Name: Plunge congélation: un outil pour les études ultrastructurales et immunolocalisation de cellules en suspension dans microscopie électronique à transmission (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-05T12:30:00.000+00:00
Duration: 13 min 35 s
Description: Découvrez la cryofixation par plongée pour visualiser les cellules en suspension en microscopie électronique à transmission. Cette méthode économique préserve parfaitement les ultrastructures cellulaires et permet l'immunolocalisation protéique.

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Nous exprimons notre gratitude à M. Bouchecareilh, E. Tétaud, S. Duvezin-Caubet, et A. Devin pour leur aide et leurs commentaires sur le manuscrit. Nous sommes reconnaissants au pôle d&#39;imagerie électronique de Bordeaux Centre d&#39;imagerie où les images ont été prises. Ce travail a été soutenu par le Centre National de la Recherche Scientifique.

1. Préparation de Formvar Grille Film REMARQUE: Manipulez de chloroforme sous une hotte en utilisant un équipement de protection individuelle (gants, blouse de laboratoire, lunettes). Utiliser 400 grilles de cuivre de microscopie électronique maillage. Avec d&#39;autres types de réseau (autres tailles de mailles, l&#39;or et les grilles de nickel), la qualité du gel est pire. <ol><li> Préparer une solution de 100 ml de 0,3% dans le chloroforme formvar. Laisser se dissoudre pendant la nuit sans agitation. </li><li> Mettre 400 mesh (nombre de trous par pouce carré) grilles de microscopycopper d&#39;électrons (diamètre 3,05 mm) dans un flacon en verre (hauteur 3 cm et un diamètre de 2 cm) contenant de l&#39;acétone. On agite le flacon de verre avec un mouvement circulaire de la main. Éliminer l&#39;acétone avec une pipette de transfert en plastique. Laisser évaporer le solvant pendant 5 minutes. Transférer les grilles en les versant sur un papier filtre et les laisser sécher pendant 5 minutes. </li><li> Polir une lame de verre 76 x 26 mm 2 en l&#39; essuyant avec un chiffon non pelucheux jusqu&#39;à brillant / glissant.</li><li> Prendre un cristallisoir (diamètre 15 cm, hauteur: 7 cm et de capacité 1200 ml) et de le remplir à ras bord avec de l&#39;eau distillée. Nettoyer la surface de l&#39;eau en passant une barre de verre au-dessus de la surface deux fois pour enlever la poussière. </li><li> Tenez la lame de verre entre deux doigts et le tremper dans la solution formvar pendant quelques secondes. Tenez-le debout sécher sous un bécher à l&#39;envers pendant 5 min. </li><li> Lorsque le film est sec, marquer les bords de la lame de verre avec une lame de rasoir pour définir les limites du film à être délogés de la diapositive. </li><li> Prenez une grande respiration et expirez fortement sur la lame pour obtenir une couche de vapeur d&#39;eau et sous le film pour rendre le film légèrement opaque et améliorer sa visibilité. <ol><li> flotter immédiatement le film sur la surface de l&#39;eau de cristallisation en touchant le fond de la lame avec un angle d&#39;environ 30 °. Laisser la sortie du film de la lame et de le retirer à la surface de l&#39;eau de cristallisation. Tirez doucement sur le film de laPinces, si nécessaire. </li></ol></li><li> Collez doucement les grilles vers le bas sur le film flottant sur la surface de l&#39;eau dans les régions qui sont de l&#39;épaisseur appropriée (environ 10 nm) et sans rides. </li><li> Retirez le film en recouvrant les grilles avec du papier Joseph alors qu&#39;ils flottent sur la surface de l&#39;eau cristalliseuse. <ol><li> En tenant le papier Joseph d&#39;une main, touchez une extrémité du papier Joseph à une extrémité du film. Attendez que le papier Joseph soit complètement humide. Retirez le papier Joseph avec les grilles collées. </li></ol></li><li> Placez les grilles pendant 24 h dans une boîte de Petri couverte pour le séchage final et le stockage avant utilisation à température ambiante. </li></ol> 2. Préparation du milieu de substitution au gel REMARQUE: Le tétroxyde d&#39;osmium (OsO 4 ) et l&#39;acétate d&#39;uranyle sont des produits chimiques dangereux. Manipulez-les dans la hotte de fumée tout en portant un équipement de protection individuelle approprié (EPI) comprenant une blouse de laboratoire et des gants. Follow les consignes de sécurité pour la manipulation (OSO 4) et de l&#39; acétate d&#39;uranyle. Utilisez cryotubes O-ring pour éviter la fuite de OsO 4. <ol><li> Des études ultrastructurales <ol><li> Mettez le verre OsO 4 ampoule dans un flacon en verre. </li><li> Briser l&#39;ampoule en secouant le flacon. </li><li> Ajouter un volume approprié de l&#39;acétone à 100% pour obtenir une concentration finale de 4%. </li><li> Remuer et distribuer aliquotes de 1,5 ml dans 1,8 ml cryoampoules. </li></ol></li><li> Immunomarquage des protéines <ol><li> Placer 0,05 g d&#39;acétate d&#39;uranyle dans un flacon en verre. </li><li> Ajouter 50 ml d&#39;acétone à 100%. </li><li> On agite la solution avec un agitateur magnétique. Lorsque la solution devient limpide, un filtrage en utilisant un filtre de 0,2 um. </li><li> 1,5 ml aliquotes Distribuer dans 1,8 ml cryoampoules. NOTE: Préparer les cryotubes contenant un milieu de gel de substitution avant le processus de congélation d&#39;eau froide et les garder à -84 ° C congélateur. Inverser le flacon de verre pour jeter leOsO 4 ampoule dans les déchets dangereux. </li></ol></li></ol> 3. Préparation des cellules REMARQUE: Cette étape est essentielle pour le succès de la méthode. Pour tous les types de cellules, cultiver des cellules pour obtenir le nombre indiqué de cellules. Centrifugeuse dans le tube indiqué à l&#39;heure indiquée et la vitesse. <ol><li> Pour obtenir la consistance appropriée des granulés de différents types de cellules, les cellules se développer comme suit: <ol><li> Pour Saccharomyces cerevisiae et Schizosaccharomyces pombe, inoculer levure dans 5 ml de milieu liquide minimal ou complet. Incuber pendant une nuit à 28 ° C, rotation (180 rpm). Mesurer la densité optique à 600 nm (DO 600) de la culture d&#39;une nuit. Diluer les cellules de levure à une DO 600 de 0,2 dans 50 ml de milieu frais sélectif. Continuer à incuber les cellules à 28 ° C, en rotation, pour obtenir 1 x 10 9 cellules de levure 7. </li><li> Pour flagelle Leishmania, inoparasites culer dans 5 ml de milieu AM avec 7,5% de FCS (sérum de veau foetal). Incuber pendant une nuit à 24 ° C, rotation (180 rpm). Mesurer la 600 OD de la culture du jour au lendemain. Diluer les cellules parasitaires à une DO 600 de 0,2 dans 50 ml de milieu frais sélectif. Continuer à incuber les cellules à 24 ° C, en rotation, pour obtenir 5 x 10 8 cellules de parasites 12. </li><li> Pour Trypanosoma brucei, inoculer parasites dans 5 ml de milieu SDM-79 avec 10% de FCS et 30 ug / ml d&#39; hygromycine. Incuber pendant une nuit à 27 ° C, rotation (180 rpm). Mesurer la 600 OD de la culture du jour au lendemain. Diluer les cellules parasitaires à une DO 600 de 0,2 dans 50 ml de milieu frais sélectif. Continuer à incuber les cellules à 27 ° C, en rotation, pour obtenir 5 x 10 8 cellules de parasites 13. </li><li> Pour Escherichia coli, inoculer les bactéries dans 5 ml de milieu DYT avec 100 ug / ml d&#39; ampicilline. Incuber pendant une nuit à 37 ° C, rotation (180rpm). Mesurer la 600 OD de la culture du jour au lendemain. Diluer les cellules bactériennes à une DO 600 de 0,2 dans 50 ml de milieu frais sélectif. Continuer à incuber les cellules à 37 ° C, en rotation, pour obtenir 5 x 10 10 cellules bactériennes 14. NOTE: Après une nuit d&#39;incubation, des cellules en culture peuvent être en phase de croissance logarithmique ou stationnaire. souches cellulaires croissance très lente peuvent nécessiter des temps d&#39;incubation plus d&#39;une nuit, ou l&#39;inoculation d&#39;un plus grand nombre de cellules, comme déterminé de manière empirique. </li></ol></li><li> Pour tous les types de cellules, le transfert du milieu de culture contenant les cellules à 50 ml tube en polypropylene et centrifuger pendant 3 min à 1500 x g. </li><li> Retirer le surnageant et remettre en suspension le culot de tous les types de cellules dans 1 ml du milieu de culture cellulaire pertinente. </li><li> Centrifugeuse de tous les types de cellules dans un tube de microcentrifugation pendant 1 min à 3900 x g. supprimer complètement le surnageant. </li><li> Gardez les cellules sur la glace. </li></ol> Remarque: Manipulez l&#39;azote liquide avec soin. Utiliser un équipement de protection individuelle, y compris cryogloves et googles. Le propane est potentiellement explosif, effectuer la liquéfaction dans une pièce bien ventilée ou sous une hotte. Pas de flammes nues sont autorisées. <ol><li> Mettre environ 150 ml d&#39;azote liquide dans un plateau en polystyrène. Placer une tasse en laiton (hauteur 3,6 cm, diamètre 2 cm et d&#39;épaisseur 1,5 mm) dans de l&#39;azote liquide à congeler. Ne laissez pas l&#39;azote liquide pénètre dans la coupe en laiton. </li><li> Attendez jusqu&#39;à ce que les bulles disparaissent pour être sûr que la coupe en laiton est gelé. </li><li> Mettre le tuyau relié à la bouteille de propane en contact avec la paroi de la coupelle en laiton. </li><li> ouvrir doucement le robinet de la bouteille de propane. NOTE: A ce stade, le propane liquéfie dans la coupe en laiton. </li><li> Arrêter la liquéfaction par la fermeture du robinet de la bouteille de propane et de retirer rapidement le tuyau de gaz. </li><li> Remplissez le bac en polystyrène avec ni liquideTrogène jusqu&#39;à 5 mm du haut de la cuvette en laiton. Ne laissez pas l&#39;azote liquide pénétrer dans une tasse en laiton. </li></ol> 5. Congélation par immersion de l&#39;échantillon <ol><li> Mettez environ 200 ml d&#39;azote liquide dans un bac en polystyrène. Congéler de petites cuvettes en laiton (hauteur 1,5 cm de diamètre 2,5 cm et épaisseur 1 mm) en les mettant dans de l&#39;azote liquide. Mettez une tasse pour un échantillon de cellule de suspension. Veillez à ne pas mélanger les échantillons. À cette fin, mettre l&#39;échantillon 1 dans la tasse 1, l&#39;échantillon 2 en tasse 2, etc. </li><li> Geler les pinces en plongeant leur pointe dans de l&#39;azote liquide. </li><li> Plongez une aiguille disséquante à double bord dans la pastille obtenue en 3.5. </li><li> À l&#39;aide de pincettes, prenez une grille de microscopie de cuivre de 400 mesh recouverte de formvar préparée dans la section 1. </li><li> À l&#39;aide de l&#39;aiguille de dissection, placer une goutte de pastille obtenue en 3.5 sur la grille. Essayez différentes tailles de gouttes ( p. Ex. 2, 5 et 10 μL). </li><li> Plongez très rapidement la grille retenue par la pincette dans le gène du propane liquideclassé à l&#39;article 4 et mélanger la grille avec un mouvement circulaire pendant quelques secondes. </li><li> transférer rapidement la grille gelée avec la pince à épiler à la petite tasse en laiton gelé dans la section 5.1. NOTE: Pour chaque échantillon, faire au moins 3 grilles. geler toujours la pince à épiler avant de prendre une grille de cuivre. </li></ol> 6. Gel de substitution NOTE: Le tétroxyde d&#39;osmium est potentiellement volatile, de sorte que l&#39;utilisation d&#39;un respirateur à adduction d&#39;air avec des cartouches de vapeur. Gel de l&#39;fixatif dans l&#39;azote liquide avant la congélation d&#39;eau froide est également une solution. <ol><li> Pour les études de ultrastructure, ouvrez les 1,8 mL tubes contenant du milieu cryovial gel de substitution préparé dans la section 2.1. Pour les études immunolocalisation, ouvrez les 1,8 mL tubes contenant du milieu cryovial gel de substitution préparé à la section 2.2. Placez le bouchon sur les cryoampoules. </li><li> Congeler les pinces à épiler en plongeant leur pointe dans l&#39;azote liquide. </li><li> retirer rapidement le bouchon et transférer les grilles congelés iNTO les cryoampoules utilisant la pince à épiler. </li><li> Mettre le bouchon sur les cryoampoules. </li><li> Répéter l&#39;opération pour chaque grille de chaque échantillon. </li><li> Fermer tous les bouchons et remuer les cryotubes avec un mouvement circulaire de la main pour que les échantillons se trouvent dans le milieu de congélation-substitution. </li><li> Placer les tubes cryogéniques dans une boîte étanche à l&#39;air pendant 3 jours dans un congélateur -84 ° C au cours du processus de congélation-substitution. </li></ol> 7. Le réchauffement de l&#39;échantillon <ol><li> Études de ultrastructure <ol><li> Transporter les cryotubes dans un plateau en polystyrène (pour éviter une augmentation soudaine de la température) dans un congélateur -30 ° C. Placez-les dans le congélateur -30 ° C pendant 1 h. </li><li> Placer les cryotubes dans un congélateur -15 ° C pendant 2 h. Placer les échantillons à 4 ° C pendant 2 h et ensuite pendant 30 min à température ambiante. </li><li> Retirer le moyen de substitution de congélation avec une pipette de transfert en plastique. Ajouter environ 500 pi de 100% d&#39;acétone. </li><li> Incorporer 1,8 ml cryovialavec un mouvement circulaire de la main et verser rapidement de l&#39;acétone (1,5 ml) contenant les grilles dans un flacon en verre (hauteur de 3 cm et un diamètre de 2 cm). </li><li> Rincer la même cryovial avec 1 ml de 100% d&#39;acétone pour être sûr d&#39;avoir transféré toutes les grilles. On agite le cryotube avec un mouvement circulaire de la main et verser le contenu du cryotube dans un flacon en verre. </li><li> Rincer chaque flacon en verre avec 3 ml d&#39;acétone à 100% 3 fois pendant 10 min. </li><li> Suivez les procédures d&#39;incorporation et d&#39; inclusion comme décrit en référence 15. Imprégner l&#39;échantillon avec des concentrations croissantes de résine époxyde dans de l&#39;acétone (25%, 50% et 75%) et incorporer l&#39;échantillon avec une résine époxy de 100% dans des capsules de gélatine. </li></ol></li><li> Des études immunomarquage <ol><li> Transporter les 1,8 ml cryotubes dans un plateau en polystyrène (pour éviter une augmentation soudaine de la température) à -30 ° C au congélateur. </li><li> Placer les tubes cryogéniques pendant 2 h dans un congélateur -30 ° C. </li><li> Dans un -30 °<html> C congélateur, agiter le cryotube avec un mouvement circulaire de la main et verser rapidement le moyen de substitution de gel dans un flacon en polypropylene (hauteur 5 cm et diamètre 1,5 cm). </li><li> Remplacer le moyen de substitution de gel avec 2 ml de milieu de congélation-substitution frais. </li><li> Placer le flacon de polypropylene pendant 2 h dans un congélateur -30 ° C. </li><li> Rincer le flacon de polypropylene pendant 1 h avec 2 ml d&#39;acétone à 100% et trois fois pendant 1 heure avec 2 ml d&#39;éthanol à 100%. </li><li> Suivez les procédures d&#39;incorporation et d&#39; inclusion comme décrit en référence 15. Imprégner l&#39;échantillon avec des concentrations croissantes de résine acrylique (25%, 50% et 75% dans de l&#39;acétone) et incorporer l&#39;échantillon avec de la résine 100% acrylique dans des capsules de gélatine. </li></ol></li></ol> 8. Visualisation des échantillons <ol><li> Après enrobage, faire 80 nm sections ultra-minces des échantillons avec un ultramicrotome. Contraste sections avec 2% de citrate de plomb à la température ambiante pendant 1 minass = &quot;xref&quot;&gt; 15. </li><li> Utilisation d&#39; un microscope électronique à 80 kV ou 120 kV pour observer les articles 15. </li></ol>

<ol><li>Palade, G. E., Porter, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+endoplasmic+reticulum.+I.+Its+identification+in+cells+in+situ%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Studies on the endoplasmic reticulum. I. Its identification in cells in situ.</a> J Exp Med. 100 (6), 641-656 (1954).</li>
<li>Kellenberger, E., Johansen, R., Maeder, M., Bohrmann, B., Stauffer, E., Villiger, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Artefacts+and+morphological+changes+during+chemical+fixation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Microsc%22%5BJournal%5D)">Artefacts and morphological changes during chemical fixation.</a> J Microsc. 168 (Pt 2), 181-201 (1992).</li>
<li>Studer, D., Humbel, B. M., Chiquet, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+microscopy+of+high+pressure+frozen+samples%3A+bridging+the+gap+between+cellular+ultrastructure+and+atomic+resolution%5BTitle%5D)+AND+%22Histochem+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Electron microscopy of high pressure frozen samples: bridging the gap between cellular ultrastructure and atomic resolution.</a> Histochem Cell Biol. 130 (5), 877-889 (2008).</li>
<li>McDonald, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Out+with+the+old+and+in+with+the+new%3A+rapid+specimen+preparation+procedures+for+electron+microscopy+of+sectioned+biological+material%5BTitle%5D)+AND+%22Protoplasma%22%5BJournal%5D)">Out with the old and in with the new: rapid specimen preparation procedures for electron microscopy of sectioned biological material.</a> Protoplasma. 251, 429-448 (2014).</li>
<li>Studer, D., Graber, W., Al-Amoudi, A., Eggli, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+approach+for+cryofixation+by+high-pressure+freezing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Microsc%22%5BJournal%5D)">A new approach for cryofixation by high-pressure freezing.</a> J Microsc. 203 (Pt 3), 285-294 (2001).</li>
<li>Bernales, S., McDonald, K. L., Walter, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+counterbalances+endoplasmic+reticulum+expansion+during+the+unfolded+protein+response%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">Autophagy counterbalances endoplasmic reticulum expansion during the unfolded protein response.</a> PLoS Biol. 4 (12), 2311-2324 (2006).</li>
<li>Kissová, I., Salin, B., Schaeffer, J., Bhatia, S., Manon, S., Camougrand, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+and+non-selective+autophagic+degradation+of+mitochondria+in+yeast%5BTitle%5D)+AND+%22Autophagy%22%5BJournal%5D)">Selective and non-selective autophagic degradation of mitochondria in yeast.</a> Autophagy. 3 (4), 329-336 (2007).</li>
<li>Gilkey, J. C., Staehling, A. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1002/jemt.1060030206/abstract">Advances in ultrarapid freezing for the preservation of cellular ultrastructure.</a> Microsc Res Tech. 3 (2), 177-210 (1986).</li>
<li>Nogales, E., Scheres, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryo-EM%3A+A+Unique+Tool+for+the+Visualization+of+Macromolecular+Complexity%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell%22%5BJournal%5D)">Cryo-EM: A Unique Tool for the Visualization of Macromolecular Complexity.</a> Mol Cell. 58 (4), 677-689 (2015).</li>
<li>Baba, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electron+microscopy+in+yeast%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Electron microscopy in yeast.</a> Methods Enzymol. 451, 133-149 (2008).</li>
<li>Leunissen, J. L. M., Yi, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-pressurized+rapid+freezing+%28SPRF%29%3A+a+novel+cryofixation+method+for+specimen+preparation+in+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Microsc%22%5BJournal%5D)">Self-pressurized rapid freezing (SPRF): a novel cryofixation method for specimen preparation in electron microscopy.</a> J Microsc. 235 (1), 25-35 (2009).</li>
<li>Lefebvre, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LdFlabarin+a+new+BAR+domain+membrane+protein+of+Leishmania+flagellum%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">LdFlabarin a new BAR domain membrane protein of Leishmania flagellum.</a> PLoS One. 8 (9), 1-12 (2013).</li>
<li>Tetaud, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((TbFlabarin%2C+a+flagellar+protein+of+Trypanosoma+brucei%2C+highlights+differences+between+Leishmania+and+Trypanosoma+flagellar-targeting+signals%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Parasitol%22%5BJournal%5D)">TbFlabarin, a flagellar protein of Trypanosoma brucei, highlights differences between Leishmania and Trypanosoma flagellar-targeting signals.</a> Exp Parasitol. 166, 97-107 (2016).</li>
<li>Wasmer, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid-state+NMR+spectroscopy+reveals+that+E+coli+inclusion+bodies+of+HET-s%28218-289%29+are+amyloids%5BTitle%5D)+AND+%22Angew+Chem+Int+Ed+Engl%22%5BJournal%5D)">Solid-state NMR spectroscopy reveals that E coli inclusion bodies of HET-s(218-289) are amyloids.</a> Angew Chem Int Ed Engl. 48 (26), 4858-4860 (2009).</li>
<li>Lefebvre-Legendre, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+to+assemble+the+alpha+3+beta+3+subcomplex+of+the+ATP+synthase+leads+to+accumulation+of+the+alpha+and+beta+subunits+within+inclusion+bodies+and+the+loss+of+mitochondrial+cristae+in+Saccharomyces+cerevisiae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Failure to assemble the alpha 3 beta 3 subcomplex of the ATP synthase leads to accumulation of the alpha and beta subunits within inclusion bodies and the loss of mitochondrial cristae in Saccharomyces cerevisiae.</a> J Biol Chem. 280 (18), 18386-18389 (2005).</li>
<li>Paumard, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ATP+synthase+is+involved+in+generating+mitochondrial+cristae+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">The ATP synthase is involved in generating mitochondrial cristae morphology.</a> EMBO J. 21 (3), 221-230 (2002).</li>
<li>Gabriel, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Fox2-dependent+fatty+acid+%C3%9F-oxidation+pathway+coexists+both+in+peroxisomes+and+mitochondria+of+the+ascomycete+yeast+Candida+lusitaniae%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A Fox2-dependent fatty acid ß-oxidation pathway coexists both in peroxisomes and mitochondria of the ascomycete yeast Candida lusitaniae.</a> PLoS One. 9 (12), 1-27 (2014).</li>
<li>Dubochet, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physics+of+rapid+cooling+and+its+implications+for+cryoimmobilization+of+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The physics of rapid cooling and its implications for cryoimmobilization of cells.</a> Methods Cell Biol. 79, 7-21 (2007).</li>
<li>Meryman, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryopreservation+of+living+cells%3A+principles+and+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Transfusion%22%5BJournal%5D)">Cryopreservation of living cells: principles and practice.</a> Transfusion. 47 (5), 935-945 (2007).</li>
<li>Vanhecke, D., Graber, W., Studer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Close-to-native+ultrastructural+preservation+by+high+pressure+freezing%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Close-to-native ultrastructural preservation by high pressure freezing.</a> Methods Cell Biol. 88, 151-164 (2008).</li>
<li>Bobik, K., Dunlap, J. R., Burch-Smith, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tandem+high-pressure+freezing+and+quick+freeze+substitution+of+plant+tissues+for+transmission+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Tandem high-pressure freezing and quick freeze substitution of plant tissues for transmission electron microscopy.</a> J Vis Exp. (92), e51844(2014).</li>
<li>Pinan-Lucarré, B., Clavé, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+autophagy+in+the+filamentous+fungus+Podospora+anserina%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Monitoring autophagy in the filamentous fungus Podospora anserina.</a> Methods Enzymol. 451, 251-270 (2008).</li>
<li>Follet-Gueye, M. L., Pagny, S., Faye, L., Gomord, V., Driouich, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+chemical+fixation+method+suitable+for+immunogold+localization+of+green+fluorescent+protein+in+the+Golgi+apparatus+of+tobacco+Bright+Yellow+%28BY-2%29+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Histochem+Cytochem%22%5BJournal%5D)">An improved chemical fixation method suitable for immunogold localization of green fluorescent protein in the Golgi apparatus of tobacco Bright Yellow (BY-2) cells.</a> J Histochem Cytochem. 51 (7), 931-940 (2003).</li>
<li>Jesus, D. M., Moussatche, N., Condit, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+high+pressure+freezing+and+freeze+substitution+method+to+preserve+the+labile+vaccinia+virus+nucleocapsid%5BTitle%5D)+AND+%22J+Struct+Biol%22%5BJournal%5D)">An improved high pressure freezing and freeze substitution method to preserve the labile vaccinia virus nucleocapsid.</a> J Struct Biol. 195 (1), 41-48 (2016).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun conflit d&#39;intérêts.

TEM est une méthode puissante pour l&#39;observation ultrastructurale des organelles, des cellules et des tissus. Cryofixation / gel de substitution est actuellement la meilleure méthode pour la préservation des deux ultrastructure et de protéines antigénicité. Fixateurs chimiques pénètrent et agissent très lentement , permettant ainsi réarrangements structuraux avant la stabilisation complète de l&#39;ultrastructure 2. A l&#39; inverse, cryofixation / gel substitution stabilisent instantanément ...

La préparation des échantillons est essentielle pour le succès de toute étude de microscopie électronique. Fixation classique EM est la principale méthode pour la fixation de tissu ou de cellules pour la microscopie électronique à transmission (TEM) 1. Tout d&#39;abord, des aldéhydes et du tétroxyde d&#39;osmium sont utilisés pour fixer chimiquement le matériau à la température ambiante. Ensuite, le matériau est déshydraté avec des solvants organiques, infiltrés, et noyé dans une résine époxy. Cette méthode dépend de la vitesse de fixateurs de pénétration dans la cellule. Par conséquent, les artefacts et l&#39; extraction des matières cellulaires sont habituellement observées 2. Cryofixation est clairement une meilleure alternative pour la préservation des structures cellulaires 3, en les gardant intactes. La plus haute qualité d&#39;images TEM 4 dans des coupes minces de résine peut être obtenue en utilisant la méthode de substitution cryofixation / gel. Le but de cette technique est d&#39;obtenir vitrifié biéchantillons giques sans formation de cristaux de glace ou contenant des cristaux de glace suffisamment petites pour ne pas endommager l&#39;ultrastructure des cellules. congélation à haute pression (HPF) et cryofixation ultra-rapide, qui est aussi appelé gel plongée (PF), sont deux méthodes pour cryofix échantillons. HPF immobilisant molécules dans la cellule instantanément et évite les dommages causés par la fixation classique EM. Plusieurs types de machines et d&#39; appareils de substitution automatique de congélation ont été mis au point 5. Les machines de congélation et consommables (azote liquide, porte - échantillons, etc.) sont chers, mais ils permettent de produire des micrographies électroniques de haute qualité 6, 7. PF est une technique qui a été utilisée au début des années 1950 et est décrit dans la littérature aussi simple et pas cher 8 .Pendant la procédure PF, l&#39;échantillon préparé est gelé à un rythme rapide pour obtenir des cristaux de glace taille inférieure à 3 à 5 nm. A cet effet, l&#39;échantillon estplongé dans un cryogène liquide, tel que l&#39;éthane, le propane, ou un mélange éthane-propane. Depuis les années 1950, l&#39;amélioration de PF ont été fait pour rendre cette technique à un plus grand nombre d&#39;utilisateurs. Congélation à haute pression est actuellement la seule solution viable pour geler une grande variété d&#39;échantillons plus épais que 50 um (jusqu&#39;à une épaisseur de 200 pm pour des échantillons en forme de disques) 5, alors que PF est largement utilisé pour l&#39; image des petits objets (&lt;100 nm ), tels que des complexes macromoléculaires en suspension dans un film mince de glace amorphe 9. Des échantillons plus importants, par exemple des cellules eucaryotes, peuvent être cryofixed par PF, mais nécessite des porte-échantillons, tels que des tubes en cuivre capillaire ou des systèmes sandwich 8, 10, 11. Ici, un rapide, facile à utiliser et plonger la technologie de congélation / gel de substitution à faible coût utilisable pour diverses cultures de cellules de suspension est présentée.

<table><tbody><tr><td>Quadrilles</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>T400-Cu</td><td></td></tr><tr><td>Formvar</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>15800</td><td></td></tr><tr><td>Propane N35</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Azote</td><td></td><td></td><td></td>liquide</tr><tr><td>Aiguille de dissection à double tranchant</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>72947</td><td></td></tr><tr><td>Cryoflacons</td><td>Sciences de microscopie électronique</td><td>61802-02</td><td></td></tr><tr><td>Tétroxyde d’osmium</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>19130</td><td></td></tr><tr><td>Flacon en verre 8,5 mL</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>64252</td><td></td></tr><tr><td>Acétate d’uranyle</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>48851</td><td></td></tr><tr><td>Acétone</td><td>Sigma</td><td>32201</td><td></td></tr><tr><td>Éthanol 100 %</td> <td>Sigma</td><td>32221</td><td></td></tr><tr><td>Verre lames</td><td>VWR international</td><td>631-9439</td><td></td></tr><tr><td>Pince à épiler</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Résine acrylique</td><td>Microscopie électronique Sciences</td><td>104371</td><td></td></tr><tr><td>Résine époxy M</td><td>Sigma</td><td>10951</td><td></td></tr><tr><td>Résine époxy M durcisseur</td><td>Sigma</td><td>10953</td><td></td></tr><tr><td>Phtalate de dibutyle&nbsp ;</td><td>Sigma</td><td>80102</td><td></td></tr><tr><td>Résine époxy M accélérateur</td><td>Sigma</td><td>10952</td><td></td></tr><tr><td>Cristalliseur</td><td>Fischer scientific</td><td>08-762-9</td><td></td></tr><tr><td>Joseph paper</td><td>VWR international</td><td>111-5009</td><td></td></tr><tr><td>Gobelets</td><td></td><td></td> en laiton <td>do it yourself shop ou made in yourself</td></tr><tr><td>Saccharomyces cerevisiae</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Shizosacharomyces cerevisiae</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trypanosoma brucei</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Leishmania amazonensis</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Escherichia coli&nbsp ; </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Boîte hermétique</td><td>Fischer scientific</td><td>7135-0001&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Respirateur à épuration d’air</td><td>Fischer scientific</td><td>3M 7502&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Cartouche pour respirateur</td><td>Fischer scientific</td><td>3M 6001</td><td></td></tr><tr><td>Filtre à particules</td><td>Fischer scientific</td><td>3M 5N11&nbsp ;</td><td></td></tr></tbody></table>

plunge congélation: un outil pour les études ultrastructurales et immunolocalisation de cellules en suspension dans microscopie électronique à transmission

Plunge Freezing: A Tool for the Ultrastructural and Immunolocalization Studies of Suspension Cells in Transmission Electron Microscopy

Microscopie électronique à transmission (MET) est un outil extraordinaire pour étudier ultrastructure cellulaire, afin de localiser des protéines et de visualiser des complexes macromoléculaires à très haute résolution. Toutefois, pour obtenir le plus près possible de l&#39;état natif, parfait état de conservation de l&#39;échantillon est nécessaire. fixation conventionnelle microscopie électronique (EM) avec des aldéhydes, par exemple, ne fournit pas une bonne conservation ultrastructurale. La pénétration lente de fixateurs induit une réorganisation cellulaire et la perte de divers composants cellulaires. Par conséquent, la fixation conventionnelle EM ne permet pas une stabilisation instantanée et la conservation des structures et antigénicité. Le meilleur choix pour examiner les événements intracellulaires est d&#39;utiliser cryofixation suivie de la méthode de fixation gel-substitution qui maintient les cellules dans leur état natif. gel / gel de substitution à haute pression, qui préserve l&#39;intégrité de ultrastructure cellulaire, est la méthode la plus couramment utilisée, mais nécessite expensive équipement. Ici, une méthode facile à utiliser et à la fixation de gel à faible coût, suivi par le gel de substitution des cultures de cellules en suspension est présentée.

Dans cet article, un outil facile à utiliser et la méthode de congélation chute à faible coût pour ultrastructurales (figures 1 et figure 2) et immunomarquage (figure 3) les études sont présentées. Nous démontrons qu'il est pas nécessaire d'avoir un équipement spécial pour la procédure de gel de substitution et que la procédure de réchauffement prend moins de 6 h au lieu des 24 h en utilisant un sys...

Ce manuscrit décrit une méthode facile à utiliser et cryofixation à faible coût pour la visualisation des cellules en suspension par microscopie électronique à transmission.

Plunge congélation: un outil pour les études ultrastructurales et immunolocalisation de cellules en suspension dans microscopie électronique à transmission

Transmission Electron Microscopy (TEM) is an extraordinary tool for studying cell ultrastructure, in order to localize proteins and visualize ...

L’objectif des expériences suivantes est de proposer un outil pour les études d’ultrastructuration et d’immunolocalisation de cellules en suspension pour la visualisation en microscopie électronique à transmission. Cette technique est facile à utiliser, peu coûteuse et permet une excellente préservation de la structure cellulaire. Il s’agit d’une culture de cellules en suspension.Tout d’abord, les cellules sont récoltées par différentes centrifugeuses pour obtenir une pastille dans un tube de microcentrifugation. Dans un second temps, l’échantillon est rapidement congelé par congélation plongeante qui immobilise les cellules et limite la formation de cristaux de glace. Ensuite, la substitution par congélation est effectuée afin de remplacer l’eau par un solvant contenant du tétroxyde d’osmium comme fixateur pour stabiliser les structures cellulaires.Les résultats montrent que la congélation par immersion, et la substitution par congélation, préservent parfaitement l’infrastructure des cellules. La fixation chimique était une méthode primaire de fixation de tissus ou de cellules pour la microscopie électronique à transmission, mais avec cette méthode, des artefacts et l’extraction d

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Nous illustrons ici comment utiliser électrons cryotomography (ECT) pour étudier l'ultrastructure des cellules bactériennes en quasi-natif états, à «macromoléculaires" (~ 4 nm) de résolution.

Cryotomography électrons des cellules bactériennes

Afin de préserver les processus neuronaux pour l'analyse ultrastructurale, nous décrivons un protocole pour le placage de neurones primaires sur des grilles de microscopie électronique suivies par la congélation instantanée, ce qui donne des échantillons en suspension dans une couche de glace vitreuse. Ces échantillons peuvent être examinés avec un microscope cryo-électronique pour visualiser les structures à l'échelle nanométrique.

Préparation de neurones primaires pour visualiser Neurites à l&#39;état congelé-hydraté utilisant microscopie cryo-électronique

Techniques et d'améliorations du traitement cryofracture des échantillons biologiques et des nanomatériaux, pour examen par microscopie électronique à transmission de base sont décrites. Cette technique est une méthode préférée pour révéler caractéristiques ultrastructurales et les spécialisations des membranes biologiques et pour obtenir des données dimensionnelles et spatiales niveau ultrastructural en sciences des matériaux et produits de la nanotechnologie.

Éléments techniques fondamentales de cryofracture / Gel-gravure dans biologique Electron Microscopy

L’obtention d’images de microscopie électronique à transmission de haute qualité est un défi, en particulier dans le cas des cellules végétales, qui ont de grandes vacuoles remplies d’eau en abondance et des espaces aérés. La congélation à haute pression en tandem et la substitution de congélation rapide réduisent considérablement le temps de préparation des échantillons de plantes pour la MET tout en produisant des échantillons avec une excellente conservation ultrastructurale.

Tandem de congélation à haute pression et rapide Gel Remplacement de tissus végétaux pour microscopie électronique à transmission

Nous avons développé une nouvelle technique en microscopie électronique, « flash et gel » qui permet la visualisation de la dynamique de la membrane avec ms résolution temporelle. Cette technique combine la stimulation optogenetic des neurones avec le gel à haute pression. Ici, nous démontrons les procédures et décrire les protocoles en détail.

Flash et Gel: Une nouvelle technique pour capturer la membrane dynamique avec la microscopie électronique

Présenté ici est un protocole pour la culture cellulaire sur les membranes de nitride de silicium et de plongée-congélation avant l'imagerie de fluorescence de rayon X avec une nanosonde cryogénique synchrotron de rayon X. Lorsque seule une nano-analyse à température ambiante est fournie, les échantillons congelés peuvent être lyophilisés. Il s'agit d'étapes critiques pour obtenir des informations sur la composition élémentaire intracellulaire.

Cell Culture on Silicon Nitride Membranes and Cryopreparation for Synchrotron X-ray Fluorescence Nano-analyse

Ici, un protocole décrivant les étapes de préparation des échantillons et de collecte de données requises en cryomodensitométrie à rayons X mous (SXT) pour imager l’ultrastructure de cellules entières cryo-préservées à une résolution de 25 nm demi-pas, est présenté.

Une description cartographique 3D de la cellule par cryo tomographie par rayons X mous

Nous montrons ici comment utiliser le dispositif de congélation sandwich pour la congélation rapide d’échantillons biologiques, y compris des bactéries, des levures, des cellules cultivées, des cellules isolées, des tissus animaux et humains et des virus. Nous montrons également comment préparer des échantillons pour la section ultramince après une congélation rapide.

Congélation rapide à l’aide d’un dispositif de congélation sandwich pour une bonne conservation ultrastructurale des échantillons biologiques en microscopie électronique

Ce manuscrit décrit la méthode de transfert et de plongée pour congeler manuellement des échantillons biologiques pour la microscopie électronique cryogénique à particule unique.

Congélation manuelle par transfert et par immersion d’échantillons biologiques pour la microscopie électronique cryogénique à particule unique

Nous présentons ici un pipeline pour le fraisage par faisceau d’ions focalisés corrélatifs 3D sur le guidage de la préparation d’échantillons cellulaires pour la cryo-tomographie électronique. La position 3D des protéines d’intérêt marquées par fluorescence est d’abord déterminée par cryo-microscopie à fluorescence, puis ciblée pour le broyage. Le protocole convient aux cellules de mammifères, de levures et de bactéries.

Préparation d’échantillons par fraisage par faisceau d’ions focalisé corrélatif 3D pour la cryotomographie électronique haute résolution

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Tomographie par microscopie électronique à transmission à balayage en virologie : imagerie 3D d’échantillons congelés à haute pression et substitués par congélation

Découvrez la cryofixation par plongée pour visualiser les cellules en suspension en microscopie électronique à transmission. Cette méthode économique préserve parfaitement les ultrastructures cellulaires et permet l'immunolocalisation protéique.

Plunge congélation: un outil pour les études ultrastructurales et immunolocalisation de cellules en suspension dans microscopie électronique à transmission (Vidéo) | JoVE Journal

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