Name: Utilisation de Scaffold Liposomes à Reconstituer interactions protéine-protéine Lipid-proximal In vitro (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-11T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 53 s
Description: Découvrez une méthode pour étudier les interactions protéine-protéine lipidoproximales in vitro en utilisant des liposomes échafaudage. Cette technique permet d'évaluer l'influence des lipides accessoires sur la dynamique mitochondriale.

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Les auteurs tiennent à remercier l’American Heart Association (SDG12SDG9130039) pour son financement.

1. Préparation de liposomes Échafaudage NOTE: Idéalement, les premières expériences devraient utiliser un échafaudage relativement simple et monotone (composé de DOPC (1,2-dioleoyl- sn - glycéro-3-phosphocholine ou PC) et DGS-NTA (Ni 2+) (1,2-dioléoyl - sn - glycéro-3 - [(N - (5-amino-1-carboxypentyl) iminodiacétique) succinyl]. (sel de nickel)) Construction hors de ces expériences, la charge des lipides, la flexibilité et la courbure peut être introduit en tant que facteurs individuels avec la possibilité de modifier les interactions membranaires proximale. Ces modifications peuvent être obtenues en ajoutant des quantités déterminées de constituants lipidiques spécifiques, y compris la phosphatidylsérine ou la cardiolipine (CL), la phosphatidyléthanolamine (DOPE ou PE) ou galactosyle (β) céramide. <ol><li> Combinez les lipides dissous dans du chloroforme dans un tube à essai en verre propre. On évapore le solvant avec de l&#39;azote gazeux sec, tout en faisant tourner le tube pour former un mince film de lipide. Retirer le solvant résiduel avec un centrifugal &#39;évaporateur pendant 1 h à 37 ° C. REMARQUE: Différentes formulations de liposomes sont utilisées dans les protocoles décrits ci - dessous: liposomes d&#39;échafaudage (3,3% en moles DGS-NTA (Ni 2+) / 96,7% en moles DOPC), les liposomes d&#39;échafaudage avec la cardiolipine (% DGS-NTA (Ni 2+ 3,3 mole) / 10 mol% cardiolipine / 86,7 mol% DOPC), des liposomes d&#39;échafaudage flexibles avec cardiolipine (3,3% en mole DGS-NTA (Ni 2+) / 10 mol% cardiolipine / 35 mol% DOPE / 51,7 mol% DOPC), et échafaudage enrichi liposomes (10% en moles DGS-NTA (Ni 2+)% / 15 mole cardiolipine / 35% en moles de DOPE / 40% en moles DOPC). </li><li> Ajouter un tampon A (25 mM de HEPES (acide 4- (2-hydroxyéthyl) -1-piperazineethanesulfonic), KCl 150, pH ajusté à 7,5 avec du KOH) préalablement chauffée à 37 ° C de telle sorte que la concentration finale en lipide est de 1 - 2 mm. Incuber 30 min à 37 ° C avec un tourbillonnement occasionnel pour remettre en suspension complètement le mélange lipidique (figure 1a). </li><li> Transférer dans un tube à essai en plastique, placer le tube dans de l&#39;azote liquide jusqu&#39;à ce que complètement gelé (roughly 30 s) et placer dans un bain-marie à 37 ° jusqu&#39;à ce que complètement dégelé (environ 1 - 2 min). Répétez l&#39; opération pour un total de 4 cycles de gel-dégel (figure 1b). </li><li> Préparer une extrudeuse de lipide par trempage 4 supports de filtre et un filtre en polycarbonate dans un tampon et l&#39;assemblage de l&#39;extrudeuse, conformément aux instructions du fabricant. Extruder la solution lipidique à travers le filtre 21 fois. Utiliser doux, une pression constante pour assurer une distribution de taille homogène (figure 1c). NOTE: Pour toutes les expériences décrites dans ce protocole, un filtre de 1,0 um de polycarbonate a été utilisé pour l&#39;extrusion. L&#39; interaction avec les lipides anioniques DRP1 peut être observée avec une variété de diamètres de liposomes allant de 50 nm à 400 nm ou supérieure à 12 13. Par conséquent, la taille du filtre de 1 pm a été choisie pour être idéal pour les activité GTPase et pour la microscopie électronique. Si d&#39; autres diamètres de liposomes sont souhaités, la préparation des vésicules géantes unilamellaires 14,15 (de GUVs) ou petite unilamellar vésicules 16 (VUS) peuvent être utilisés. Diffusion de la lumière dynamique peut être utilisé pour évaluer liposome hétérogénéité de taille 13. </li><li> Rangez liposomes extrudés à 4 ° C et jeter après 3-5 d. </li></ol> 2. Utilisation de Échafaudages Liposomes pour Protein Analyse Binding <ol><li> La préparation des échantillons <ol><li> Incuber marquée par His MffΔTM (5 uM final) avec des liposomes d&#39;échafaudage (40% en moles PC / 35 mol% PE / 15% en moles CL / 10 mol% DGS-NTA (Ni 2+); 50 uM finale) pendant au moins 15 min à la température ambiante dans du tampon A + BME (25 mM HEPES, 150 mM de KCl, 10 mM de β-mercaptoéthanol (BME), pH ajusté à 7,5 avec du KOH). Pour un contrôle MFF-libre, incuber les liposomes avec un tag his protéine de contrôle (comme la GFP) pour lier et bouclier exposé NTA (Ni 2+). NOTE: MffΔTM a été exprimé et purifié comme décrit dans une étude précédente 2. GFP a été purifié d&#39;une manière similaire, mais l&#39;étape d&#39;échange d&#39;ions a été omise. BME a été nécessaire pour ces experiments parce DRP1 est sensible à l&#39;oxydation, ce qui peut modifier ses propriétés d&#39;activité et d&#39;assemblage. </li><li> Ajouter DRP1 (2 uM final) et on incube pendant 1 h à température ambiante. NOTE: DRP1 a été exprimé et purifié comme décrit dans une étude précédente 2. Après incubation avec DRP1, l&#39;effet de la liaison de la déformation de la membrane nucléotidique peut être étudiée par incubation d&#39; une heure supplémentaire avec 2 mM de MgCl2 et soit 1 mM GTP, 1 mM de GMP-PCP ou du tampon A + BME. </li></ol></li><li> Négatif Stain microscopie électronique à transmission (EM) Analyse <ol><li> Transfert 5 pi d&#39;échantillon à une feuille de film de laboratoire, et jeter une grille recouverte de carbone Cu / Rh sur l&#39;échantillon. Incuber la grille 1 min sur l&#39;échantillon, épongez loin l&#39;excès de liquide sur du papier filtre, et transfert à une baisse de 2% d&#39;acétate d&#39;uranyle. Incuber 1 min, éponger l&#39;excès de colorant sur du papier filtre, et transférer à une boîte de grille. Magasin sous vide O / N pour assurer la pleine dessiccation. </li><li> Des échantillons de cette image au moyen d&#39;un Microsc électronique à transmission,ope à 18.500 - 30,000X grossissement pour observer les changements ultrastructuraux en protéines et liposomes morphologies 17. Remarque: les modifications ultrastructurales peuvent être quantifiés en utilisant un logiciel d&#39;analyse d&#39;images, tels que ImageJ 13 (http://imagej.nih.gov/ij/). Protein décoration peut être mesurée par rapport aux modèles lipidiques nus. En outre, les diamètres des segments tubulaires peuvent être mesurés à partir de la partie la plus externe des assemblages 13. Une analyse plus détaillée peut être effectuée en utilisant cryo-microscopie électronique 17. Cette méthode peut être utilisée pour des assemblages de protéines lipidiques natives d&#39;image dans un solvant sans l&#39;utilisation de taches de métaux lourds qui enrobent l&#39;échantillon. De cette façon, les caractéristiques structurelles détaillées non apparentes dans la tache négative, y compris des changements dans la morphologie des lipides sous-jacente, peuvent être examinés et quantifiés. </li></ol></li></ol> 3. Utilisation de Échafaudages Liposomes pour Enzymatic Assay Note: Un colorimétrique test GTPase 18 a été utilisé pour mesurer la libération de phosphate par l&#39; intermédiaire de l&#39; hydrolyse du GTP. Essais de GTPase alternatifs sont disponibles 19 et peuvent être mises en œuvre au besoin. <ol><li> Incuber marquée par His MffΔTM (MFF), Fis1ΔTM (Fis1), ou GFP (5 uM finale pour tous) avec des liposomes d&#39;échafaudage (150 uM final) pendant 15 min à température ambiante dans le tampon A + BME (volume = 30 pi). Ajouter DRP1 (500 nM final) et incuber pendant 15 minutes supplémentaires à la température ambiante (volume = 80 pi). REMARQUE: Fis1 a été purifié d&#39;une manière similaire à FFM 2, mais l&#39;étape de chromatographie échangeuse d&#39; ions a été omise. Le but de His-tagged GFP est de protéger le NTA (Ni 2+) et d&#39; empêcher des groupes de tête des interactions de charges non spécifiques avec d&#39; autres protéines. Si aucun effet est observé en l&#39;absence de la GFP, alors ce contrôle peut ne pas être nécessaire. protéines alternatives de blocage (de taille comparable à la protéine d&#39;intérêt) peuvent être utilisés aussi bien, mais GFP permet une visualisation directe des interactions avec SCAFpliez liposomes. </li><li> Les tubes de transfert à un thermocycleur réglé sur 37 ° C, et initient des réactions par addition de GTP et de MgCl2 (1 mM et 2 mM finale, respectivement; volume = 120 ul). </li><li> Aux points temporels désirés ( par exemple T = 5, 10, 20, 40, 60 min), transférer 20 pi de réaction dans les puits d&#39;une plaque de microtitrage contenant 5 pi de 0,5 M d&#39; EDTA pour chélater Mg 2+ et arrêter la réaction. </li><li> Préparer un ensemble de normes de phosphate par dilution KH 2 PO 4 dans le tampon A + BME pour calibrer les résultats. Un ensemble utile de normes est de 100, 80, 60, 40, 20, 10, 5 et 0 uM. Ajouter 20 pi de chaque puits contenant 5 pi de 0,5 M d&#39;EDTA. </li><li> Ajouter 150 ul de réactif malachite verte (carbinol vert malachite 1 mM, 10 mM de molybdate d&#39; ammonium tétrahydraté et du HCl 1 N) dans chaque puits et lire la DO 650 5 minutes après l&#39; addition. REMARQUE: GTP est labile en milieu acide, et l&#39;hydrolyse en présence d&#39;un réactif de vert malachite. Veiller à ce que til le temps entre l&#39;ajout de réactif malachite et de la lecture est constante pour obtenir des résultats reproductibles. </li><li> Générer une courbe d&#39; étalonnage en traçant DO650 des normes en fonction de la concentration en phosphate. Utiliser une régression linéaire pour déterminer la relation entre la DO650 et la concentration en phosphate dans un échantillon. </li><li> En utilisant la régression linéaire, la conversion de la DO650 des échantillons de réaction de la protéine de phosphate uM. Déterminer le taux de génération de phosphate pour chaque mélange de réaction en traçant la concentration de phosphate en tant que fonction du temps, et à convertir kcat en divisant le débit par la concentration DRP1 (0,5 uM). NOTE: Seul le taux linéaire initial doit être utilisé pour déterminer le taux de production de phosphate, et un minimum de 3 points de données doit être utilisé. Si la vitesse de réaction est suffisamment rapide pour que les trois premiers points de données ne sont pas linéaires ( par exemple r 2 de l&#39;ajustement linéaire est inférieur à 0,9) , un signeificantly plus court en fonction du temps avec au moins 3 points de temps doit être effectué. </li></ol>

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Ce protocole offre une méthode pour l&#39;étude des interactions protéine-protéine impliquant des protéines membranaires intégrales. En utilisant un liposome échafaudage modulaire, les chercheurs sont capables d&#39;évaluer l&#39;activité d&#39;une ou plusieurs protéines dans un environnement lipidique proximale. Des études antérieures ont démontré un procédé similaire pour les enzymes des récepteurs de la membrane plasmatique 24-26. Nous avons élargi cette méthode pour incorporer des co...

L&#39; étude des interactions protéine-protéine membrane proximal est une entreprise difficile en raison de la difficulté à récapitulant l&#39;environnement natif des protéines membranaires intégrales impliquées 1. Ceci est dû à la nécessité de solubilisation avec un détergent et de l&#39;orientation non uniforme des protéines dans des protéoliposomes. Afin d&#39;éviter ces problèmes, nous avons utilisé une stratégie selon laquelle les domaines solubles de protéines membranaires intégrales sont exprimés sous forme de protéines de fusion His-tag, et ces fragments solubles sont ancrés à des liposomes de l&#39; échafaudage par des interactions avec le NTA (Ni 2+) , les groupes de tête au lipide surface. L&#39;utilisation de ces échafauds, les interactions entre protéines lipides proximal peuvent être étudiés sur une gamme de compositions de lipides et de protéines. Nous avons effectivement appliqué cette méthode pour étudier les interactions protéine-protéine critiques qui régissent l&#39;assemblage du complexe de fission mitochondriale et examiner les interactions lipidiques qui modulent cette processus 2. Lors de la fission mitochondriale, une protéine de remodelage de la membrane conservée, appelée protéine apparentée Dynamin-1 (DRP1) 3, est recruté à la surface de la mitochondriale externe membrane (OMM) en réponse à des signaux cellulaires qui régulent l&#39; homéostasie énergétique, la signalisation apoptotique, et plusieurs autres processus mitochondriales intégrés. Cette grande GTPase cytosolique est recruté à la surface des mitochondries par des interactions avec les protéines intégrales OMM 4 - 8. Le rôle d&#39;une telle protéine, mitochondriale Fission Factor (MFF), a été difficile à élucider en raison d&#39;une faible interaction apparente avec DRP1 in vitro. Néanmoins, les études génétiques ont clairement démontré que MFF est essentiel pour le succès de mitochondrial fission 7,8. La méthode décrite dans ce manuscrit a été en mesure de remédier aux lacunes précédentes en introduisant des interactions lipidiques simultanées qui favorisent les interactions DRP1-MFF. Dans l&#39;ensemble, ce nouveau test REVEAconduit les interactions fondamentales guidant l&#39;assemblage du complexe de fission mitochondriale et a fourni une nouvelle étape pour les études structurales et fonctionnelles en cours de cette machine moléculaire essentielle. À ce jour, l&#39; examen des interactions entre DRP1 et MFF ont été compliquées par la flexibilité inhérente du MFF 9, l&#39;hétérogénéité des DRP1 Polymères 2,10, et la difficulté de la purification et la reconstitution pleine longueur MFF avec un domaine transmembranaire intact 11. Nous avons abordé ces défis en utilisant des liposomes NTA (Ni 2+) d&#39;échafaudage pour reconstituer His-tagged MFF dépourvu de son domaine transmembranaire (MffΔTM-His 6). Cette stratégie a été avantageuse car MffΔTM était extrêmement soluble lorsque surexprimé dans E. coli, et cette protéine isolée a été facilement reconstituées sur des liposomes d&#39;échafaudage. Quand attaché à ces modèles de lipides, MFF suppose un traitement identique, l&#39;orientation tournée vers l&#39;extérieur sur la surface de la membrane.En plus de ces avantages, les lipides mitochondriales, tels que la cardiolipine, ont été ajoutés pour stabiliser MFF pliage et son association avec la membrane 11. Cardiolipine interagit également avec le domaine variable de 2,12 DRP1 qui peut stabiliser cette région désordonnée et faciliter l&#39; assemblage du mécanisme de fission. Cette méthode robuste est largement applicable pour les futures études visant à évaluer les interactions entre protéines membranaires-proximal. Grâce à l&#39;utilisation des interactions tethering / d&#39;affinité supplémentaires, la sophistication de ces études de reconstitution de la membrane peut être améliorée pour imiter la complexité supplémentaire trouvée à la surface des membranes dans les cellules. Dans le même temps, les compositions lipidiques peuvent être modifiées pour mimer plus précisément les environnements d&#39;origine de ces complexes macromoléculaires. En résumé, cette méthode fournit un moyen d&#39;examiner les contributions relatives des protéines et des lipides dans la formation de morphologies membranaires au cours de proc cellulaire critiqueesses.

<table><tbody><tr><td>Phosphatidylcholine (DOPC)</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>850375</td><td></td></tr><tr><td>Phosphatidylethanolamine (DOPE)</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>850725</td><td></td></tr><tr><td>DGS-NTA(Ni2+)</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>790404</td><td></td></tr><tr><td>Cardiolipine du cœur bovin (CL)</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>840012</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Acros Organics</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Extrudeuse de liposomes</td> 268320010 <td>Avanti Polar Lipids</td><td>610023</td><td></td></tr><tr><td>Cu/Rh Negative Stain Grids</td><td>Ted Pella</td><td>79712</td><td></td></tr><tr><td>Microfuge Tube</td><td>Beckman</td><td>357448</td><td></td></tr><tr><td>GTP</td><td>Jena Biosciences</td><td>NU-1012</td><td></td></tr><tr><td>GMP-PCP</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M3509</td><td></td></tr><tr><td>Microtiter Plate strips</td><td>Thermo Scientific</td><td>469949</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Acros Organics</td><td>40993-0010</td><td></td></tr><tr><td>Instant Blue Coomassie Dye</td><td>Expedeon</td><td>ISB1L</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP310</td><td></td></tr><tr><td>BME</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M6250</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Fisher Scientific</td><td>P330</td><td></td></tr><tr><td>KOH</td><td>Fisher Scientific</td><td>P250</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de magnésium</td><td>Acros Organics</td><td>223211000</td><td></td></tr><tr><td>4 - 20 % SDS-PAGE Gel</td><td>Bio Rad</td><td>456-1096</td><td></td></tr><tr><td>4x Laemmli Loading Dye</td><td>Bio Rad</td><td>161-0747</td><td></td></tr><tr><td>HCL</td><td>Fisher Scientific</td><td>A144S</td><td></td></tr><tr><td>Malachite Green Carbinol</td><td>Sigma Aldrich</td><td>229105</td><td></td></tr><tr><td>Ammonium Molybdate Tetrahydrate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A7302</td><td></td></tr><tr><td>Film de laboratoire</td><td>Parafilm</td><td>PM-996</td><td></td></tr><tr><td>Acétate d’uranyle</td><td>Polysciences</td><td>21447</td><td></td></tr><tr><td>Tecnai T12 100 keV Microscope</td><td>FEI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Optima MAX</td><td>Beckman</td><td></td><td></td></tr><tr><td>TLA-55 Rotor</td><td>Beckman</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CentriVap Concentrateur</td><td>Labconico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mastercycler Pro Thermocycler</td><td>Eppendorf</td><td></td><td></td></tr><tr><td>VersaMax Lecteur de microplaques</td><td>Dispositifs moléculaires</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

utilisation de scaffold liposomes à reconstituer interactions protéine-protéine lipid-proximal in vitro

Using Scaffold Liposomes to Reconstitute Lipid-proximal Protein-protein Interactions In Vitro

Des études sur les protéines membranaires intégrales in vitro sont souvent compliquées par la présence d&#39;un domaine transmembranaire hydrophobe. Pour compliquer encore ces études, réincorporation des protéines membranaires détergent solubilisé dans des liposomes est un processus stochastique où la protéine topologie est impossible à appliquer. Cet article propose une méthode alternative à ces techniques difficiles qui utilise un échafaudage à base de liposomes. La solubilité des protéines est améliorée par deletion du domaine transmembranaire et les acides aminés sont remplacés par un fragment d&#39;attache, telle qu&#39;une étiquette His. Cette attache coopérant avec un groupe d&#39; ancrage (Ni 2+ coordonné par l&#39; acide nitrilotriacétique (NTA (Ni 2+)) pour les protéines à marquage His), qui applique une topologie de protéine homogène à la surface du liposome. Un exemple est présenté dans lequel l&#39;interaction entre la protéine apparentée à Dynamin-1 (DRP1) avec une protéine membranaire intégrale, le facteur mitochondrial Fission (MFF) est investigated utilisant cette méthode échafaudage liposome. Dans ce travail, nous avons démontré la capacité de MFF de recruter efficacement DRP1 soluble à la surface des liposomes, ce qui a stimulé son activité GTPase. En outre, DRP1 a pu tubulé le modèle lipidique MFF-décoré en présence de lipides spécifiques. Cet exemple démontre l&#39;efficacité des liposomes d&#39;échafaudage en utilisant des analyses structurales et fonctionnelles et met en évidence le rôle de la CFP dans la régulation de l&#39;activité DRP1.

Alors que l'interaction entre DRP1 et MFF a été démontrée comme étant important pour la fission mitochondriale, cette interaction a été difficile à récapituler in vitro. Notre objectif était de mieux émuler l'environnement cellulaire dans lequel DRP1 et MFF interagissent. A cet effet, des liposomes contenant des concentrations de limitation de NTA (Ni 2+) , les groupes de tête ont été préparées en réhydratant un film lipidique tel que décrit ci - dessus. La solution l...

Cet article décrit une méthode d’évaluation des interactions et des assemblages de protéines membranaires intégrales in vitro avec divers facteurs partenaires dans un environnement lipido-proximal.

Utilisation de Scaffold Liposomes à Reconstituer interactions protéine-protéine Lipid-proximal In vitro

Studies of integral membrane proteins in vitro are frequently complicated by the presence of a hydrophobic transmembrane domain. Further complicating ...

L’objectif global de cette technique est de capturer les interactions protéine-protéine lipidique-proximale in vitro. Cette méthode peut aider à répondre à des questions dans le domaine de la dynamique mitochondriale, telles que la façon dont les interactions protéine-protéine au niveau de la membrane externe mitochondriale peuvent être affectées par les lipides accessoires. Le principal avantage de cette technique est que le fait d’attacher des domaines protéiques solubles à des matrices lipidiques garantit qu’une confirmation plus native peut être obtenue.De plus, les interactions complexes entre les protéines solubles et leurs partenaires attachés peuvent être évaluées en présence de cofacteurs lipidiques définis. Bien que nous utilisions cette méthode pour étudier les interactions protéiques dans la machinerie de fission mitochondriale, elle peut également être appliquée à d’autres complexes protéiques qui se localisent dans divers compartiments membranaires. Ryan, un étudiant diplômé de mon laboratoire, fera la démonstration de cette procédure.Tout d’abord, combinez les solutions de chloroforme des lipides souhaités dans un tube à essai en verre propre. Évaporez le solvant avec de l’azote gazeux sec tout en tournant le tube pour former une fine pellicule lipidique. Ensuite, éliminez le solvant résiduel avec l’évaporateur centrifuge pendant une heure à 37 degrés Celsius.Ensuite, ajoutez le tampon A préchauffé pour obtenir une concentration lipidique finale d’un à deux millimolaires. Incuber pendant 30 minutes à 37 degrés Celsius avec un vortex occasionnel pour remettre complètement en suspension le mélange de lipides. Après l’incubation, transférez le mélange de lipides dans un tube à essai en plastique et placez le tube dans de l’azote liquide pendant environ 30 secondes jusqu’à ce qu’il soit complètement congelé.Placez ensuite le tube dans un bain-marie à 37 degrés Celsius pendant une à deux minutes jusqu’à ce qu’il soit complètement décongelé. Ensuite, préparez une extrudeuse de lipides en trempant quatre supports de filtre et un filtre en polycarbonate dans le tampon A et en assemblant l’extrudeuse selon les instructions du fabricant. Extrudez la solution lipidique à travers le filtre 21 fois en utilisant une pression douce et constante pour assurer une distribution granulométrique homogène.Pendant l’extrusion, utilisez une pression lente et constante pour assurer l’homogénéité de la taille des liposomes. Avec un filtre d’un micron, c’est moins important. Mais avec des filtres de taille plus petite, cela peut introduire une hétérogénéité plus apparente.Stockez les liposomes extrudés à quatre degrés Celsius. Incuber le facteur de fission mitochondriale ou Mff marqué par His avec des liposomes d’échafaudage pendant au moins 15 minutes à température ambiante dans le tampon A et le BME. Pour un contrôle sans Mff, incubez les liposomes avec une protéine de contrôle marquée His, telle que la GFP, pour lier et protéger le nickel-NTA exposé.Ajoutez la protéine 1 ou Drp1 liée à la dynamine au mélange de liposomes et incubez pendant une heure à température ambiante. Ensuite, transférez cinq microlitres de l’échantillon sur une feuille de film de laboratoire et posez une grille de cuivre-rhodium recouverte de carbone sur l’échantillon. Après une minute d’incubation, retirez l’excès de liquide avec du papier filtre et ajoutez une goutte d’acétate d’uranyle à 2 %.Après avoir incubé pendant une minute supplémentaire, retirez l’excès de tache avec du papier filtre et transférez l’échantillon dans une boîte grillagée. Le lendemain, imagez les échantillons à l’aide d’un microscope électronique à transmission à un grossissement de 18, 500 à 30 000X pour observer les changements ultrastructuraux dans les morphologies des protéines et des liposomes. Incuber Mff et Fis1 avec les liposomes d’échafaudage pendant 15 minutes à température ambiante dans les tampons A et BME.Ajouter Drp1 et incuber chaque mélange pendant 15 minutes supplémentaires à température ambiante. Transférez les tubes dans le thermocycleur réglé à 37 degrés Celsius et déclenchez les réactions en ajoutant du GTP et du chlorure de magnésium. Aux points de temps souhaités, transférez 20 microlitres de chaque mélange réactionnel dans les puits d’une plaque de microtitration contenant cinq microlitres d’EDTA de 0,5 molaire pour chélater le magnésium et arrêter la réaction.Ensuite, préparez un ensemble d’étalons de phosphate en diluant le phosphate de potassium dans le tampon A et le BME pour calibrer les résultats. Ajoutez 20 microlitres de chaque étalon dans les puits contenant cinq microlitres d’EDTA 0,5 molaire. Ajoutez 150 microlitres de réactif vert de malachite dans chaque puits.Enfin, lisez l’OD 650 cinq minutes après chaque ajout. Le GTP s’hydrolysera lentement en présence du réactif vert de malachite acide. Ce réactif doit donc être ajouté à tous les puits de l’échantillon dans les 10 minutes suivant la mesure de l’absorbance afin de maximiser le rapport signal/bruit.En l’absence dans Drp1, ni le Mff ni le GFP n’ont entraîné de déformation de la membrane. Et seuls des liposomes sans caractéristiques ont été observés pour les liposomes d’échafaudage enrichis décorés de GFP ou ESL. Cependant, lorsque Drp1 a été ajouté aux modèles ESL décorés de Mff, le remodelage des liposomes était évident.Décoration de la SL avec l’activité GTPase renforcée de Mff. Inversement, lorsque les groupes de tête NTA exposés ont été bloqués avec de la GFP marquée par His, cette activité GTPase accrue a été ablatée. L’attachement de Fis1 dépourvu de son domaine transmembranaire au SL n’a pas non plus réussi à provoquer une stimulation de l’activité GTPase de Drp1.Semblable à la SL, l’ajout de SL/Cl à Drp1 a entraîné une légère stimulation de l’activité de la GTPase qui a été inversée en attachant Fis1 ou GFP marqué par His aux liposomes. Une synergie entre Mff et la cardiolipine a été observée lorsque l’activité GTPase de Drp1 a été stimulée 2,6 fois lorsqu’il a été incubé avec des SL/CL décorés de Mff. Lorsque les modèles SL/PE/CL ont été décorés avec Mff, l’activité Drp1 a été améliorée.La capacité de Drp1 à remodeler les liposomes en tubules lipidiques a été améliorée par l’ajout de PE aux liposomes d’échafaudage. Une fois maîtrisés, ces échafaudages peuvent être préparés et utilisés en quelques heures si la procédure est effectuée correctement. Suite à cette procédure, d’autres méthodes d’interaction protéique et lipidique comme la sédimentation et les tests de diffusion de la lumière peuvent être effectuées afin de caractériser les interactions fonctionnelles.L’application de cette technique permet aux personnes qui examinent la translocation de protéines vers une membrane biologique définie d’explorer les interactions protéiques transitoires et l’impact de cofacteurs lipidiques spécifiques dans la formation et la stabilisation d’assemblages cellulaires essentiels.

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Utilisation de Scaffold Liposomes à Reconstituer interactions protéine-protéine Lipid-proximal In vitro

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