Name: Dissection et observation de Honey Bee Dorsale Navire détudes de la fonction cardiaque (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-12-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: Découvrez la dissection du vaisseau dorsal chez l'abeille domestique pour étudier la fonction cardiaque et tester des agents cardiomodulateurs. Cette méthode simple permet d'observer les changements de fréquence cardiaque et contribue à la recherche sur la santé des pollinisateurs.

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Les auteurs remercient les Drs Jeffrey Bloomquist et Daniel Swale pour leurs commentaires et suggestions techniques. Ce projet a été partiellement financé par le Département d’entomologie et le Collège d’agriculture et des sciences de la vie de Virginia Tech.

1. Collecte et préparation des sujets d&#39;essai <ol><li> Recueillir le nombre approprié d&#39;abeilles de la colonie. REMARQUE: Le nombre nécessaire dépend non seulement de la taille et la portée de l&#39;expérience, mais aussi la compétence de l&#39;enquêteur. Par exemple, s&#39;il y a 2 groupes de traitement avec une taille d&#39;échantillon souhaitée de 10 abeilles par groupe, un enquêteur raisonnablement qualifiée pourrait recueillir au moins 30 abeilles pour tenir compte des dissections infructueuses et se retrouver avec 20 vidéos utiles pour marquer. </li><li> Réduire la quantité de temps qui passe entre la collecte et la dissection. NOTE: Bien que les abeilles peuvent être logés dans le laboratoire pendant plusieurs jours avant la dissection, le taux de dissections de réussite (ie, la probabilité de maintenir un rythme cardiaque stable dans un vaisseau dorsal disséqué) a été observée pour diminuer par rapport à la quantité de temps que les abeilles sont logés loin de la colonie. <ol><li> Fournir des abeilles avec une source d&#39;eau et de nourriture tout logé dans le laboratoire. Pour example, au minimum, donner accès à 50% (p / v) de saccharose dans de l&#39;eau (ce qui est suffisant pour une durée de moins de 6 heures). Pour des périodes plus longues, fournissent abeilles accès au miel. </li><li> abeilles Maison dans la nuit de laboratoire à une température d&#39;environ 32 ° C et 60-80% d&#39;humidité relative pour réduire le stress et éviter la déshydratation. </li></ol></li><li> Avant la dissection, anesthésier les abeilles brièvement pour faciliter la manipulation. NOTE: Cela peut diminuer le taux de dissections de succès et de réduire le débit. <ol><li> Refroidir les abeilles soit en les plaçant sur la glace ou dans un réfrigérateur pour juste assez longtemps pour réduire le mouvement afin de faciliter la manipulation. </li><li> Vous pouvez également exposer brièvement les abeilles à CO 2 afin de faciliter la manipulation. NOTE: Une exposition prolongée au froid peut réduire le taux de dissections de succès. Extended ou une exposition répétée à CO 2 peut également réduire le taux de dissections de succès. </li></ol></li></ol> 2. DissectionDorsale de la paroi abdominale NOTE: Les abeilles doivent être vivants au moment de la dissection. <ol><li> En utilisant des pinces et / ou des ciseaux de microdissection, enlever les jambes et les ailes pour faciliter la dissection de l&#39;abdomen. Gardez un petit bécher ou un récipient similaire rempli d&#39;eau distillée à proximité dans le but de rinçage des instruments entre les dissections. </li><li> Alors que retenir l&#39;abeille avec une pince, utiliser les ciseaux de microdissection pour couper latéralement le long de la paroi abdominale dorsale entre les première et deuxième tergites (voir Figure 1). </li></ol><img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig1.jpg" /> Figure 1: Vue dorsale d&#39; une abeille abdomen. L&#39;incision initiale doit être faite entre les première et deuxième tergites, comme indiqué par la ligne rouge. Barre d&#39;échelle = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig1large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquez sur son</a>e pour voir une version plus grande de cette figure. <ol start="3"><li> Tout en saisissant légèrement le bord postérieur de la seconde Tergite avec la pince, couper longitudinalement le long de chaque côté de l&#39;abeille de l&#39;incision initiale à l&#39;élinde flottante (voir la figure 2). Faites preuve de prudence lors de la coupe pour éviter la perforation du tractus gastro-intestinal. </li></ol><img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig2.jpg" /> Figure 2: Vue latérale de l&#39; abeille abdomen. Les deuxième et troisième incisions doivent être faites le long de chaque côté de l&#39;abdomen, comme indiqué par la ligne rouge. Barre d&#39;échelle = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig2large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <ol start="4"><li> Echanger les ciseaux pour une deuxième série de pinces fines et les utiliser pour séparer soigneusement la paroi abdominale dorsale du reste of l&#39;abdomen. Retirez délicatement le dard et toute partie du tractus gastro-intestinal qui reste attaché à la paroi abdominale dorsale. Éviter la rupture de l&#39;intestin, car le contenu peut recouvrir la paroi abdominale et d&#39;empêcher la visualisation du vaisseau dorsal. </li></ol><img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/55029/55029fig3.jpg" /> Figure 3: Vue du vaisseau dorsal. Une fois que l&#39;intestin et le stinger ont été enlevés, le vaisseau dorsal est visible le long de la ligne médiane de la paroi abdominale dorsale disséqué. Barre d&#39;échelle = 1 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55029/55029fig3large.jpg" target="_blank">S&#39;il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <ol start="5"><li> Réorganiser la paroi abdominale dorsale dans l&#39;orientation souhaitée sous la caméra de sorte que le vaisseau dorsal est visible (voir Figure 3). Utiliser les ciseaux de microdissection pour couper tout excès abdominale paroi qui empêche la visualisation du vaisseau dorsal. La forme de la paroi abdominale dorsale devrait ressembler à une coupe peu profonde ou un bol lorsqu&#39;ils sont situés correctement. <ol><li> Étant donné que le vaisseau dorsal ne se prolonge pas dans le segment abdominal percoir de l&#39;abeille, retirez le tergite final afin d&#39;améliorer la visualisation du vaisseau dorsal. </li></ol></li><li> Utilisant une micropipette de volume réglable, couvrir le vaisseau dorsal avec 10 pi d&#39;une solution isotonique pour maintenir des conditions physiologiques et faciliter un rythme cardiaque régulier. REMARQUE: La solution préconisée est une solution de Ringer de la force du quart (0,120 g / L de chlorure de calcium, 0,105 g / L de chlorure de potassium, 0,050 g / L de bicarbonate de sodium et 2,250 g / l de chlorure de sodium), qui a été trouvée pour faciliter une étable, rythme cardiaque en continu. </li></ol> 3. Observation et modulation de fréquence cardiaque <ol><li> Laisser le vaisseau dorsal reposer tranquillement jusqu&#39;à ce qu&#39;un stable, le rythme cardiaque en continu est atteint(Généralement dans les 300 secondes). REMARQUE: battement de coeur est visualisé sous la forme de contractions rythmiques du vaisseau dorsal. Dans un premier temps, il peut sembler être plus de pouls, surtout si l&#39;abeille a été anesthésiée, mais le cœur sera généralement reprendre battre après le repos dans une solution isotonique pendant plusieurs minutes et peut continuer de battre pendant des heures, à condition qu&#39;il reste baigné dans une solution. </li><li> Mesurer la fréquence cardiaque en termes de nombre de battements par minute (BPM). <ol><li> Notez le nombre de contractions observées au cours d&#39;une période de 60 sec. Utilisez un compteur à main et une minuterie pour faciliter ce processus. </li></ol></li><li> Mesurer le changement de la fréquence cardiaque en enregistrant le BPM observé avant et après traitement avec un composé cardiomodulatory. NOTE: Bien que le temps nécessaire pour observer un effet sur la fréquence cardiaque peut varier en fonction du composé à l&#39;essai, les variations de la fréquence cardiaque peuvent généralement être observées en quelques minutes. <ol><li> Déterminer la fréquence cardiaque de base précédant immédiatementl&#39;ajout d&#39;un composé d&#39;essai. REMARQUE: la fréquence cardiaque post-traitement peut généralement être déterminée après 90 et 120 sec. </li><li> Préparer cardiomodulators potentiels (par exemple, octopamine) en dissolvant le composé dans la même solution isotonique utilisée pour baigner le vaisseau dorsal. </li><li> Ajouter les composés d&#39;essai à la solution entourant le vaisseau dorsal en utilisant une micropipette. </li></ol></li><li> Pour une plus grande précision et un débit plus élevé, faire un enregistrement vidéo de chaque objet de test, puis utiliser les vidéos pour marquer le rythme cardiaque à un moment ultérieur. NOTE: Cela permet à un seul enquêteur de décaler dissections afin de faciliter la production presque continue de vidéos. Lors de l&#39;enregistrement de vidéos, la longueur minimale recommandée est d&#39;environ 240 secondes avec un composé de test étant ajouté à la marque de 60 sec. Cela garantit que l&#39;enquêteur dispose d&#39;une fenêtre de 60 secondes pour marquer le rythme cardiaque de base, puis une autre fenêtre de 60 secondes pour marquer la fréquence cardiaque post-traitement 120 secaprès le traitement. </li></ol>

<ol><li>Klowden, M. J. Circulatory Systems. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKlowden%2C+MJ+%22Physiological+Systems+in+Insects%2C+3rd+Edition%22">Physiological Systems in Insects, 3rd Edition</a>. , 3rd, 365-413 (2013).</li>
<li>League, G. P., Onuh, O. C., Hillyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+structural+and+functional+analysis+of+the+larval+and+adult+dorsal+vessel+and+its+role+in+hemolymph+circulation+in+the+mosquito+Anopheles+gambiae%5BTitle%5D)+AND+%22J+Exp+Biol%22%5BJournal%5D)">Comparative structural and functional analysis of the larval and adult dorsal vessel and its role in hemolymph circulation in the mosquito Anopheles gambiae.</a> J Exp Biol. 218 (Pt 3), 370-380 (2015).</li>
<li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oscillating+Hemolymph+Circulation+in+the+Butterfly+Papilio-Machaon+L+Revealed+by+Contact+Thermography+and+Photocell+Measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol%22%5BJournal%5D)">Oscillating Hemolymph Circulation in the Butterfly Papilio-Machaon L Revealed by Contact Thermography and Photocell Measurements.</a> J Comp Physiol. 139 (2), 145-163 (1980).</li>
<li>Wasserthal, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Interaction+of+circulation+and+tracheal+ventilation+in+holometabolous+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Adv+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Interaction of circulation and tracheal ventilation in holometabolous insects.</a> Adv Insect Physiol. 26, 297-351 (1996).</li>
<li>Schwab, E. R., Chilson, R. A., Eddleman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heartbeat+Rate+Modulation+Mediated+by+the+Ventral+Nerve+Cord+in+the+Honey-Bee%2C+Apis-Mellifera%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+B-Biochem+Syst+Environ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Heartbeat Rate Modulation Mediated by the Ventral Nerve Cord in the Honey-Bee, Apis-Mellifera.</a> J Comp Physiol B-Biochem Syst Environ Physiol. 161 (6), 602-610 (1991).</li>
<li>Kaiser, W., Weber, T., Otto, D., Miroschnikow, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxygen+supply+of+the+heart+and+electrocardiogram+potentials+with+reversed+polarity+in+sleeping+and+resting+honey+bees%5BTitle%5D)+AND+%22Apidologie%22%5BJournal%5D)">Oxygen supply of the heart and electrocardiogram potentials with reversed polarity in sleeping and resting honey bees.</a> Apidologie. 45 (1), 73-87 (2014).</li>
<li>Papaefthimiou, C., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Octopamine--a+single+modulator+with+double+action+on+the+heart+of+two+insect+species+%28Apis+mellifera+macedonica+and+Bactrocera+oleae%29%3A+Acceleration+vs.+inhibition%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Physiol%22%5BJournal%5D)">Octopamine--a single modulator with double action on the heart of two insect species (Apis mellifera macedonica and Bactrocera oleae): Acceleration vs. inhibition.</a> J Insect Physiol. 57 (2), 316-325 (2011).</li>
<li>Castro, C. A., Hogan, J. B., Benson, K. A., Shehata, C. W., Landauer, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral-Effects+of+Vehicles+-+Dmso%2C+Ethanol%2C+Tween-20%2C+Tween-80%2C+and+Emulphor-620%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacol+Biochem+Behav%22%5BJournal%5D)">Behavioral-Effects of Vehicles - Dmso, Ethanol, Tween-20, Tween-80, and Emulphor-620.</a> Pharmacol Biochem Behav. 50 (4), 521-526 (1995).</li>
<li>Papaefthimiou, C., Papachristoforou, A., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biphasic+responses+of+the+honeybee+heart+to+nanomolar+concentrations+of+amitraz%5BTitle%5D)+AND+%22Pestic+Biochem+Phys%22%5BJournal%5D)">Biphasic responses of the honeybee heart to nanomolar concentrations of amitraz.</a> Pestic Biochem Phys. 107 (1), 132-137 (2013).</li>
<li>Roeder, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Octopamine+in+invertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Octopamine in invertebrates.</a> Prog Neurobiol. 59 (5), 533-561 (1999).</li>
<li>Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+Drosophila+heartbeat+by+neurotransmitters%5BTitle%5D)+AND+%22J+Comp+Physiol+B%22%5BJournal%5D)">Modulation of Drosophila heartbeat by neurotransmitters.</a> J Comp Physiol B. 167 (2), 89-97 (1997).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le protocole présenté ici fournit une approche simple et efficace pour tester les composés pharmacologiques pour leurs effets sur la fréquence cardiaque des abeilles. Comme observé dans des expériences antérieures qui transectent le cordon nerveux ventral d’un insecte vivant5 ou dissèquent le cordon nerveux ventral lors de l’exposition du vaisseau dorsal7, la perte de régulation du système nerveux central se traduit par un rythme cardiaque stable et à basse fréquence. La faible fréquence des batteme...

L&#39;objectif global de cette méthode est de permettre à l&#39;enquêteur d&#39;observer et de quantifier l&#39;effet qu&#39;un agent pharmacologique a sur le taux d&#39;abeilles cardiaque rapidement et facilement. Les abeilles, comme d&#39;autres insectes, ont un système circulatoire ouvert qui dissémine hémolymphe, l&#39;équivalent d&#39;insectes de sang, à travers la cavité du corps, connu sous le nom hémocèle. La circulation de l&#39; hémolymphe est essentiel pour le transport des nutriments, les facteurs immunitaires, des déchets, ainsi neurohormones et d&#39; autres molécules de signalisation 1. La circulation est facilitée par le vaisseau dorsal, qui se prolonge le long de la ligne médiane dorsale de l&#39;insecte, ainsi que les organes pulsatiles accessoires. Le vaisseau dorsal est divisé en deux sections fonctionnellement distinctes, désigné le cœur dans l&#39;abdomen et l&#39;aorte dans le thorax et la tête. contractions propagés dans l&#39;hémolymphe de la pompe cardiaque vers le thorax et la tête, tandis que les organes pulsatiles accessoires assurent l&#39;écoulement de l&#39;hémolymphe aux extrémités. <pclass = &quot;jove_content&quot;&gt; fonction Insect cardiaque peut être observée en utilisant une variété de méthodes, en fonction de la taille, le stade de la physiologie ou de la vie de l&#39;insecte. Une approche commune pour l&#39; observation de la fréquence cardiaque chez les larves ou petits insectes est l&#39;utilisation de l&#39; imagerie intravitale 2. Cette méthode est moins utile pour les abeilles adultes, cependant, car il peut être difficile de voir clairement le vaisseau dorsal à travers la paroi abdominale. Une approche établie pour enregistrer le rythme cardiaque dans une variété d&#39;insectes, y compris les abeilles, est l&#39;utilisation de contacts thermographie, qui utilise des thermistances appliqués à l&#39;extérieur de l&#39;insecte pour détecter les pulsations cardiaques 3,4. La fréquence cardiaque chez les abeilles adultes a également été enregistrée en utilisant une technique électrophysiologique pour mesurer un signal d&#39;impédance électrique 4,5. Cette technique nécessite l&#39;insertion d&#39;électrodes dans l&#39;animal à côté du coeur et l&#39;utilisation d&#39;un convertisseur d&#39;impédance pour enregistrer les battements de coeur 4. De même, des électrocardiogrammes ont été utilisés pour DeTect signaux électriques produits par le coeur et combiné avec l&#39; enregistrement vidéo de l&#39;abeille pour observer les changements dans l&#39; activité cardiaque 6. Un net avantage à ces approches est que la fréquence cardiaque est évaluée, une abeille vivante intacte, plutôt que dans un échantillon disséqué, ce qui contribue à assurer la disponibilité de la gamme complète des réponses physiologiques à ce sujet. Les défis de ces approches comprennent la comptabilité pour l&#39;immobilisation ou anesthetization du sujet, la nécessité de limiter les variables et les stimuli extérieurs qui pourraient altérer la fréquence cardiaque, ainsi que la détermination d&#39;une méthode de livraison appropriée lors de l&#39;essai des agents pharmacologiques. Une autre approche qui a été utilisée pour étudier l&#39; activité cardiaque d&#39;abeille est de disséquer partiellement l&#39;insecte afin d&#39;exposer le cœur, puis mesurer les contractions des vaisseaux dorsales en utilisant un déplacement transducteur de force 7. Dans ce protocole, le cœur est constamment baigné avec du sérum physiologique en cours d&#39;exécution et co testmpounds peuvent être dissous dans cette solution pour l&#39; application à l&#39;objet 7. Une différence significative entre cette méthode et ceux décrits précédemment est que le cordon nerveux ventral est éliminé, ce qui élimine le rôle que le système nerveux central a été montré à jouer dans la modulation de fréquence cardiaque 5. Le résultat est que le rythme cardiaque de référence, ce qui est généralement très irrégulier, se stabilise à une fréquence beaucoup plus faible que l&#39; amplitude et est typiquement observée chez un insecte vivant 5,7. Ce que toutes ces méthodes ont en commun est qu&#39;elles nécessitent un équipement hautement spécialisé et souvent coûteux, en plus d&#39;un certain niveau d&#39;expertise, afin d&#39;être menée. Peut-être le plus grand inconvénient est que aucune de ces approches sont particulièrement bien adaptés à des expériences qui impliquent de test d&#39;un grand nombre de sujets, tels que le criblage d&#39;une banque de composés potentiellement cardiomodulatory. La plus grande force de l&#39;approche décrite iciest sa simplicité. Le protocole est relativement facile à maîtriser, l&#39;installation nécessite peu d&#39;espace, et seule une contribution financière minimale est nécessaire. La méthode nécessite peu plus que quelques abeilles, quelques instruments chirurgicaux, une solution isotonique, et soit un microscope numérique ou un microscope traditionnel avec un appareil photo numérique. Les abeilles sont disséqués pour visualiser le vaisseau dorsal et des vidéos numériques sont utilisés pour enregistrer le rythme cardiaque avant et après traitement avec des agents pharmacologiques. Bien que l&#39; enregistrement vidéo est pas réellement nécessaire d&#39;observer les changements de la fréquence cardiaque, il va grandement augmenter le débit (ie, le nombre de sujets qui peuvent être traités dans un laps de temps donné). L&#39;enquêteur peut maximiser l&#39;efficacité en enregistrant un grand nombre de vidéos à la fois, puis plus tard en marquant ces vidéos à un moment plus opportun. Un autre avantage de cette approche est que les vidéos permettent à l&#39;enquêteur de recommencer, si le processus de notation est interrompu, et la rendre plus facile pour le vViewer aveugler au traitement afin de réduire le biais.

<table><tbody><tr><td>Microscope numérique USB Dino-Lite Edge</td><td>Dino-Lite</td><td>AM4815ZT</td><td>Tout microscope numérique ou configuration similaire suffira</td></tr><tr><td>Support de microscope</td><td>Dino-Lite</td><td>RK-10</td><td>Tout support adapté au microscope numérique</td></tr><tr><td>Ordinateur portable ou PC</td><td></td><td></td><td>Nécessaire pour microscope numérique</td></tr><tr><td>Ciseaux de microdissection (Vannas, 8 cm, droits, lames de 5 mm)</td><td>World Precision Instruments</td><td>14003</td><td>Tout ciseau similaire adapté à la microdissection suffira</td></tr><tr><td>Pince de microdissection, 10,2 cm, coudée (2 paires)</td><td>World Precision Instruments</td><td>504482</td><td>Toute pince similaire adaptée à la microdissection suffira Solution</td></tr><tr><td>Ringers 1/4 comprimés de force&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>96724-100TAB</td><td></td></tr><tr>Plateau <td></td><td></td><td>de dissection</td><td>Toute surface adaptée à la microdissection</td></tr><tr><td>Monocanal 10 &micro ; l pipette</td><td></td><td></td><td>Tout appareil capable d’administrer avec précision 10 & micro ; l volume</td></tr><tr><td>Pointes</td><td></td><td></td><td></td>de pipette</tr><tr><td>Petit bécher ou récipient d’eau</td><td></td><td></td><td>Utilisé pour rincer les instruments entre les sujets</td></tr><tr><td>Compteur de pointage</td><td>Office Depot</td><td>295033</td><td>Tout produit similaire suffira</td></tr><tr><td>Minuterie</td><td>Office Depot</td><td>644219</td><td>Tout produit similaire suffira</td></tr><tr><td>Eau</td><td></td><td></td> <td>déminéraliséePréparation de la solution Ringers et instruments de rinçage</td></tr></tbody></table>

dissection et observation de honey bee dorsale navire d&#39;études de la fonction cardiaque

Dissection and Observation of Honey Bee Dorsal Vessel for Studies of Cardiac Function

L’abeille mellifère européenne, Apis mellifera L., est une ressource agricole et commerciale précieuse connue pour produire du miel et fournir des services de pollinisation des cultures, ainsi qu’un insecte social modèle important utilisé pour étudier la mémoire et l’apprentissage, le vieillissement, etc. Nous décrivons ici un protocole détaillé pour la dissection de la paroi abdominale dorsale d’une abeille afin de visualiser son vaisseau dorsal, qui joue le rôle du cœur chez l’insecte. Une dissection réussie exposera un cœur fonctionnel qui, dans les bonnes conditions, peut maintenir un rythme cardiaque stable pendant une période prolongée. Cela permet à l’enquêteur de manipuler la fréquence cardiaque en appliquant des composés cardiomodulateurs sur le vaisseau dorsal. En utilisant un microscope numérique ou un microscope équipé d’un appareil photo numérique, l’enquêteur peut faire des enregistrements vidéo du vaisseau dorsal avant et après le traitement avec des composés d’essai. Les vidéos peuvent ensuite être notées à un moment qui convient à l’utilisateur afin de déterminer les changements dans la fréquence cardiaque, ainsi que les changements dans le schéma des battements cardiaques, après le traitement. Les avantages de ce protocole sont qu’il est relativement peu coûteux à mettre en place, facile à apprendre, nécessite peu d’espace ou d’équipement, et prend très peu de temps à réaliser.

Comme bon nombre des composés pharmacologiquement actifs qui pourraient être testés en utilisant ce protocole ne sont pas solubles dans l&#39;eau, il est nécessaire d&#39;avoir un solvant fiable qui permettra des composés d&#39;essai à être livrés via la solution isotonique utilisée pour baigner le vaisseau dorsal. Le diméthylsulfoxyde (DMSO) est un solvant qui est couramment utilisée comme véhicule pour délivrer des médicaments et d&#39; autres composés expérimentaux sur des animaux <su...

Le vaisseau dorsal abdominal de l’abeille et d’autres insectes sert d’équivalent fonctionnel du cœur de mammifère et joue un rôle important dans le transport des nutriments, l’élimination des déchets, la fonction immunitaire, etc. Nous décrivons ici un protocole pour la visualisation et la manipulation pharmacologique de la fréquence cardiaque des abeilles.

Dissection et observation de Honey Bee Dorsale Navire d&#39;études de la fonction cardiaque

The European honey bee, Apis mellifera L., is a valuable agricultural and commercial resource noted for producing honey and providing crop pollination ...

L’objectif global de ce protocole est d’observer les changements de la fréquence cardiaque des abeilles, résultant de l’application directe d’agents cardiomodulateurs sur le vaisseau dorsal. Cette méthode peut répondre à des questions clés sur la physiologie des insectes, en particulier celles relatives à la santé des pollinisateurs. Le principal avantage de cette technique est sa simplicité qui la rend rentable et facile à réaliser.Prélevez le nombre approprié d’abeilles de la colonie. Une mesure prudente serait d’inclure un excédent de 50 % pour tenir compte des dissections ratées, ce que même les enquêteurs qualifiés doivent prévoir. Fournissez aux abeilles une source d’eau et de nourriture pendant qu’elles sont logées dans le laboratoire.Pour les logements d’une durée inférieure à six heures, donnez au moins accès à une solution de saccharose à 50 %. Pour des périodes plus longues, donnez également accès au miel. Abritez les abeilles pendant la nuit à environ 32 degrés Celsius avec une humidité relative de 60 à 80 %.Les abeilles fraîchement récoltées sont plus faciles à disséquer, alors procédez à la dissection dès que possible. Avant les dissections, anesthésie les abeilles juste assez pour réduire leur mouvement en les exposant brièvement au dioxyde de carbone. La profondeur de l’anesthésie peut rendre la dissection plus difficile, utilisez donc le moins de gaz possible.Les abeilles doivent être vivantes au moment de la dissection. Pour commencer, utilisez des pinces ou des ciseaux de micro-dissection pour retirer les pattes et les ailes. Après chaque manipulation, rincez les outils à l’eau distillée.Ensuite, retenez l’abeille avec une pince et utilisez les ciseaux pour couper latéralement le long de la paroi abdominale dorsale, entre le premier et le deuxième tergite. Ensuite, saisissez légèrement le bord postérieur du deuxième tergite avec la pince et coupez soigneusement longitudinalement le long de chaque côté de l’abeille, de l’incision initiale au dard. Ne percez pas le tube digestif.Ensuite, utilisez des pinces fines pour séparer soigneusement la paroi abdominale dorsale du reste de l’abdomen. Ensuite, retirez délicatement le dard et retirez soigneusement toute partie du tube digestif qui reste attachée à la paroi abdominale dorsale. Ne libérez pas le contenu de l’intestin, car il peut obscurcir la visualisation du vaisseau dorsal.Retirez maintenant la turgite finale afin d’améliorer la visualisation du vaisseau dorsal. L’étape suivante consiste à ajuster la platine pour voir le vaisseau dorsal et à couper tout excès de paroi abdominale qui gêne sa vue. La forme de la paroi abdominale dorsale doit ressembler à une tasse ou à un bol peu profond lorsqu’elle est correctement située.Couvrez le vaisseau dorsal avec 10 microlitres de la solution isotonique recommandée pour maintenir ses conditions physiologiques, et retirez toute membrane restante qui empêche la visualisation du vaisseau dorsal. L’ajout de la solution isotonique peut faire flotter la membrane lâche et obscurcir la vue du vaisseau dorsal. Ces morceaux de membrane peuvent être retirés à l’aide d’une pince fine, mais soyez prudent pour éviter d’endommager le vaisseau dorsal.Au début, il peut sembler qu’il n’y a pas de battement cardiaque, mais en quelques minutes en solution isotonique, le cœur recommence généralement à battre. S’il est maintenu baigné dans une solution, le cœur peut continuer à battre pendant des heures. Laissez le vaisseau dorsal reposer sans être dérangé jusqu’à ce qu’un rythme cardiaque stable et continu soit atteint.Cela se produit généralement dans les cinq minutes. Mesurez la fréquence cardiaque de base à l’aide d’un compteur de comptage manuel, ou pour plus de précision, faites un enregistrement vidéo de l’expérience et prenez les mesures plus tard. Enregistrez au moins une minute de battements cardiaques stables avant le premier traitement.Maintenant, préparez-vous à appliquer les cardiomodulateurs potentiels, qui sont idéalement dissous dans la même solution isotonique que le bain. Pour cette raison, la solution recommandée contient du DMSO, ce qui permet à la plupart des composés d’être solubilisés. Après avoir ajouté un composé de test, attendez au moins une minute avant de mesurer le changement de fréquence cardiaque.Pour obtenir une mesure précise de la fréquence cardiaque, au moins une minute de données est nécessaire, et plusieurs minutes de données sont généralement nécessaires. Une variété de solutions isotoniques contenant une gamme de concentrations de DMSO ont été testées pour tout effet sur la fréquence cardiaque. 5 % et 10 % de DMSO ont significativement diminué la fréquence cardiaque, alors qu’une solution isotonique de DMSO à 1 % ne l’a pas fait.La solution à un pour cent a donc été utilisée pour les expériences. L’octopamine, un démodulateur bien caractérisé chez les invertébrés, a été testée contre le véhicule. Des concentrations plus élevées d’octopamine ont considérablement augmenté la fréquence cardiaque, démontrant ainsi l’utilité du test.Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’effectuer une dissection pour visualiser le vaisseau dorsal ainsi que de la façon de tester les effets des cardiomodulateurs potentiels sur la fréquence cardiaque des abeilles. Une fois cette technique maîtrisée, une dissection peut être réalisée en quelques minutes si elle est effectuée correctement.

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Visualiser le cœur battant Drosophile</em

Nous présentons différentes manières de surveiller la fonction cardiaque chez la larve...

Surveillance de la fonction cardiaque chez les larves Drosophila melanogaster Pour les études physiologiques

Cette vidéo décrit le cœur adulte de la mouche, autrement appelé le vaisseau dorsal de la drosophile. Le protocole présenté présente une procédure de dissection pour les préparations de cœurs vivants.

Préparation du cœur de drosophile : une technique pour étudier la physiologie cardiaque chez la mouche adulte

Cette vidéo décrit une technique permettant d’isoler le cœur d’un poisson-zèbre à plusieurs stades de développement afin d’étudier le développement, la maturation et le vieillissement cardiaques.

Dissection cardiaque : une méthode pour observer le développement cardiaque du poisson-zèbre

Les modèles de cœur de travail isolés peuvent être utilisés pour mesurer l’effet des conditions de charge, de la fréquence cardiaque et des médicaments sur les performances myocardiques et la consommation d’oxygène. Nous décrivons des méthodes de préparation d’un modèle de fonctionnement du cœur gauche de rongeur qui permet d’étudier les performances systolique et diastolique et la consommation d’oxygène dans diverses conditions.

Rongeur de travail Modèle de coeur pour l&#39;étude de la performance myocardique et la consommation d&#39;oxygène

Nous présentons un protocole pour l'analyse des vaisseaux coronaires dans le cœur de souris embryonnaires entières jusqu'à E15.5, en utilisant des méthodes de coloration immunologique standard suivie d'un dégagement optique et microscopie confocale. Cette technique permet la visualisation des vaisseaux sanguins dans l'ensemble du coeur sans le besoin d'une analyse de temps de coupes en série.

Analyse des vaisseaux coronaires dans Coeurs embryonnaires Effacé

Ici, les protocoles expérimentaux sont décrits pour préparer la drosophile à différents stades de développement et effectuer une imagerie optique longitudinale des battements cardiaques de la drosophile à l’aide d’un système de microscopie à cohérence optique (OCM) personnalisé. Les changements morphologiques et dynamiques cardiaques peuvent être caractérisés quantitativement en analysant les paramètres structurels et fonctionnels du cœur à partir d’images OCM.

Drosophila Préparation et imagerie longitudinale de la fonction cardiaque in vivo en utilisant cohérence optique Microscopie (OCM)

L’examen échocardiographique est fréquemment utilisée chez les souris. Appareils à ultrasons à haute résolution coûteux ont été développés à cet effet. Ce protocole décrit une procédure échocardiographique abordable combinée avec histologique morphométrique des analyses pour déterminer la morphologie cardiaque.

Examen échocardiographique et histologique de morphologie cardiaque chez la souris

Présenté ici est un protocole pour étudier la microcirculation coronaire dans le tissu cardiaque murin vivant par la surveillance ex vivo de la pression artérielle de perfusion et le flux qui maintient la pression, ainsi que les composants vasculaires de l’arbre, y compris les lits capillaires et péricytes, que l’artère septale est cannulée et pressurisée.

Mesure dynamique et imagerie des capillaires, artérioles et péricytes dans le cœur de souris

En raison de l’anatomie complexe, un protocole de dissection et de prélèvement reproductible de manière cohérente pour les échantillons cardiaques peut être difficile à mettre en œuvre. Ce manuscrit présente les éléments clés de certains protocoles standard de dissection cardiaque, en soulignant à la fois les approches d’examen global et les sites d’échantillonnage couramment utilisés pour l’examen histopathologique.

Techniques de dissection et échantillonnage histologique du cœur dans des modèles de grands animaux pour les maladies cardiovasculaires

Le protocole de sectionnement cardiaque et d’imagerie par fluorescence de la drosophile simplifie l’étude de la structure et des pathologies cardiaques. Cette approche implique une section, une coloration et une imagerie simples, en contournant l’expertise technique nécessaire à la dissection traditionnelle. Il améliore l’accessibilité, faisant de la drosophile un modèle plus largement utilisable pour la recherche liée à la cardiologie au sein de la communauté scientifique au sens large.

Méthode nouvelle et efficace pour la coloration par fluorescence du cœur de la drosophile avec cryosectionnement

Découvrez la dissection du vaisseau dorsal chez l'abeille domestique pour étudier la fonction cardiaque et tester des agents cardiomodulateurs. Cette méthode simple permet d'observer les changements de fréquence cardiaque et contribue à la recherche sur la santé des pollinisateurs.

Dissection et observation de Honey Bee Dorsale Navire d'études de la fonction cardiaque

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