacon livre de 10 L avec valve</td><td>As One</td><td>1-2169-01</td><td></td></tr><tr><td>Filtre Sterivex-HV</td><td>Millipore</td><td>SVHVL10RC</td><td>désigné comme « cartouche filtrante » tout au long du ms et utilisé dans le protocole</td></tr><tr><td>Raccord Luer mâle</td><td>As One</td><td>1-7379-04</td><td></td></tr><tr><td>Raccord Luer femelle</td><td>As One</td><td>5-1043-14&nbsp ; &nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Capuchon Luer d’entrée</td><td>ISIS</td><td>VRMP6</td><td></td></tr><tr><td>Capuchon Luer de sortie</td><td>ISIS</td><td>VRFP6</td><td></td></tr><tr><td>Tube à vide poussé</td><td>As One</td><td>6-590-01</td><td></td></tr><tr><td>Connecteur à vide</td><td>As One</td><td>6-663-02</td><td></td></tr><tr><td>Bouchon en silicone</td><td>As One</td><td>1-7650-07</td><td></td></tr><tr><td>Collecteur</td><td>As One</td><td>2-258-01</td><td></td></tr><tr><td>Aspirateur-GAS-1</td><td>As One</td><td>1-7483-21</td><td></td></tr><tr><td>DNeasy Blood & Kit de tissus (250)</td><td>Qiagen</td><td>69506</td><td></td></tr><tr><td>PowerWater Sterivex Kit d’isolation d’ADN</td><td>MO BIO</td><td>14600-50-NF</td><td>désigné comme « kit optionnel » dans le ms</td></tr><tr><td>Centrifugeuse de table</td><td>Kubota</td><td>Model 4000</td><td>Vitesse maximale 6 000 tr</td></tr><tr><td>/min Rotor à angle fixe</td><td>Kubota</td><td>AT-508C</td><td></td></tr><tr><td>Adaptateur pour tube conique de 15 ml</td><td>Kubota</td><td>055-1280</td><td></td></tr><tr><td>Solution de stabilisation de l’ARNlater</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>AM7020</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Parafilm</td><td>PM992</td><td>désigné comme « film auto-obturant »</td></tr></tbody></table>

utilisation d&#39;une cartouche filtrante pour la filtration de l&#39;eau et des échantillons d&#39;extraction de l&#39;adn de l&#39;environnement

Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA

Des études récentes ont démontré que l’utilisation de l’ADN environnemental (ADNe) des poissons était appropriée comme outil de surveillance non invasif. La plupart de ces études ont utilisé des filtres à fibres à disque pour collecter de l’ADNe à partir d’échantillons d’eau, bien qu’un certain nombre d’études microbiennes en milieu aquatique aient utilisé des cartouches filtrantes, car la cartouche a l’avantage de contenir de grands volumes d’eau et d’être généralement facile à utiliser. Nous fournissons ici un protocole pour la filtration des échantillons d’eau à l’aide de la cartouche filtrante et l’extraction de l’ADNe du filtre sans avoir à ouvrir le boîtier. Les principales parties de ce protocole consistent en 1) la filtration des échantillons d’eau (volumes d’eau ≤4 L ou >4 L) ; (2) l’extraction de l’ADN sur le filtre à l’aide d’un agitateur à rouleaux placé dans un incubateur préchauffé ; et (3) la purification de l’ADN à l’aide d’un kit commercial. Grâce à l’utilisation de ce protocole et des protocoles précédemment utilisés, nous effectuons une analyse de métabarcoding d’ADNe prélevé dans un immense bassin d’aquarium (7 500 m3) avec une composition d’espèces connue, et montrons le nombre d’espèces détectées par bibliothèque à partir des deux protocoles comme résultats représentatifs. Ce protocole a été développé pour le métacodage à barres de l’ADNe des poissons, mais il est également applicable à l’ADNe d’autres organismes.

Il est techniquement difficile d&#39;isoler et de quantifier seulement EDNA de poissons de la EDNA en vrac extrait, parce que les amorces MiFish coamplify la région cible de certains vertébrés non-poissons, tels que les oiseaux et les mammifères, avec des produits de PCR de la même taille (env. 170 pb ) 12. Au lieu de quantifier les poissons EDNA, nous effectuons MiFish metabarcoding analyse de EDNA à partir d&#39;un réservoir d&#39;aquarium avec la composition des es...

Nous décrivons un protocole pour la filtration d’échantillons d’eau avec une cartouche filtrante et l’extraction de l’ADN environnemental (ADNe) sans avoir à ouvrir le boîtier pour retirer le filtre. Ce protocole est développé pour le métacodage à barres de l’ADNe des poissons, mais s’applique également à l’ADNe d’autres organismes.

Utilisation d&#39;une cartouche filtrante pour la filtration de l&#39;eau et des échantillons d&#39;extraction de l&#39;ADN de l&#39;environnement

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies ...

L'objectif général de ce protocole est de filtrer des échantillons d'eau à l'aide d'une cartouche filtrante et d'extraire l'ADN environnemental sans avoir à ouvrir le boîtier pour retirer le filtre, afin d'obtenir de l'ADN environnemental (eADN) par métabarcoding provenant de divers organismes aquatiques. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de l'écologie, telles que la surveillance de la biodiversité et l'écologie des communautés. Le principal avantage de cette technique réside dans le fait que les cartouches filtrantes peuvent traiter des volumes d'eau plus importants, et que la filtration ainsi que l'extraction de l'ADN peuvent être réalisées de manière stérile.Pour commencer cette procédure, fixez un tube à vide élevé au connecteur d'entrée d'une pompe aspirateur. Reliez l'autre extrémité du tube à un collecteur. Assurez-vous que les trois valves en T rouges du collecteur sont en position fermée.Ensuite, mettez une paire de gants propres. Insérez un raccord femelle luer à l'extrémité supérieure du tuyau en caoutchouc sous vide. Puis, insérez un raccord de vide à l'extrémité inférieure.Fixez soigneusement le raccord femelle luer à un orifice de sortie de la cartouche de filtration. Ensuite, reliez le connecteur de vide à un bouchon en silicone. Versez un litre d'eau échantillonnée dans le sac en plastique préparé.Insérez le bouchon à vis avec le connecteur mâle luer-lock. Ensuite, reliez soigneusement un port d'entrée de la cartouche de filtre assemblée au connecteur mâle luer-lock. Veillez à ce que toutes les connexions soient bien sécurisées.Ensuite, accrochez le sac en plastique à deux crochets situés sur le panneau en treillis. Insérez un bouchon en silicone dans le port d'entrée du collecteur. Puis, mettez l'aspirateur en marche.Ouvrir les vannes en T rouges pour la filtration. Faire fonctionner le collecteur jusqu'à ce que la cartouche de filtration soit sèche. Ensuite, fermer les vannes en T rouges.Répétez l'ensemble de ce processus pour filtrer la quantité d'eau souhaitée. Une fois que toute l'eau échantillonnée a été filtrée, retirez soigneusement la cartouche filtrante du sac en plastique et du récipient sous vide. Bouchonnez les deux extrémités de la cartouche avec les bouchons luer appropriés.Ensuite, à l’aide d’un stylo résistant aux solvants, étiquetez la cartouche et le bouchon d’entrée à raccord Luer. Conservez à 20 degrés Celsius jusqu’au moment d’effectuer l’extraction de l’ADN. Pour les échantillons de plus de quatre litres, préparez un flacon de dix litres selon les instructions détaillées dans le protocole écrit.Ajoutez l'échantillon d'eau à filtrer. Ensuite, insérez fermement une pipette de dix millilitres dans la valve de la bouteille en forme de livre. Insérez fermement le port d'entrée de la cartouche de filtration dans la pipette.Ensuite, insérez un bouchon en silicone dans le port d'entrée du collecteur. Allumez l'aspirateur. Puis, ouvrez les vannes en T rouges pour la filtration.Faites fonctionner le collecteur jusqu'à ce que la cartouche filtrante soit sèche. Une fois la filtration terminée, fermez les vannes en T rouges. Retirez soigneusement la cartouche du sac en plastique et du raccord sous vide.Ensuite, boucher les deux extrémités de la cartouche avec les bouchons luer appropriés. Utiliser un stylo résistant aux solvants pour étiqueter la cartouche et le bouchon luer d'entrée. Conserver à 20 degrés Celsius jusqu'au moment d'effectuer l'extraction de l'ADN.Préchauffez un incubateur à 56 degrés Celsius. Ensuite, découpez le bouchon articulé d'un tube de 2,0 millilitre et jetez le bouchon. Retirez le bouchon Luer d'entrée de la cartouche de filtration.Ensuite, insérez le port d'entrée dans le tube de 2,0 millilitre. À l'aide d'un film auto-obturant, scellez hermétiquement la connexion entre la cartouche et le tube de collecte. Puis, insérez l'ensemble dans un adaptateur de centrifugeuse conçu pour un tube conique de 15 millilitres.Centrifuger la cartouche pendant une minute à 5000 fois g pour éliminer le liquide restant dans le filtre. Une fois la centrifugation terminée, retirer le tube de collecte de la cartouche filtrante et jeter le tube. Ensuite, refermer l'orifice d'entrée.Ensuite, mélanger 20 microlitres de solution d'albumine A, 220 microlitres de sérum physiologique tamponné au phosphate et 200 microlitres de tampon AL. Retirer le bouchon d'entrée et ajouter le mélange dans la cartouche à l’aide d’une pipette, en insérant complètement la pipette dans l’orifice d’entrée. Reboucher l’orifice d’entrée. Puis, placer la cartouche filtrante sur un agitateur rotatif.Placer l'agitateurbain rotatif dans l'incubateur préchauffé et régler l'agitateurbain sur 20 tr/min pendant 20 minutes. Pendant l'incubation, étiqueter un nouveau tube de 2,0 millilitre avec un stylo résistant aux solvants. Ensuite, le placer dans un tube conique de 50 millilitres.Une fois l'incubation terminée, retirez le bouchon d'entrée. Ensuite, insérez le port d'entrée dans le nouveau tube de 2,0 millilitres. Bouchonnez le tube conique avec un bouchon à vis.Centrifuger pendant une minute à 5000 × g pour récupérer l'ADN extrait. Ensuite, retirer la cartouche du tube de 2,0 millilitre à l'aide de pinces stérilisées. Boucher le tube et purifier l'ADN extrait comme indiqué dans le protocole écrit.Dans cette procédure, quatre volumes différents d'eau de mer sont filtrés sur le même collecteur à l'aide de deux filtres distincts, puis l'ADN environnemental est extrait par la suite. La cartouche filtrante a détecté, en moyenne, 50 % de plus d'espèces que les filtres en fibre de verre. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en deux heures si elle est effectuée correctement.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez bien comprendre comment filtrer des échantillons d'eau à l'aide d'une cartouche filtrante, ainsi que comment extraire l'ADN environnemental sans avoir à ouvrir le boîtier pour retirer le filtre, dans le cadre du métabarcoding de l'ADN environnemental provenant de divers organismes aquatiques.

use-filter-cartridge-for-filtration-water-samples-extraction

Research

Recherche

JoVE Journal

Environment

Environnement

Nous décrivons une méthode pour l'extraction d'ADN de haut poids moléculaire, génomique de la biomasse planctonique concentrés sur des filtres de 0,22 um Sterivex, suivie d'une centrifugation en gradient de chlorure de césium de densité pour la purification.

Extraction de l&#39;ADN à partir de 0,22 Filtres Sterivex uM et le césium Centrifugation gradient de chlorure de densité

Ce manuscrit décrit une approche automatisée de sélection de la taille du gel pour purifier les fragments d’ADN pour le séquençage de nouvelle génération. La technologie Ranger permet une automatisation complète de l’ensemble du processus de chargement de gel d’agarose, d’analyse électrophorétique et de récupération de fragments d’ADN ciblés, ce qui permet d’obtenir des bibliothèques de séquençage de nouvelle génération à haut débit et de haute qualité.

Sélection de la taille Gel automatisé pour améliorer la qualité des bibliothèques de séquençage de prochaine génération Préparé à partir d&#39;échantillons d&#39;eau de l&#39;environnement

Ce protocole permet l’extraction et la concentration de protéines et d’ADN à partir de biomasse microbienne prélevée dans l’eau de mer, suivie de la génération de peptides tryptiques adaptés à l’analyse protéomique basée sur la spectrométrie de masse en tandem.

Un microbienne aquatique métaprotéomique Workflow: à partir de cellules à tryptique peptides appropriés pour l&#39;analyse comparative-spectrométrie de masse en tandem

Deux analyses complémentaires de particules biologiques atmosphériques provenant de filtres échantillonnés à l’air sont décrites ici : l’extraction et la détection d’endotoxines et d’ADN.

L&#39;analyse du filtre à air dans l&#39;échantillon d&#39;endotoxines et de l&#39;ADN contenu

Nous décrivons ici un procédé d'extraction d'ADN simple et rapide à base de papier d'ADN proviral du VIH dans le sang total détecté par PCR quantitative. Ce protocole peut être étendu pour une utilisation dans la détection d'autres marqueurs génétiques ou en utilisant des méthodes d'amplification alternatives.

Filtration Isolement des acides nucléiques: Une méthode d&#39;extraction de l&#39;ADN simple et rapide

Nous présentons ici un protocole pour étudier les impacts de la fracturation hydraulique sur les cours d’eau voisins en analysant leurs communautés microbiennes d’eau et de sédiments.

Évaluation de l’impact de la fracturation hydraulique sur les cours d’eau à l’aide de signatures moléculaires microbiennes

Ici, nous présentons une technique simple pour évaluer la résistance aux antimicrobiens environnementaux (RAM) en augmentant la proportion d’ADN extracellulaire de faible poids moléculaire. Un traitement antérieur avec 20 à 30 % de PEG et 1,2 M de NaCl permet de détecter à la fois les gènes génomiques et les gènes AMR transférés horizontalement. Le protocole se prête à un processus sans kit avec une optimisation supplémentaire.

Amélioration de l’extraction de l’ADN de faible poids moléculaire des eaux usées pour une évaluation complète de la résistance aux antimicrobiens 

Ici, nous présentons un nouveau protocole pour récupérer l’ADNe marin par la collecte et la filtration d’échantillons d’eau de mer provenant de ferries et d’autres navires commerciaux en activité.

Le laboratoire flottant : Procédure opérationnelle normalisée pour la collecte et le filtrage d’échantillons d’eau de mer provenant de traversiers en exploitation pour l’analyse de l’ADN environnemental

Des formes fiables et précises d’analyse ADN déployable sur le terrain sont cruciales pour de nombreux secteurs. Cet article propose deux méthodes d’analyse microbienne environnementale sur le terrain : 1) l’isolement de l’ADN microbien à partir d’échantillons environnementaux à l’aide d’un kit d’extraction biologique sur le terrain, et 2) l’analyse de l’ADN via l’unité qPCR de champ.

Analyse de l’ADN microbien sur le terrain à l’aide d’un kit d’extraction biologique et d’une unité qPCR de terrain

Ce protocole décrit un flux de travail standardisé pour la collecte d’échantillons d’ADN environnemental de cétacés (eADN) à partir de navires d’observation des baleines. La faisabilité pour les chercheurs et les citoyens scientifiques formés est prioritaire, tandis que les conditions environnementales, le temps de filtration, la turbidité et la logistique à bord définissent les limites pratiques de son application.

Prélèvement d’ADN environnemental sur des navires d’observation des baleines pour la surveillance des cétacés

Découvrez une méthode non invasive pour extraire l'ADN environnemental (eDNA) à partir de cartouches filtrantes sans ouvrir le boîtier. Cette technique permet de filtrer de grands volumes d'eau pour le métabarcoding des poissons et autres organismes aquatiques.

Utilisation d'une cartouche filtrante pour la filtration de l'eau et des échantillons d'extraction de l'ADN de l'environnement

Explorer plus de vidéos