Name: Cinématique Analyse de la division cellulaire et Expansion: Quantifier la base cellulaire de la croissance et du développement déchantillonnage Zones dans Zea mays Feuilles (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-02T11:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 31 s
Description: Découvrez l'analyse cinématique de la division et de l'expansion cellulaires dans les feuilles de maïs Zea mays. Cette méthode permet d'étudier les mécanismes moléculaires régulant la croissance végétale.

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Ce travail a été soutenu par une bourse de doctorat de l&#39;Université d&#39;Anvers à VA; une bourse de doctorat de la Fondation flamande Science (FWO, 11ZI916N) à KS; subventions de projet du FWO (G0D0514N); une activité de recherche concertée (GOA) subvention de recherche, &quot;Biologie Approche A Systèmes de Leaf morphogenèse&quot; du conseil de recherche de l&#39;Université d&#39;Anvers; et l&#39;activité Interuniversitaire Polonais (IUAP VII / 29, MARS), &quot;Le maïs et Arabidopsis racines et des pousses de croissance&quot; de l&#39;Office belge de la Politique scientifique fédérale (BELSPO) à CSGT Han Asard, Bulelani L. Sizani et Hamada Abdelgawad ont tous contribué à la vidéo .

NOTE: Le protocole suivant pour l&#39;analyse cinématique est valable uniquement pour les feuilles pendant la croissance à l&#39;état stable. Cela implique un taux d&#39;allongement de la feuille stable et la répartition spatiale de la longueur de la cellule et à l&#39; expansion d&#39;une feuille au cours d&#39; une période de plusieurs jours à 6. 1. Croissance des plantes et des mesures de feuilles Allongement Rate (LER) <ol><li> Choisissez une feuille en croissance stable et un stade de développement d&#39;intérêt. NOTE: Il y a une différence entre la croissance à l&#39;état stable et la croissance répétitive, ce qui implique des modèles spatiaux similaires sur les feuilles successives sur le même axe. Pendant les premiers stades de la croissance des semis, les feuilles successives croissent généralement plus rapidement en raison de la taille croissante de la zone de croissance 7. Bien que quelques positions des feuilles supérieures peuvent avoir un modèle de croissance similaire 8, ceci est une phase transitoire qui peut être affectée par les traitements à l&#39;étude. Il est donc important de comparer les lignes et tr<html> eatments strictement sur la même position de la feuille, même si elle peut se développer à un autre moment. Même à un taux d&#39;allongement constant, le profil de taux de croissance ne sont pas nécessairement identiques à différents stades de développement. Par conséquent, il est important d&#39;analyser les feuilles au même stade de développement 8, typiquement défini par le nombre de jours après la levée. </li><li> Pour effectuer une analyse cinématique complète de la croissance des feuilles de monocotylédones, croître au moins 15 plantes pour chaque traitement et le génotype dans des conditions contrôlées dans une chambre de croissance. </li><li> Au moment où la feuille d&#39;intérêt apparaît (sortie de la volute de feuilles avoisinantes), commencer à mesurer la longueur de la feuille par jour avec une règle jusqu&#39;à ce que la lame est complètement déployée (figure 1i). Longueur de la feuille implique la longueur à partir du niveau du sol à la pointe de la feuille. Veillez à ne pas casser ou d&#39;endommager la feuille, car cela pourrait modifier sa croissance. </li></ol>re 1 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 54887 / 54887fig1.jpg &quot;/&gt; Figure 1:. Aperçu schématique d&#39;une analyse cinématique des feuilles de maïs La feuille d&#39;intérêt est mesuré avec une règle pendant trois jours consécutifs pour calculer le taux Allongement Leaf (LER). Ensuite, la feuille est récoltée et un segment de trois centimètres est utilisée pour la détermination de la taille du méristème. Cela se fait en mesurant la longueur de la base jusqu&#39;à mitotique chiffre le plus distal après coloration DAPI. (A) Exemples de figures de mitose prolifératives et (B) figures mitotiques formatives. Les onze premiers centimètres de la base de la feuille de l&#39;autre côté de la nervure centrale sont utilisés pour couper dix segments d&#39;un centimètre pour les mesures de longueur de la cellule. Ces mesures fournissent la base pour la création du profil de la longueur de la cellule, qui sert à déterminer la longueur des cellules matures (l mat) et la longueur des cellules en laissant le méristème (l div). le <em&gt; LER et l tapis sont utilisés pour calculer le taux de production de cellules (P), tandis que l div et L mer sont utilisés pour calculer le nombre de cellules dans le méristème (N mer). À son tour, P et N mer sont utilisées pour calculer le taux moyen de division de cellule (D), qui est l&#39;inverse de la durée du cycle cellulaire (T c). Les flèches de la même couleur indiquent des paramètres qui sont utilisés pour calculer le paramètre suivant sur ces flèches. Les barres d&#39;échelle = 40 pm. Les chiffres romains sont utilisés pour se référer à des procédures expérimentales spécifiques décrites dans le protocole. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> 2. La récolte <ol><li> Au stade de développement d&#39;intérêt (par exemple, le troisième jour après la levée), choisir au moins cinq p représentantlants du lot sur lequel pour effectuer l&#39;analyse cinématique. Continuer à mesurer le reste des plantes, comme expliqué dans l&#39;étape 1.3 pour déterminer la longueur finale de la feuille. </li><li> Couper la partie de la plante au sol ci-dessus. Pour garder la partie méristème intact, couper le plus près possible des racines (Figure 1ii). </li><li> A partir des feuilles extérieures, retirez toutes les feuilles jusqu&#39;à la feuille d&#39;intérêt en les déroulage doucement un par un. Si nécessaire, retirez quelques millimètres supplémentaires de la base de détacher les feuilles. Également supprimer les feuilles apex petites et fermées par la feuille d&#39;intérêt (Figure 1iii). </li><li> Couper un segment de 3 cm, à partir de la base sur un côté de la nervure centrale, et le stocker dans un tube de 1,5 ml d&#39;essai rempli de 3: 1 (v: v) d&#39;éthanol absolu: solution d&#39;acide acétique (ATTENTION: porter des gants) à 4 ° C pendant 24 heures jusqu&#39;à plusieurs mois (figure 1iv). Ce segment sera utilisée ultérieurement pour déterminer la longueur du méristème. </li><li> Duautre côté de la veine, couper un segment de 11 cm à partir de la base (Figure 1 v) et le placer dans un tube de 15 ml rempli d&#39;éthanol absolu à 4 ° C pendant au moins 6 heures pour éliminer les pigments (figure 1 vi). NOTE: Plus tard, utilisez uniquement les 10 premiers cm pour déterminer le profil de longueur de la cellule (voir Discussion). </li><li> Renouveler l&#39;éthanol absolu pour un autre tour de nettoyage à 4 ° C pendant au moins 24 heures (Figure 1VI). </li><li> Enfin, remplacer l&#39;éthanol absolu avec de l&#39; acide lactique pur (ATTENTION: porter des gants) pour le nettoyage et le stockage à 4 ° C pendant 24 h ou jusqu&#39;à utilisation ultérieure (Figure 1VI). </li></ol> 3. méristèmes mesures de longueur <ol><li> Préparer un tampon de rinçage contenant du chlorure de sodium 50 mM (NaCl), 5 mM d&#39;acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA; ATTENTION: porter des gants) et Tris 10 mM (hydroxyméthyl) aminométhane-chlorhydrique (TRIS-HCl, pH 7). </li><li> Prenez le segment de 3 cm de la section 2.4 et ainsiak dans le tampon pendant 20 minutes (Figure 1vii). </li><li> En attendant, utilisez le tampon de rinçage pour préparer une solution à 4 &#39;, 6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) coloration de 1 pg / ml, en le maintenant sur la glace et dans l&#39;obscurité. </li><li> Colorer les noyaux en plaçant le segment de méristème pour 2-5 minutes dans la solution de coloration DAPI. Les travaux sur la glace et dans l&#39;obscurité (Figure 1vii). </li><li> Vérifiez signal de fluorescence par le montage rapide du segment sur un verre de microscopie et en le recouvrant avec un verre de couverture. Les cellules épidermiques devraient montrer la fluorescence, tandis que les couches cellulaires sous-jacents ne devrait pas. </li><li> Si la coloration ne suffit pas, mettez le segment de retour dans la solution de coloration DAPI pendant quelques minutes supplémentaires. </li><li> Pour arrêter la coloration, monter les segments dans une goutte de rinçage tampon sur une lame de microscope et le couvercle avec un couvercle en verre. </li><li> Utiliser un microscope équipé d&#39;UV-fluorescence à un grossissement de 20X, ce qui permet la visualisation de l&#39;ordre de 1000 epidermecellules al à la fois. Faites défiler à travers le segment et rechercher des chiffres prolifératives mitose (métaphase, anaphase, télophase et cytocinèse), mais il faut éviter la division cellulaire formative du développement stomates (Figure 1viii) 9. Définir où la figure la plus distale mitotique est situé. </li><li> Déterminer la longueur du méristème, en mesurant la distance entre la base de la feuille et la plus distale mitotique épidermique figure. Utilisez un logiciel d&#39;analyse d&#39; image (par exemple, ImageJ) pour mesurer la longueur de la trame d&#39;image. <ol><li> Comptez le nombre de cadres qui couvrent la longueur du méristème complète ( à partir de la base de la feuille à la figure la plus distale mitotique) et multiplier ce nombre par la longueur d&#39;une trame pour obtenir la longueur de méristèmes complète (Figure 1ix). </li></ol></li></ol> Longueur 4. Cellule Profil <ol><li> Prenez le segment qui est stocké dans l&#39;acide lactique (étape 2.5) et placez-le soigneusement sur le banc. Couper les segments d&#39;espritha scalpel en 10 segments de 1 cm chacune (Figure 1x). </li><li> Monter les segments de feuilles successifs sur une lame de microscope dans une petite goutte d&#39;acide lactique. Assurez-vous de toujours faire face soit le adaxial ou abaxial vers le haut. En principe, il n&#39;y a pas de préférence pour un côté particulier. </li><li> Utiliser un microscope équipé contraste interférentiel différentiel (DIC) optique pour analyser les segments, à partir de la base des feuilles. Mesurer avec un logiciel d&#39;analyse d&#39;image de la longueur d&#39;au moins 20 cellules épidermiques répliquée dans des fichiers directement adjacents aux fichiers stomates afin de sélectionner systématiquement le même type de cellule. <ol><li> Pour ce faire , à des positions également espacées le long de chacun des segments (4 positions par segment suffisent), et assurez - vous d&#39;écrire la position correspondante pour chaque mesure tout au long de la feuille (Figure 1xi). </li></ol></li><li> Déterminer la longueur moyenne des cellules à chaque mm le long de l&#39;axe de la feuille en utilisant un lissage polynomial local procédure, mis en œuvre dans un R script (Figure 1xii; Fichier supplémentaire 1). NOTE: Le R-script fournit une série de données avec l&#39;augmentation de lissage. La quantité de lissage nécessaire est quelque peu arbitraire et, idéalement, devrait tout simplement retirer le bruit local, mais pas d&#39;incidence sur la courbe globale. Assurez-vous d&#39;utiliser la même quantité de lissage pour tous les échantillons dans une seule expérience. </li><li> La moyenne de la longueur de la cellule au niveau de chaque position entre les plantes et de calculer l&#39;erreur standard pour créer un profil de longueur de cellule le long de l&#39;axe de la feuille. </li></ol> 5. Calculs de Kinematic paramètres (voir fichier complémentaire 2) <ol><li> Calculer le LER en prenant la variation de la longueur de la feuille entre deux points de temps successifs (par exemple 24 heures, comme à l&#39; étape 1.3) et en divisant par l&#39;intervalle de temps. </li><li> Calculer la longueur de la zone de croissance (L gz) correspondant à la position distale par rapport à la base où les cellules atteignent 95% de leur maturité thisll longueur du profil de la longueur des cellules lissée. <ol><li> Prendre pour chaque position sur le profil lissée de la longueur des cellules 95% de la moyenne de toutes les longueurs cellulaires suivantes cette position (figure 2). </li><li> Comparer la longueur de la cellule lissées (étape 4.4) avec la longueur de la cellule 95%, calculée à chaque position. À partir de la base de la feuille, la zone de croissance se termine à la position dans laquelle la longueur de la cellule réelle est égale à 95% de la longueur des cellules suivantes (figure 2; voir les données supplémentaires 2). </li></ol></li></ol><img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/54887/54887fig2.jpg" /> Figure 2:. Détermination de la fin de la zone de croissance méristème: A la position indiquée par une étoile, la taille réelle de la cellule est inférieure à 95% (ligne rouge en pointillés) de la taille moyenne des cellules de toutes les cellules qui suivent cette position (solide rouge ligne). La fin de la zone de croissance (L gz, indiqué abstar Lue) est situé à 95% (ligne bleue en pointillés) de la taille moyenne des cellules de toutes les cellules suivantes de cette position (ligne bleue) est égale à la taille réelle de la cellule. zone de division (D), zone d&#39;allongement (E), et la zone mature (M). Flèches pointillées indiquent la convergence entre la taille locale et 95% de la taille moyenne sur la partie distale de la feuille lors du passage de la position de base à la pointe de la feuille. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887fig2large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <ol start="3"><li> Calculer la longueur de la zone d&#39;allongement (L EL) comme étant la différence entre la longueur de la zone de croissance (L gz) et la taille du méristème (L mer, déterminée à l&#39; étape 3). </li><li> Calculer la longueur de la cellule mature (l mat) que la longueur moyenne des cellules dans la zone mature. </li><li> Diviser le LER par l mat pour obtenir lele taux de production de cellules (P). </li><li> Calculer le nombre de cellules dans la zone d&#39;allongement (N el) comme la différence entre N et N gz mer. Le nombre de cellules dans le méristème (N FPE) est égal au nombre total de cellules situées dans les intervalles correspondant au méristème. Le nombre de cellules dans la zone de croissance (N gz) est égal au nombre total de cellules situées dans les intervalles correspondant à la zone de croissance. </li><li> Calculer le taux de division cellulaire moyenne (D) P / N mer. La durée du cycle cellulaire (T c) est égale à ln (2) / D. </li><li> Calculer le temps dans la zone d&#39;allongement (T el) en divisant N el par P. Le temps dans la zone de division est égal à log 2 (N mer) * T c. La longueur des cellules en laissant le méristème (l div)est égale à la longueur de la cellule du profil de la longueur de la cellule lissée à la fin de méristème. </li><li> Calculer le taux moyen d&#39;expansion cellulaire (R el) en utilisant la formule suivante: ln (l mat) -ln (l div)] / T el. </li></ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun intérêt financier concurrents.

Une analyse cinématique complète sur les feuilles de maïs permet la détermination de la base cellulaire de la croissance des feuilles et permet la conception de stratégies d&#39;échantillonnage efficaces. Bien que le protocole est relativement simple, une certaine prudence est recommandée dans les étapes essentielles suivantes: (1) Il est important de détacher les feuilles plus jeunes fermés (étape 2.3) sans endommager le méristème, puisque la longueur du méristème détermination (étape 3) exige la complète méristème d&#...

Analyse de la croissance dépend d&#39;un ensemble d&#39;outils qui sont couramment utilisés par les scientifiques de plantes pour décrire le génotype déterminé les différences de croissance et / ou des réponses phénotypiques à des facteurs environnementaux. Ils comprennent la taille et le poids des mesures de la plante entière ou un organe et les calculs des taux de croissance à explorer les mécanismes sous-jacents de la croissance. Croissance organique est déterminée par la division cellulaire et de l&#39;expansion au niveau cellulaire. Par conséquent, incluant la quantification de ces deux procédés dans des analyses de croissance est essentiel pour comprendre les différences de croissance organe entier 1. Par conséquent, il est crucial d&#39;avoir une méthodologie appropriée pour déterminer les paramètres de croissance cellulaire qui est relativement facile à utiliser par des laboratoires non spécialisés. L&#39; analyse cinématique a déjà été établie comme une approche fournissant un cadre puissant pour le développement de modèles de croissance de l&#39; organe 2. La technique a été optimisé pour les systèmes linéaires,tels que les racines d&#39; Arabidopsis thaliana et les feuilles monocotylédones, mais également pour les systèmes non-linéaires, tels que les feuilles dicotylédone 3. De nos jours, cette méthodologie est de plus en plus utilisée pour étudier comment génétiques, hormonaux, développementaux et les facteurs environnementaux influencent la division cellulaire et l&#39; expansion dans divers organes (tableau 1). En outre, il fournit également un cadre pour lier les processus cellulaires à leurs règlements biochimiques, moléculaires et physiologiques sous - jacents (tableau 2), bien que les limites peuvent être imposées par la taille des organes et de l&#39; organisation spatiale des techniques qui nécessitent des quantités plus élevées de matières végétales (par exemple, métabolite mesures, de la protéomique, etc.). Feuilles monocotylédones telles que le maïs (Zea mays) feuille, représentent des systèmes linéaires dans lesquels les cellules se déplacent à partir de la base de la feuille vers la pointe, en passant successivement à travers la zone de méristèmes et de l&#39; allongement pour atteindre la maturitézone. Cela en fait un système de modèle idéal pour les études quantitatives de la configuration spatiale de la croissance 4. De plus, les feuilles de maïs ont de grandes zones de croissance (méristème et zone d&#39;allongement couvrant plusieurs centimètres 5) et offrent des possibilités d&#39;études à d&#39; autres niveaux d&#39; organisation. Cela permet de l&#39;enquête sur les mécanismes de régulation (putatifs) contrôlant la division cellulaire et de l&#39; expansion, quantifiée par analyse cinématique grâce à une gamme de techniques moléculaires, des mesures physiologiques, et des approches de biologie cellulaire (tableau 2). Ici, nous fournissons un protocole pour effectuer une analyse cinématique dans les feuilles monocotylédones. Tout d&#39;abord, nous expliquons comment procéder à une analyse appropriée à la fois la division cellulaire et l&#39;élongation des cellules en fonction de la position le long de l&#39;axe de la feuille et la façon de calculer les paramètres cinématiques. Deuxièmement, nous montrons aussi comment cela peut être utilisé comme base pour la conception d&#39;échantillonnage. Ici, nous discutons deux cas: haute résolution d&#39;échantillonnage d&#39;und axée échantillonnage, permettant une meilleure interprétation des données et le gain de temps / argent, respectivement. Tableau 1. Aperçu des analyses cinématique des méthodes de quantification de la division cellulaire et de l&#39; expansion dans divers organes. <table border="1" fo:keep-together.within-page="1"><tbody><tr><td> organe </td><td> référence </td></tr><tr><td> feuilles monocotylédones </td><td> 16, 20, 21, 22 </td></tr><tr><td> pointes des racines </td><td> 2, 23, 24, 25, 26, 27, 28, 29 </td></tr><tr><td> feuilles dicotylédones </td><td> 21, 30, 31 </td></tr><tr><td> méristème apical </td><td> 32 </td></tr></tbody></table> Tableau 1. Aperçu des analyses cinématique des méthodes de quantification de la division cellulaire et de l&#39; expansion dans divers organes. Tableau 2. Lien entre les processus cellulaires quantifiés par l&#39;analyse cinématique à leur régulation au niveau moléculaire. Les références à diverses études reliant la quantification des processus cellulaires aux résultats des tests biochimiques et moléculaires chez diverses espèces et des organes. Endotransglucosylase Xyloglucan (XET), malondialdéhyde (MDA), les kinases cycline-dépendantes (CDK). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54887/54887table2large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette table.</a>

<table><tbody><tr><td>Nous</td><td></td><td></td><td>utilisons des pots avec les mesures suivantes, mais qui peuvent être différentes en fonction du traitement/de l’étude : diamètre du fond : 11 cm, diamètre de l’ouverture : 15 cm, hauteur : 12 cm. Nous cultivons un plant de maïs par pot.</td></tr><tr><td>Nous</td><td></td><td></td><td>utilisons un terreau (Jiffy, Pays-Bas), mais d’autres substrats peuvent être utilisés, en fonction du traitement ou de l’étude.</td></tr><tr><td>Une</td><td></td><td></td><td>règle d’extension qui couvre au moins 1,5 mètre est nécessaire pour mesurer la longueur finale des feuilles des plantes.</td></tr><tr><td>Graines</td><td>N’importe quelle</td><td></td><td>graine NA peut être commandée auprès d’un éleveur.</td></tr><tr><td>Scalpel</td><td>N’importe</td><td>quel Le</td><td>scalpel est utilisé pendant la récolte des feuilles pour détacher la feuille d’intérêt de ses feuilles environnantes et juste après la récolte pour couper un échantillon approprié pour les mesures de la longueur des cellules et de la longueur du méristème.</td></tr><tr><td>Tubes Falcon de 15 mL</td><td>N’importe quel Les</td><td></td><td>tubes Falcon de 15 mL sont utilisés pour stocker les échantillons utilisés pour les mesures de longueur des cellules lors de la clarification des échantillons avec de l’éthanol absolu et de l’acide lactique.</td></tr><tr><td></td><td></td><td>Les tubes Eppendorf</td><td>sont utilisés pour stocker les échantillons utilisés pour les mesures de longueur des méristèmes dans une solution éthanol :acide acétique 3:1 (v :v).</td></tr><tr><td>Gants</td><td>N’importe quel</td><td></td><td>Gants en latex, qui protègent contre les réactifs corrosifs.</td></tr><tr><td>Acide acétique</td><td>Tout</td><td>ATTENTION</td><td>: Corrosif pour les métaux, catégorie 1 Corrosion cutanée, catégories 1A, 1B, 1C Lésions oculaires graves, catégorie 1 ; Liquides inflammables, catégories 1,2,3</td></tr><tr><td>Éthanol absolu</td><td>Tout</td><td>ATTENTION</td><td>: Dangereux en cas de contact avec la peau (irritant), de contact oculaire (irritant), d’inhalation. Légèrement dangereux en cas de contact cutané (perméateur), d’ingestion d’acide</td></tr><tr><td>lactique >98 %</td><td>Aucun</td><td>Aucun</td><td>ATTENTION : Corrosif pour les métaux, catégorie 1 Corrosion cutanée, catégories 1A,1B,1C Lésions oculaires graves, catégorie 1</td></tr><tr><td>Chlorure de sodium (NaCl)</td><td>Tout</td><td>Tout Acide</td><td></td></tr><tr><td>éthylènediaminetétraacétique (EDTA)</td><td>Non</td><td>Tout ATTENTION</td><td>: Toxicité aiguë (orale, cutanée, inhalation), catégorie 4 Irritation cutanée, catégorie 2 Irritation oculaire, catégorie 2 Sensibilisation cutanée, catégorie 1 Toxicité pour certains organes cibles &ndash ; Exposition unique, catégorie 3</td></tr><tr><td>Chlorhydrate de tris(hydroxyméthyl)aminométhane (Tris-HCl)</td><td>Tout</td><td>Ce</td><td>matériau peut être irritant, le contact avec les yeux et la peau doit être évité. L’inhalation de poussières peut être irritante pour les voies respiratoires.</td></tr><tr><td>4&prime ;,6-Diamidine-2&prime ;-dichlorhydrate de phénylindole (DAPI)</td><td>Toute</td> sonde de liaison de rainure mineure fluorescente perméable à <td>n’importe quelle</td><td>cellule pour l’ADN. Provoque une irritation de la peau. Peut provoquer une réaction allergique cutanée. Peut provoquer une irritation respiratoire.</td></tr><tr><td>Glace</td><td>N’importe quelle</td><td>NA</td><td>La solution DAPI doit être conservée sur la glace.</td></tr><tr><td>Microscope fluorescent</td><td>AxioScope A1, Axiocam ICm1 de Zeiss ou autre</td><td></td><td>Tout microscope fluorescent peut être utilisé pour déterminer la longueur du méristème.</td></tr><tr><td>Lame microscopique</td><td>N’importe quel</td><td>verre</td><td></td></tr> de <tr><td>couverture</td><td>N’importe quel</td><td>Pince</td><td></td></tr> à <tr><td>épiler</td><td>N’importe quelle</td><td>pince</td><td>à épiler est nécessaire pour déplier la feuille de maïs roulée juste après la récolte afin de prélever un échantillon approprié pour les mesures de la longueur des cellules et de la longueur du méristème.</td></tr><tr><td>Logiciel d’analyse d’images</td><td>Axiovision (version 4.8) de Zeiss</td><td>NA</td><td>Le logiciel peut être téléchargé à l’adresse suivante : http://www.zeiss.com/microscopy/en_de/downloads/axiovision.html. D’autres logiciels tels que ImageJ (https://imagej.nih.gov/ij/) pourraient également être utilisés.</td></tr><tr><td>Microscope équipé d’un DIC</td><td>AxioScope A1, d’un Axiocam ICm1 de Zeiss ou d’un autre microscope équipé d’un</td><td></td><td>contraste interférentiel différentiel (DIC) peut être utilisé pour mesurer la longueur des cellules.</td></tr><tr><td>R logiciel d’analyse statistique</td><td>R Fondation pour l’informatique statistique</td><td>NA</td><td>Open source ; Peut être téléchargé à l’adresse https://www.r-project.org/</td></tr> <tr><td>R script</td><td>NA</td><td>NA</td><td>Nous utilisons la fonction de lissage du noyau locpoly du paquet Kern Smooth (Wand MP, Jones MC.&nbsp ; Lissage du grain : Chapman & Hall/CRC (1995)). Le script est disponible pour Mac et Windows sur demande auprès de l’auteur correspondant.</td></tr></tbody></table>

cinématique analyse de la division cellulaire et expansion: quantifier la base cellulaire de la croissance et du développement d&#39;échantillonnage zones dans<em&gt; zea mays</em&gt; feuilles

Kinematic Analysis of Cell Division and Expansion: Quantifying the Cellular Basis of Growth and Sampling Developmental Zones in Zea mays Leaves

Les analyses de croissance sont souvent utilisées en phytologie pour étudier les génotypes contrastés et l’effet des conditions environnementales. L’aspect cellulaire de ces analyses est d’une importance cruciale, car la croissance est entraînée par la division cellulaire et l’allongement cellulaire. L’analyse cinématique représente une méthodologie permettant de quantifier ces deux processus. De plus, cette technique est facile à utiliser dans les laboratoires non spécialisés. Nous présentons ici un protocole permettant d’effectuer une analyse cinématique dans des feuilles de maïs monocotylédones (Zea mays). Deux aspects sont présentés : (1) la quantification des paramètres de division et d’expansion cellulaires, et (2) la détermination de la localisation des zones de développement. Cela pourrait servir de base à la conception de l’échantillonnage et/ou pourrait être utile pour l’interprétation des données de mesures biochimiques et moléculaires à haute résolution spatiale dans la zone de croissance des feuilles. La zone de croissance des feuilles de maïs est récoltée à l’état d’équilibre. Les feuilles individuelles sont utilisées pour la détermination de la longueur du méristème à l’aide d’une coloration DAPI et les profils de longueur cellulaire à l’aide de la microscopie DIC. Le protocole est adapté aux feuilles monocotylédones émergées récoltées pendant la croissance à l’état d’équilibre, avec des zones de croissance s’étendant sur au moins plusieurs centimètres. Pour améliorer la compréhension de la régulation de la croissance des plantes, il faut combiner des données sur la croissance et des études moléculaires. Par conséquent, un avantage important de l’analyse cinématique est la possibilité de corréler les changements au niveau moléculaire à des étapes bien définies du développement cellulaire. De plus, il permet un échantillonnage plus ciblé des étapes de développement spécifiées, ce qui est utile en cas de budget ou de temps limité.

Ici, nous montrons une comparaison entre les plantes bien arrosées (contrôle, 54% la teneur en eau du sol, (CFC)) et les plantes soumises à des conditions de stress de la sécheresse (sécheresse, 34% SWC) en termes de croissance des feuilles. Toutes les plantes ont été cultivées dans une chambre de croissance dans des conditions contrôlées (16 h jour / 8 h nuit, 25 ° C / 18 ° C jour / nuit, 300-400 μEm -2 s -1 rayonnement photosynthétiquement actif (PAR). Les conditi...

La quantification de la division et de l’expansion cellulaires est d’une importance cruciale pour la compréhension de la croissance de la plante entière. Ici, nous présentons un protocole pour calculer les paramètres cellulaires déterminant les taux de croissance des feuilles de maïs et mettons en évidence l’utilisation de ces données pour étudier les mécanismes de régulation de la croissance moléculaire en orientant les stratégies d’échantillonnage spécifiques au stade de développement.

Cinématique Analyse de la division cellulaire et Expansion: Quantifier la base cellulaire de la croissance et du développement d&#39;échantillonnage Zones dans<em&gt; Zea mays</em&gt; Feuilles

Growth analyses are often used in plant science to investigate contrasting genotypes and the effect of environmental conditions. The cellular aspect of ...

Les objectifs généraux de cette analyse sont de déterminer la base cellulaire de la croissance des feuilles de maïs et d'utiliser ces données pour étudier les mécanismes moléculaires régulant la croissance, en mettant en œuvre des stratégies d'échantillonnage spécifiques aux stades du développement. Cette méthode peut aider à répondre à une question fondamentale en biologie du développement végétal : comment la division cellulaire et l'expansion cellulaire contribuent-elles aux différences de croissance de l'organe entier ?Cette approche permet l'investigation et la cartographie spatiale des processus biochimiques moléculaires et physiologiques à la base de la croissance de l'organe végétal entier. Bien que ce système puisse fournir des informations sur la croissance de la feuille de maïs, la technique peut être utilisée pour d'autres systèmes, notamment d'autres espèces de graminées et d'autres organes.La démonstration visuelle de ces méthodes est essentielle. Les étapes de récolte, de bi-blation et de mesure des échantillons sont difficiles à réaliser sans cette démonstration. La procédure sera démontrée par Katrien Sprangers et Viktoriya Avramova.Deux étudiants en thèse de mon laboratoire. Pour effectuer une analyse complète de la croissance foliaire chénémique chez les monocotylédones, cultivez au moins 15 plantes pour chaque traitement et chaque génotype, dans des conditions contrôlées en chambre de croissance. Lorsqu'une feuille d'intérêt apparaît, utilisez une règle pour mesurer la longueur de la feuille, c'est-à-dire la distance du sol jusqu'au sommet de la feuille, chaque jour jusqu'à ce que la feuille soit complètement étendue.Au stade de développement d'intérêt, couper la partie aérienne de la plante sur au moins cinq plantes représentatives, le plus près possible des racines, afin de préserver intacte la région méristématique. Ensuite, en partant des feuilles externes, dérouler délicatement toutes les feuilles jusqu'à celle d'intérêt, une par une. Retirer quelques millimètres supplémentaires à la base pour détacher les feuilles si nécessaire.Ensuite, retirez l'apex et les petites feuilles enfermées par la feuille d'intérêt, puis prélevez un segment de trois centimètres à partir de la base de la feuille, sur un côté de la nervure médiane. Il est essentiel de couper la feuille exactement à l'endroit où elle est rattachée à la tige. Une coupe trop haute entraînerait une sous-estimation de la taille du méristème.Conserver le segment dans un tube de test de 1,5 millilitre, rempli d'une solution d'acide acétique éthanol absolu à trois deux un volume par volume, à quatre degrés Celsius pendant 24 heures jusqu'à plusieurs mois. À partir de l'autre extrémité de la veine, prélever un segment de 11 centimètres à partir de la base, et conserver ce segment dans un tube de 15 millilitres rempli d'éthanol absolu, à quatre degrés Celsius pendant au moins six heures afin d'éliminer les pigments. Après un second cycle de 24 heures dans de l'éthanol absolu à quatre degrés Celsius, remplacer l'éthanol par de l'acide lactique pur, et conserver le segment à quatre degrés Celsius pendant encore 24 heures, ou jusqu'à l'analyse ultérieure.Pour mesurer le méristème, transférez d'abord le segment de feuille de trois centimètres dans un tampon de rinçage fraîchement préparé pendant 20 minutes. À la fin de l'incubation, transférez le segment dans un récipient contenant une solution de coloration au DAPI, pendant deux à cinq minutes sur de la glace et à l'obscurité. Ensuite, montez rapidement le tissu sur une lame de microscope en verre et recouvrez le segment avec un couvre-objet.Confirmez la fluorescence des cellules épidermiques au microscope en utilisant la fluorescence UV. Ensuite, montez l'échantillon dans une goutte de tampon de rinçage sur une nouvelle lame de microscope avec un nouveau couvre-objet en verre. À l’aide d’un grossissement de 20 fois, replacez le segment au microscope et parcourez l’échantillon pour localiser les figures mitotiques prolifératives.Évitez toute division cellulaire formative dans les stemmates en développement, puis déterminez l'emplacement de la figure mitotique la plus distale. À l'aide d'un logiciel d'analyse d'image, mesurez la longueur totale du cadre de l'image. Dans cet exemple, 645 micromètre.Ensuite, comptez le nombre de cadres qui couvrent toute la longueur du méristème, de la figure mitotique la plus distale jusqu'à la base de la feuille, puis multipliez ce nombre par la longueur d'un cadre afin d'obtenir la longueur totale du méristème. Pour obtenir un profil de longueur cellulaire, transférez le segment de 11 centimètres depuis l'acide lactique jusqu'au plan de travail, puis utilisez un scalpel pour découper le tissu en 10 segments d'un centimètre chacun. Montez les segments de feuille obtenus sur une lame de microscope unique, avec une petite goutte d'acide lactique.Placer toutes les pièces avec le même côté vers le haut. Ensuite, transférer la lame sous un microscope équipé d'optiques de contraste interférentiel différentiel. En partant du segment le plus proche de la base de la feuille, utiliser un logiciel d'analyse d'images approprié pour mesurer la longueur d'au moins 20 cellules épidermiques répliquées et de leurs files situées directement adjacentes aux files stomatiques, afin de garantir une sélection cohérente du même type cellulaire à des positions régulièrement espacées le long de chacun des segments.Veillez à noter la position correspondante pour chaque mesure effectuée sur la feuille. Ensuite, déterminez la longueur moyenne des cellules à chaque millimètre le long de l'axe de la feuille à l'aide d'une procédure de lissage polynomial local mise en œuvre dans un script R, disponible en tant que fichier supplémentaire un. Veillez à ne pas lisser excessivement.Lissage doit éliminer le bruit dans les données de croissance, sans affecter la forme générale de la courbe. Ici, une comparaison entre une plante bien arrosée et des plantes soumises à un stress de sécheresse en termes de croissance foliaire est présentée. La longueur finale des feuilles des plantes témoins était inférieure de 40 pour cent par rapport à celle des plantes stressées par la sécheresse, en raison d’un taux d’élongation foliaire plus faible.Le taux d'élongation foliaire des plantes soumises au stress hydrique est inférieur de 73 pour cent à celui des témoins bien arrosés, en raison d'une production cellulaire réduite. Ce phénomène, à son tour, est principalement dû à un taux de division cellulaire diminué. L'analyse cinétique fournit une cartographie de la localisation de la zone de croissance foliaire, permettant un échantillonnage avec une résolution subzonale pour des analyses moléculaires et biochimiques.Par exemple, la quantification de l'acide malondialdéhyde (MDA) le long de la zone de croissance de la feuille de maïs chez des plantes soumises à un traitement témoin bien arrosé et à des conditions de sécheresse montre une augmentation significative de ce produit de la dégradation des lipides dans toute la zone de croissance en réponse à l'absence d'arrosage. En raison du raccourcissement de la feuille en réponse à la sécheresse, les zones développementales ne correspondaient pas entre les plantes témoins et les plantes stressées dans cette expérience. Toutefois, à l’aide du profil de longueur cellulaire, la longueur des zones développementales peut être déterminée, permettant ainsi de comparer les niveaux de MDA dans chaque zone spécifique.Une fois maîtrisée, une seule expérience peut être traitée en quatre heures, si la technique est correctement réalisée. Lors de la mise en œuvre de cette procédure, il est important de garder à l'esprit de préserver l'intégrité du méristème pendant sa récolte. Après cette procédure, d'autres techniques peuvent être appliquées, comme la détermination de paramètres moléculaires et biochimiques, afin d'étudier leur implication dans la régulation de la croissance.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de quantifier la division cellulaire et l'expansion cellulaire dans une feuille de maïs en croissance, de déterminer la taille des différentes zones de croissance, et d'interpréter en conséquence les données moléculaires et biochimiques. N'oubliez pas que l'utilisation d'acides lactique et acétique, ainsi que de l'EDTA, peut présenter des risques. Par conséquent, des précautions telles que le port de gants et le nettoyage du microscope après chaque utilisation doivent toujours être prises lors de l'exécution de cette procédure.

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