Name: Utilisation Agarose linéaire Canaux pour étudier Drosophila Larvaire Ramper Comportement (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-11-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 8 s
Description: Apprenez à observer le comportement de rampement larvaire de Drosophila dans des canaux d'agarose linéaires pour étudier les circuits neuronaux. Cette méthode permet d'analyser en détail les mécanismes de contrôle moteur.

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Nous tenons à remercier Chris Wreden et Michelle Bland pour leurs commentaires sur le manuscrit et pour leur aide technique.

1. Préparation de Larves <ol><li> Une semaine avant le comportement d&#39;enregistrement, mettre en place une croix (minimum de 25 vierges et 5 mâles). Maintenir tous les croisements et la descendance à 25 ° C. NOTE: La température des conditions de culture peut être modifiée, mais la ligne de temps décrite ci-dessous devrait être ajusté pour tenir compte des variations de la vitesse de développement. </li><li> 5 jours avant l&#39;enregistrement, la première chose le matin, placez la croix dans une collection cage avec un bouchon de gélose / jus et un dab (0,5-1 ml) de pâte de levure dans le centre de la calotte agar / jus. <ol><li> Pour faire une collection cage, percer des trous dans un 6 oz polyéthylène carré Drosophila de la bouteille. </li><li> Pour bouchons agar / jus, mélanger 18 g d&#39;agar-agar avec 600 de l&#39;eau dans un flacon conique. Dans un ballon mélange 20 g de saccharose séparée avec 200 ml de jus de pomme. Micro-ondes jusqu&#39;à ce que les solides soient dissous. Mélanger et remuer, permettant le mélange refroidir à 60 ° C. Ajouter 20 ml 10% de méthyl-p-hydroxybenzoate dans 95% d&#39;éthanol, et remuer. Ajouter ~ 7ml à la moitié inférieure d&#39;une boîte de Pétri ronde 35 x 10 mm. Laisser agar / jus de se solidifier pendant 1 heure à température ambiante. Conserver à 4 ° C. </li><li> Pour faire de la pâte de levure, ajouter des parties égales en volume de levure sèche et de l&#39;eau. Conserver à 4 ° C. </li></ol></li><li> Vérifiez la santé des collections larvaires. <ol><li> Dans la matinée, 4 et 3 jours avant l&#39;enregistrement, retirez le bouchon et placer un nouveau cap sur la cage. Changez les bouchons à la même heure chaque jour pour obtenir une collection de 24 heures d&#39;oeufs et de larves nouvellement écloses. </li><li> Après chaque bouchon est enlevé, l&#39;examiner pour voir combien d&#39;oeufs la croix est la pose. Attendez-vous entre 500-2000 oeufs. Réglez le nombre d&#39;adultes, si nécessaire. NOTE: Quelques oeufs devraient éclore en larves ont, et les larves nouvellement écloses seront trouvés loin de la pâte de levure. </li><li> Âge chaque chapeau pendant 24 heures. Réexaminer le bouchon afin de déterminer si les larves sont en bonne santé. REMARQUE: La plupart des œufs devraient éclore en larves ont, et les larves auraient rampé dans le yepâte de ast. Les signes de mauvaise santé comprennent un grand nombre d&#39;oeufs non éclos, morts organismes larvaires loin de la pâte de levure, et les larves avec des taches sombres significatives dans l&#39;abdomen, ce qui indique une réaction immunitaire. Si les larves sont insalubres, changer la cage, assurez capsules fraîches / pâte de levure, et vérifier le génotype. </li><li> Jeter les vieux chapeaux. </li></ol></li><li> Recueillir les larves pour les enregistrements de comportement. <ol><li> À la fois 2 et 1 jour avant l&#39;enregistrement, retirez le bouchon et le remplacer par un bouchon frais. </li><li> Etiqueter chaque capuchon retiré et maintenir à 25 ° C. Ceci va produire une série progressive de larves pour les enregistrements de comportement. Larves de nouvellement éclos (0-4 h après l&#39;éclosion) par deuxième stade larvaire (24-48 h après l&#39;éclosion) peut être utilisé dans les canaux. Enregistrer bouchons pour les enregistrements sur deux jours consécutifs. </li><li> Jeter tous les bouchons après 48 heures. </li><li> Si nécessaire, répétez les étapes 1.4.1-1.4.3 jusqu&#39;à 5 d supplémentaire. Après que moins d&#39;œufs fécondés sont produits. </li></ol></li></ol><ol><li> Préparer PDMS linéaires de canal (Polydiméthylsiloxane, un élastomère de silicone) de moule de coulée (figure 1A). PDMS casting moules sont disponibles auprès du laboratoire Heckscher sur demande. <ol><li> Nettoyer le moule de coulée avec de l&#39;alcool isopropylique. Sécher à l&#39;air, séchez avec des lingettes de laboratoire, ou utiliser de l&#39;air en conserve. </li><li> Placez le moule de coulée dans une boîte de Pétri couvercle 10 cm ou un autre récipient. </li></ol></li><li> Préparer et verser la solution d&#39; agarose. <ol><li> Faire une solution à 3% d&#39;agarose dans de l&#39;eau (3 g dans 100 ml) par micro-ondes jusqu&#39;à dissolution complète. </li><li> Laisser refroidir à 55 ° C, ce qui permet aux bulles de monter à la surface. </li><li> Verser le mélange d&#39;agarose dans la boîte de Pétri contenant le moule de coulée de sorte que le moule soit juste recouverte. Laissez ensemble agarose jusqu&#39;à solidifié. </li></ol></li><li> Retirez les canaux d&#39;agarose du moule de coulée. Rogner les bords du disque d&#39;agarose avec une lame de rasoir. <ol><li> Mettez le canals dans un plat de 10 cm Petri immergé dans l&#39;eau. Ils peuvent être conservés à 4 ° C pendant 7 jours. </li></ol></li></ol> 3. Charger un Larve dans un canal à enregistrer Comportement NOTE: Si le stockage des canaux à 4 ° C, permettent de venir à canaux RT avant d&#39;utiliser pour l&#39;enregistrement du comportement. <ol><li> Utilisez une lame de rasoir propre pour couper un seul canal de ceux préparés à l&#39; étape 2 (figure 2A). </li><li> Utiliser une paire de pinces pour placer le canal latéral rainuré sur une lamelle de verre (figure 2B). La taille et l&#39;épaisseur de la lamelle dépend de la portée spécifique utilisée pour l&#39;imagerie. </li><li> Utilisez une pince fine pour sélectionner une larve du bouchon agar / jus préparé à l&#39; étape 1 et le placer dans le canal de coupe (figure 2C). <ol><li> Ne pas presser la larve. Prenez-le délicatement avec la pointe de la pince tine. Il est également possible de manipuler la larve avec un pinceau à pointe fine. NOTE: Ceci est important car les larves sont très senSitive au toucher. Si elles ne sont pas manipulés avec soin, les réponses nociceptives pourraient dominer leur comportement pendant les premières secondes de l&#39;expérience. </li><li> Laver les larves par brièvement immergeant dans l&#39;eau. </li><li> Après avoir placé la larve sur le canal de coupe, utilisez la pointe de la pince tine pour taquiner doucement la larve dans le bosquet de canal. REMARQUE: Pour la plupart des applications de la largeur de la larve et la largeur du canal doivent correspondre. La largeur moyenne des larves à différents stades de développement suit: 0 h après l&#39; éclosion - 140 um, 24 h après l&#39; éclosion - 180 um, 48 h après l&#39; éclosion - 320 um, 72 heures après l&#39; éclosion - 500 um, 96 h après l&#39; éclosion - 750 um 8. Canaux viennent dans les largeurs suivantes: 100, 150, 200, 250, et 300 um, et tous les canaux sont de 150 um de profondeur. </li><li> Utilisez la pointe d&#39;une dent ou d&#39;un pinceau pince pour ajuster la position de la larve dans le canal. Il peut être orienté dans toutes les directions: ventralejusqu&#39;à ventral vers le bas, d&#39;un côté ventral, en fonction de la structure doit être imagée. </li></ol></li><li> En utilisant des pinces, retournez doucement le canal sur de telle sorte que la larve est maintenant sur le verre de protection. Placez une ou deux gouttes d&#39;eau aux extrémités du canal de sorte qu&#39;il se remplit d&#39;eau (figure 2D). <ol><li> Soulevez doucement les côtés du canal pour éliminer les bulles d&#39;air. </li><li> Ajuster l&#39;orientation de la larve. Pour ce faire, pousser doucement le canal, mais pas le verre de couverture pour rouler la larve. Si cela ne change pas l&#39;orientation, retirez le couvercle en verre et d&#39;ajuster la position larvaire. La larve est prête à être imagé. </li><li> Image du canal / lamelle sur un microscope inversé. Si l&#39;imagerie sur un microscope droit, inverser simplement le canal / lamelle. </li></ol></li></ol> 4. Mesurer entité d&#39;intérêt dans l&#39;enregistrement du comportement <ol><li> Pour une structure d&#39;intérêt (par exemple, la queue, CNS), mesurer une caractéristique d&#39;intérêt (par exemple ,, L&#39;intensité de fluorescence, l&#39;emplacement) au fil du temps. NOTE: Des structures telles que la tête et la queue peuvent être annotées manuellement. Par exemple, la tête peut être identifié comme contenant buccaux sombres crochets en forme de H, la queue peut être identifié comme contenant spiricles trachéales postérieures. Ce document met l&#39;accent sur le cordon nerveux. Utilisez la ligne de GAL4 elav-GAL4 neuronal pour conduire un transgène UAS-myr-GFP (elav&gt; GFP) 9,10 pour marquer par fluorescence du système nerveux central (SNC). Le CNS contient deux lobes du cerveau antérieur attachés à la moelle épinière, qui se prolonge à la partie postérieure (Figure 3). </li><li> Mesurer l&#39;intensité de pixel du nerf cordon (f (NC)) à chaque point de temps (t). Ci-dessous décrit une approche manuelle d&#39;annotation, mais cette étape peut être automatisée. <ol><li> Aux Fidji (ou un logiciel similaire) dans le menu &#39;Analyser&#39; utiliser les &quot;Mesures Set ...&quot; boîte de dialogue pour indiquer la valeur de gris moyen et slice position. </li><li> Dessiner manuellement une boîte dans le centre de la moelle épinière dans la première image du film (Figure 3). Cette étape pourrait également être automatisé avec des algorithmes de segmentation d&#39;image et d&#39;enregistrement. </li><li> Utilisez la commande &quot;Mesure&quot; dans le menu &quot;Analyser&quot; pour signaler l&#39;intensité moyenne de pixels dans la région encadrée d&#39;intérêt. Cela génère une fenêtre &quot;Résultats&quot;. </li><li> Dans l&#39;image suivante, repositionner manuellement la boîte sans redimensionnement à l&#39;aide des touches fléchées. Utilisez à nouveau la commande &quot;Mesure&quot;. Les résultats mis à jour seront affichés dans la fenêtre &quot;Résultats&quot;. Répétez cette étape pour chaque trame d&#39;intérêt. </li><li> Enregistrer la commande &quot;Résultats&quot; en utilisant &quot;Enregistrer sous ...&quot; dans le menu Fichier. Les résultats seront exportés sous forme de fichier .xls. </li></ol></li></ol> 5. Analyser les mesures <ol><li> Normaliser chaque f (NF) de la valeur à une valeur comprise entre 0 et 1 (z (t) &lt;/ Em&gt;). <ol><li> Dans une feuille de calcul (ou un autre programme), ouvrez le fichier Results.xls. Ce fichier aura deux colonnes représentant le numéro d&#39;image et de l&#39;intensité de fluorescence moyenne. </li><li> Faire une nouvelle colonne et utiliser la formule z (t) = f (NC [t]) -min (f [NC]) / max (f [NC]) -min (f [NC]) pour générer une valeur de fluorescence normalisée correspondant à chaque point temporel. </li></ol></li><li> Déterminer la période foulée pour chaque foulée dans l&#39;enregistrement. NOTE: Un cycle de foulée est l&#39;unité de mouvement du corps entier répétitif pour l&#39;avant (et arrière) ramper. Par convention un terme commence foulée (et extrémités) avec le mouvement vers l&#39; avant de la queue, la tête, et d&#39; autres organes internes tels que l&#39;intestin ou CNS 1. <ol><li> Inspecter manuellement l&#39;enregistrement du comportement et enregistrer les temps d&#39;initiation (i) de chaque foulée (i (Stride Cycle [n])). NOTE: Dans l&#39;exemple ci-dessous, le mouvement vers l&#39;avantdu système nerveux central comme l&#39;ouverture d&#39;un cycle de foulée a été utilisé (Figure 3). </li><li> Pour chaque foulée calculer la période: Δ t (cycle Stride) = i (Stride Cycle [n + 1]) -i (Stride Cycle [n]). </li></ol></li><li> Calculer le pourcentage du cycle de foulée écoulé pour chaque point de l&#39;enregistrement du temps. <ol><li> Faire une colonne supplémentaire dans le fichier de feuille de calcul représentant le temps écoulé depuis le début d&#39;un cycle de foulée (c). Régler l&#39; heure depuis le début de foulée à zéro au début de chaque foulée (c (Stride Cycle [n]) = 0). Régler les temps après l&#39;initiation en conséquence. </li><li> Faire une colonne supplémentaire dans le fichier de feuille de calcul représentant le cycle pour cent de foulée écoulé (cycle de foulée%) Divisez fois ajustés par période foulée et multiplier par 100 pour convertir en pourcentage du cycle de foulée écoulée:.% Cycle de foulée = (c (Stride Cycle [n] )) / (Δ t (Cycle Stride) * 100). </li></ol></li></ol> 6. Générer coordonnées polaires Parcelles pour représenter la dynamique des structures d&#39;intérêt au cours du cycle de Crawl <ol><li> Dans MATLAB, utilisez dialogue &#39;importation de données »dans l&#39;onglet Accueil pour importer le Results.xls mis à jour. </li><li> Faire un nouveau tableau &quot;Theta&quot; Valeurs de cycle de foulée contenant pour cent (cycle de foulée%). ( &quot;Theta = Var1&quot; où Var1 représente le cycle de foulée%). </li><li> Faire un nouveau tableau &quot;Rho&quot; contiennent des valeurs de fluorescence normalisés (z (t)). ( &quot;Rho = Var2&quot; où Var2 représente z (t)). </li><li> Utilisez la commande &#39;polarplot&#39; pour faire de coordonnées polaires parcelles avec le cycle pour cent de la foulée que l&#39;angle, et la fluorescence que le rayon ( &quot;polarplot (Theta, Rho)&quot;). </li></ol>

<ol><li>Heckscher, E. S., Lockery, S. R., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+Drosophila+larval+crawling+at+the+level+of+organism%2C+segment%2C+and+somatic+body+wall+musculature%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Characterization of Drosophila larval crawling at the level of organism, segment, and somatic body wall musculature.</a> J Neurosci. 32 (36), 12460-12471 (2012).</li>
<li>Marder, E., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+rhythmic+motor+pattern+generation%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+rev%22%5BJournal%5D)">Principles of rhythmic motor pattern generation.</a> Physiol rev. 76 (3), 687(1996).</li>
<li>Mullins, O. J., Hackett, J. T., Buchanan, J. T., Friesen, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+control+of+swimming+behavior%3A+Comparison+of+vertebrate+and+invertebrate+model+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Neuronal control of swimming behavior: Comparison of vertebrate and invertebrate model systems.</a> Prog Neurobiol. 93 (2), 244-269 (2011).</li>
<li>Ohyama, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+multilevel+multimodal+circuit+enhances+action+selection+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A multilevel multimodal circuit enhances action selection in Drosophila.</a> Nature. 520 (7549), 633-639 (2015).</li>
<li>Landgraf, M., Thor, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+Drosophila+motoneurons%3A+specification+and+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+cell+devl+bio%22%5BJournal%5D)">Development of Drosophila motoneurons: specification and morphology.</a> Semin cell devl bio. 17 (1), 3-11 (2006).</li>
<li>Heckscher, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Even-Skipped%28%2B%29+Interneurons+Are+Core+Components+of+a+Sensorimotor+Circuit+that+Maintains+Left-Right+Symmetric+Muscle+Contraction+Amplitude%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Even-Skipped(+) Interneurons Are Core Components of a Sensorimotor Circuit that Maintains Left-Right Symmetric Muscle Contraction Amplitude.</a> Neuron. 88 (2), 1-16 (2015).</li>
<li>Green, C. H., Burnet, B., Connolly, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organization+and+patterns+of+inter-and+intraspecific+variation+in+the+behaviour+of+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Anim+Behav%22%5BJournal%5D)">Organization and patterns of inter-and intraspecific variation in the behaviour of Drosophila larvae.</a> Anim Behav. 31 (1), 282-291 (1983).</li>
<li>Graf, S. A., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rover%2FSitter+Drosophila+melanogaster+Larval+Foraging+Polymorphism+as+a+Function+of+Larval+Development%2C+Food-Patch+Quality%2C+and+Starvation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Behav%22%5BJournal%5D)">Rover/Sitter Drosophila melanogaster Larval Foraging Polymorphism as a Function of Larval Development, Food-Patch Quality, and Starvation.</a> J Insect Behav. 2 (3), 301-313 (1989).</li>
<li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+for+studies+of+gene+function+in+neuronal+morphogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis.</a> Neuron. 22 (3), 451-461 (1999).</li>
<li>Rebay, I., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Yan+Functions+as+a+General+Inhibitor+of+Differentiation+and+Is+Negatively+Regulated+by+Activation+of+the+Rasl+%2F+MAPK+Pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Yan Functions as a General Inhibitor of Differentiation and Is Negatively Regulated by Activation of the Rasl / MAPK Pathway.</a> Cell. 81 (6), 857-866 (1995).</li>
<li>Chen, T. -W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasensitive+fluorescent+proteins+for+imaging+neuronal+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity.</a> Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).</li>
<li>Tufte, E. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTufte%2C+ER+%22The+visual+display+of+quantitative+information%22">The visual display of quantitative information</a>. , Graphics Press. Cheshire, CT. (2004).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Un dispositif microfluidique a été construit pour faire des canaux d&#39;agarose linéaires qui peuvent accueillir des larves de drosophile (Figure 1). Lorsque les larves de drosophile sont placés dans ces canaux d&#39; agarose linéaires leur répertoire comportemental est limité à l&#39; exploration, ce qui permet une observation détaillée de la dynamique des structures larvaires au cours du cycle d&#39;exploration. Un enregistrement réussi se produit quand ...

L&#39;objectif global de cette méthode est d&#39;étudier la drosophile crawling larvaire en détail. Des expériences sur la locomotion ont joué un rôle important dans le développement et tester des théories sur le contrôle moteur 2. Traditionnellement locomotion a été étudiée chez les animaux aquatiques (par exemple, sangsue, lamproie, têtard) 3. La nature répétitive de la locomotion chez ces animaux a permis l&#39;étude de rythmogenèse, pour l&#39;analyse des événements biophysiques locomotion de conduite, et pour la surveillance des modes de tir de neurones qui accompagnent la locomotion. L&#39;utilisation de larves de drosophile pour les études de locomotion présente une combinaison unique d&#39;avantages par rapport à d&#39; autres systèmes modèles: génétique faciles, le développement bien caractérisé, un corps qui est optiquement clair au premier et deuxième stades, et un électron de transmission en cours de reconstruction microscopique de l&#39;ensemble système nerveux 4-6. Cependant, la drosophile larvaire locomouvement sur des surfaces ouvertes à plat est un peu complexe , y compris les pauses, tourne, et sinueuse rampe 7. Cette publication présente une méthode pour utiliser des canaux d&#39;agarose linéaires pour guider Drosophila comportement locomoteur des larves de telle sorte que les larves effectuer soutenue, le comportement de rampement droite, rythmique. Étudier le comportement des larves de Drosophila dans les canaux d&#39; agarose, au lieu de comportement sur des surfaces plates ouvertes, présente plusieurs avantages. Premièrement, elle permet aux chercheurs de choisir spécifiquement ramper le comportement des nombreux mouvements qui font partie du répertoire comportemental larvaire. D&#39;autre part, en réglant la largeur du canal par rapport à la taille du corps de la larve, la vitesse peut être ajustée en rampant. En troisième lieu, les canaux permettent la larve d&#39;être vu à partir dorsale, ventrale ou latéral en fonction de la chenille est chargé et orienté à l&#39;intérieur du canal. Cette polyvalence d&#39;orientation larvaire permet pour chaque structure d&#39;intérêt pour être continuellement visible pendant l&#39;exploration. Quatrième,les canaux sont aptes à être utilisé avec une grande variété de microscopes et d&#39;objectifs. Par exemple, les chaînes linéaires peuvent être utilisés pour l&#39; imagerie à basse résolution sur stéréoscopes champ clair et / ou pour imagerie à haute résolution sur le filage-disque microscopes confocaux 1. Cinquièmement, cette méthode peut être utilisée en combinaison avec des manipulations neuronales optogénétiques / thermogénique dans tout contexte génétique. Enfin, parce que le corps de la larve (au premier et deuxième stades) et les canaux d&#39;agarose sont optiquement clair, les canaux peuvent être utilisés lors de l&#39;étude des mouvements dynamiques, ou des changements dans l&#39;intensité de fluorescence des structures larvaires marquées par des sondes fluorescentes génétiquement encodés. La méthode décrite est appropriée pour des études cinématiques détaillées de première et de deuxième stade Drosophila comportement des larves. Cette publication analyse les changements dynamiques dans l&#39;intensité de fluorescence du système nerveux central au cours des larves rampant vers l&#39;avant pour démontrer l&#39;utilisation de canaux et comme un précurseur de neuimagerie calcique ronal.

<table><tbody><tr><td>Bouteille carrée de drosophile de 6 oz</td><td>Scimart</td><td>DR-103</td><td></td></tr><tr><td>agar</td><td>sigma</td><td>A1296</td><td></td></tr><tr><td>saccharose</td><td>sigma</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>jus</td><td></td><td></td><td>de pomme non à base de concentré</td></tr><tr><td>Tegosept</td><td>Fisher</td><td>T2300</td><td>méthyl-p-hydroxybenzoate</td></tr><tr><td>35 x 10 mm boîte de Pétri ronde</td><td>Fisher</td><td>351008</td><td></td></tr><tr>levure <td></td><td></td><td></td><td>de boulanger</td></tr><tr><td>PDMS moule de coulée</td><td>FlowJem</td><td></td><td>peut être demandé aux auteurs</td></tr><tr><td>Alcool isopropylique</td><td>Fisher</td><td>A417-1</td><td></td></tr><tr><td>lingettes de laboratoire</td><td>Fisher</td><td>06-666-11</td><td></td></tr><tr><td>air comprimé</td><td>Fisher</td><td>18-431</td><td></td></tr><tr><td>10 cm boîte de Pétri</td><td>BioPioneer</td><td>GS82-1473-001</td><td></td></tr><tr><td>agarose</td><td>Fisher</td><td>50-444-176</td><td></td></tr><tr><td>lame de rasoir</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td></td></tr><tr><td>pince</td><td>FST</td><td>11241-40</td><td></td></tr><tr><td>22 x 40 verre de protection, #1.5</td><td>Fisher</td><td>50-365-605</td><td></td></tr><tr><td>Fidji (version 1.51d)</td><td>NIH</td><td></td><td>fiji.sc</td></tr><tr><td>Excel 2016</td><td>Microsoft</td><td></td><td>www.microsoftstore.com</td></tr><tr><td>MATLAB R2016</td><td>Mathworks</td><td></td><td>www.mathworks.com</td></tr></tbody></table>

utilisation agarose linéaire canaux pour étudier<em&gt; drosophila</em&gt; larvaire ramper comportement

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila crawling larvaire est en train de devenir un modèle puissant pour étudier le contrôle neuronal du comportement sensorimotrice. Cependant, le comportement de rampement larvaire sur des surfaces ouvertes à plat est complexe, y compris: une pause, se tournant et serpentant. Cette complexité dans le répertoire de mouvement empêche une analyse détaillée des événements qui se produisent pendant un cycle crawl enjambée unique. Pour surmonter cet obstacle, les canaux d&#39;agarose linéaires ont été faites qui limitent le comportement des larves à droite, soutenue, crawling rythmique. En principe, parce que les canaux d&#39; agarose et le corps des larves de drosophile sont tous deux optiquement clair, le mouvement des structures larvaires marquées par des sondes fluorescentes génétiquement encodés peut être contrôlée intacte, les larves librement en mouvement. Dans le passé, les larves ont été placées dans des canaux linéaires et rampants au niveau de l&#39; organisme entier, un segment, et les muscles ont été analysés 1. Dans le futur, les larves rampant dans les canaux peut être utilisé pour l&#39;imagerie du calcium pour surveiller la neurol&#39;activité finale. De plus, ces méthodes peuvent être utilisées avec des larves d&#39;un génotype et avec un canal de chercheur conçu. Ainsi , le protocole présenté ci - dessous est largement applicable pour les études utilisant la larve de drosophile comme modèle pour comprendre le contrôle moteur.

Cet article décrit une méthode pour guider le comportement des larves de drosophile en utilisant des canaux d&#39; agarose et pour mesurer la dynamique des structures larvaires sur un cycle d&#39;analyse. Larves dans les canaux linéaires effectuer des épisodes soutenus de crawling rythmique (Figure 3). Parce que les larves et les canaux sont optiquement clair, les canaux peuvent être utilisés avec des larves exprimant des sondes fluorescentes exprimées dans tout...

La larve de drosophile est un système modèle puissant pour étudier le contrôle neuronal du comportement. Cette publication décrit l&#39;utilisation de canaux d&#39;agarose linéaires pour obtenir des combats soutenus de rampants et méthodes linéaires pour quantifier la dynamique des structures larvaires pendant un comportement répétitif ramper.

Utilisation Agarose linéaire Canaux pour étudier<em&gt; Drosophila</em&gt; Larvaire Ramper Comportement

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

L'objectif général de cette procédure est d'observer la locomotion de larves de Drosophila au stade larvaire dans un canal linéaire en agarose afin d'étudier le développement des circuits neuronaux. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans les domaines de la neuro-éthologie et de la biologie du développement, telles que la compréhension des codes neuronaux générant les patrons moteurs et l'identification des processus génétiques et cellulaires clés qui délimitent les circuits neuronaux assurant le contrôle des mouvements. Le principal avantage de cette technique est qu'elle restreint le répertoire comportemental larvaire, permettant ainsi aux chercheurs d'étudier en détail un patron moteur spécifique et complexe.La procédure sera démontrée par Zarion Marshall, un technicien de mon laboratoire. Tout d'abord, il est important d'évaluer la santé des larves. Trois à quatre jours avant l'enregistrement, remplacez la plaque de collecte de la cage d'adultes.Procédez à cette opération quotidiennement et à la même heure chaque jour. Comptez les œufs et les larves écloses sur la boîte. Le nombre attendu d'œufs se situe entre 500 et 2 000.Ajustez le nombre d'adultes dans

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Nous avons développé un système de vidéo-microscope taux de suivi qui permet d'enregistrer et de...

C. elegans Suivi et évaluation comportementale

Cette vidéo décrit comment suivre librement les mouches qui marchent pour évaluer leur capacité générale de locomotion. Le protocole présenté démontre la configuration du test et l'analyse des données à l'aide d'un logiciel de suivi vidéo.

Traquer les mouches qui marchent librement : une méthode pour évaluer la locomotion chez la drosophile

Cette vidéo présente une étude du comportement de navigation des larves de drosophile en réponse à la stimulation optogénétique des neurones sensoriels olfactifs (ORN). Les larves de drosophile transgéniques exprimant des canaux ioniques sensibles à la lumière dans les ORN sont placées sur de l’agarose dans une arène comportementale. La stimulation optogénétique par la lumière ouvre les canaux, provoquant un afflux de cations qui déclenche la transmission du signal au cerveau, et le...

Comportement de navigation des larves de drosophile en réponse à la stimulation optogénétique des neurones sensoriels olfactifs

Le circuit de l'alimentation chez la drosophile larves melanogaster propose un modèle simple mais puissant qui permet de modifier la fréquence d'alimentation pour être en corrélation avec des modifications dans les circuits neuronaux stomatogastrique. Ce circuit est composé de neurones sérotoninergiques centraux qui envoient des projections vers les crochets buccaux ainsi que l'intestin antérieur.

Analyse fonctionnelle du circuit d&#39;alimentation des larves dans Drosophila</i

Nous décrivons ici une technique simple et largement accessible microscopie à acquérir la vidéo numérique de haute qualité de la drosophile adulte et phénotypes mutants larvaires dans une perspective latérale.

Acquisition de haute qualité vidéo numérique de Drosophila Comportements larvaire et adulte à partir d'un point de vue latéral

Nous fournissons un protocole détaillé pour un test de longueur de chemin de recherche de nourriture de Drosophila melanogaster. Nous discutons de la préparation et de la manipulation des animaux de test, de la façon d’effectuer le test et d’analyser les données.

Foraging Protocole Chemin de longueur pour<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; larves

Ici, nous présentons une méthode pour enregistrer les contractions musculaires embryonnaires dans les embryons de Drosophila d'une manière non-invasive et axée sur les détails.

Imagerie et analyse en direct des contractions musculaires dans l'embryon de Drosophila

Réponses électrophysiologiques des neurones olfactifs sensoriels odorants peuvent être mesurés chez les insectes en utilisant des enregistrements sensillum unique. Dans cet article, vidéo, nous allons montrer comment réaliser des enregistrements sensillum seule dans les antennes de la mouche du vinaigre...

Enregistrements Sensillum simple chez les insectes Drosophila melanogaster Et Anopheles gambiae</em

Apprenez à observer le comportement de rampement larvaire de Drosophila dans des canaux d'agarose linéaires pour étudier les circuits neuronaux. Cette méthode permet d'analyser en détail les mécanismes de contrôle moteur.

Utilisation Agarose linéaire Canaux pour étudier

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