Name: Chirurgie Shunt, droite Cathétérisme cardiaque et vasculaire Morphometry dans un modèle de rat pour Flow-induite Hypertension artérielle pulmonaire (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
Description: Apprenez à créer un modèle d'hypertension artérielle pulmonaire induite par le flux chez le rat et à analyser les paramètres hémodynamiques par cathétérisme cardiaque droit et morphométrie vasculaire.

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Cette étude a été soutenue par l’Initiative néerlandaise de recherche cardiovasculaire, la Fondation néerlandaise du cœur, la Fédération néerlandaise des centres médicaux universitaires, l’Organisation néerlandaise pour la recherche et le développement en santé et l’Académie royale des sciences des Pays-Bas (CVON nr. 2012-08, PHAEDRA, The Sebald fund, Stichting Hartekind).

Les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvés par le Comité central néerlandais pour l&#39;expérimentation animale et le soin des animaux Comité à l&#39;Université Medical Center Groningen (NL). Les deux rats Wistar Lewis et ayant un grammage compris entre 180 et 300 g ont été utilisés. 1. Logement et Acclimatation <ol><li> Après l&#39;arrivée à l&#39;animalerie centrale, les rats des maisons en groupes de 5 par cage. Au cours d&#39;une période d&#39;acclimatation de 7 jours, accoutumer les rats à la manipulation humaine, mais ne pas effectuer toutes les procédures expérimentales. </li></ol> 2. Préparation et injection de stérile Monocrotalin <ol><li> Pour 1 ml de 60 mg / ml monocrotalin (TCM) en solution, peser 60 mg d&#39;monocrotalin dans un tube de 2 ml. Ajouter 700 ul de NaCl à 0,9%. Ajouter 200 ul de 1 M HCl. Réchauffer la solution dans le tube sous l&#39;eau courante chaude du robinet et le vortex il. Utiliser NaOH 6 N pour amener le pH vers 7,0. Utiliser une technique stérile pour la préparation du MCT pour l&#39;injection dans les rongeurs. </li&gt; <li> Injecter 1 mL de 60 mg de solution stérile / ml de TCM par kg par voie sous cutanée dans le cou (0,3 ml de 60 mg / ml de MCT pour 300 g de rat). NOTE: Nous préférons ne pas utiliser de plus petits volumes en raison de la plus grande chance que la dose injectée ne sera pas appropriée. </li></ol> Chirurgie Shunt 3. Aorte-caval <ol><li> Anesthésie. <ol><li> Remplir la chambre d&#39;induction avec 5% d&#39; isoflurane / 100% O 2 (débit: 1 L / min) et placer le rat dans la chambre. Vérifiez la profondeur adéquate de l&#39;anesthésie en effectuant un pincement de l&#39;orteil arrière. Peser le rat. </li><li> Rasage et nettoyer l&#39;abdomen sur une zone qui est d&#39;environ 8 cm de long et 3 cm de large. Placez le rat sur le dos sur un tapis de chaleur (37 ° C) couverte par un tapis stérile. </li><li> Placez le museau dans une ventilation masque / hotte avec 2 - 3% d&#39; isoflurane / 100% O 2 (débit: 1 L / min). Vérifiez la profondeur de l&#39;anesthésie en effectuant un pincement de l&#39;orteil arrière. Appliquer une pommade oculaire pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. </li></ol></li><li> Shunt Surgery. <ol><li> Frotter la peau avec du chlorure-hexidine pour la désinfection. Injecter 0,01 mg / kg par voie sous cutanée buprénorphine pour l&#39;analgésie post-opératoire. </li><li> Utiliser des instruments stériles pour la chirurgie. Faire une incision avec une lame de scalpel # 10 dans l&#39;abdomen sur la ligne médiane, à partir de 1 cm en dessous du diaphragme un descendant juste au-dessus des organes génitaux. </li><li> Soulever l&#39;intestin avec un coton-tige, couvrir les intestins dans une gaze stérile, humide (NaCl à 0,9%), et les placer sur le côté gauche de l&#39;animal. </li><li> Utiliser des tampons de coton pour séparer les membranes qui retiennent l&#39;aorte abdominale et la veine cave inférieure aux tissus environnants. REMARQUE: Ne pas disséquer les membranes entre l&#39;aorte et la veine cave. </li><li> En utilisant des pinces dissidents, enlever la graisse aortique périvasculaire juste au-dessus de la bifurcation, que sur le côté droit de l&#39;aorte et uniquement sur le site où l&#39;aiguille sera insérée. </li><li> Utilisez des cotons-tiges pour séparer l&#39;aorte et la veine cave de 2 mm supeRior sur le site où l&#39;aiguille sera insérée dans le but de créer un espace pour une pince Biemer. </li><li> A ce domaine, la première place une ligature lâche (5-0 de suture) autour de l&#39;aorte. Créer la tension sur la ligature en plaçant une pince de Kocher sur elle, puis placez le Kocher supérieur à l&#39;incision (figure 1A). Placez le Biemer pince juste au- dessus de la ligature (Figur e 1A). </li><li> En utilisant un coton - tige, comprimer la veine cave comme distalement que possible pour gêner la circulation (figure 1A). Pliez une aiguille (18 G dans ce protocole) dans un angle de 45 degrés, avec le pointage de l&#39; orifice vers l&#39;extérieur (figure 1A). </li><li> Sous un angle de 90 degrés, insérer l&#39;aiguille dans l&#39;aorte juste au- dessus de la bifurcation, avec l&#39;orifice de l&#39;aiguille pointant vers la gauche (figure 1A). Manipuler la pointe de l&#39;aiguille vers la gauche et l&#39;insérer dans la veine cave. NOTE: La pointe de l&#39;aiguille doit maintenant être visible dans la veine cave (figure 1B). </li><li> Utiliser un second coton-tige pour pousser le sang restant dans l&#39;aorte hors du site d&#39;insertion pour prévenir la thrombose. Sécher la zone autour du shunt avec une gaze stérile pour que la colle pour coller de manière adéquate. </li><li> Retirez l&#39;aiguille entière de l&#39;aorte et appliquer immédiatement une goutte de colle de tissu sur le site de ponction dans l&#39;aorte. Assurez-vous de ne pas coller le coton-tige sur le tissu. Débrider l&#39;aorte. </li><li> Vérifier le shunt manuellement en tirant sur et en relâchant la ligature proximale aorte au shunt. Relâchement devrait colorer la partie distale de la veine cave du shunt en rouge vif et créer des turbulences sur le site de shunt. NOTE: Serrage tournera le sang dans la veine cave retour au rouge foncé. </li><li> Placez les intestins de retour chez l&#39;animal. Fermez la couche musculaire et la peau avec résorbables 4-0 sutures. Aérer l&#39;animal avec 100% O 2 pour récupérer de l&#39; anesthésie. REMARQUE: Ne pas laisser un animal sans surveillance jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. </li></ol></li><li> Chirurgie Sham. <ol><li> Effectuer toutes les procédures ci-dessus, sauf pour l&#39;insertion de l&#39;aiguille dans l&#39;aorte. </li></ol></li><li> Les soins post-chirurgicaux. <ol><li> Placer le rat dans une cage unique et dans un incubateur à 37 ° C jusqu&#39;au lendemain matin. </li><li> Vers 6 h après la chirurgie, injecter 0,01 mg / kg par voie sous cutanée buprénorphine pour l&#39;analgésie post-opératoire. Répétez le lendemain matin si le rat montre des signes d&#39;inconfort. NOTE: Les 3 premiers jours après la chirurgie, les rats ont tendance à manger et à boire moins (ce qui est particulièrement important lorsque chow ou de l&#39;eau potable sont mélangés avec des médicaments). La plupart des rats montrent un comportement normal 3 jours après la chirurgie. Sinon, suivre de près. La perte de poids supérieure à 15% en 1 semaine est considérée comme anormale et ces rats doivent être euthanasiés par l&#39;extraction du volume de sang en circulation sous anesthésie. </li></ol></li></ol> REMARQUE: Dans ce protocole, l&#39;animal est euthanasie par l&#39;extraction du volume de sang en circulation sous anesthésie. <ol><li> Sacrifiez 1 jour après l&#39;intervention chirurgicale (MF8) pour les réponses cellulaires et fonctionnelles précoces à l&#39; augmentation du débit sanguin pulmonaire (par exemple, le gène de régulation à la hausse ou à des facteurs de transcription précoce). </li><li> Sacrifiez 1 semaine après la chirurgie (MF14) pour un phénotype PAH vasculaire stade précoce (hypertrophie médiale sans lésions néointima). </li><li> Sacrifiez 2 semaines après la chirurgie (MF21) pour une HTAP vasculaire phénotype à un stade avancé (marqué hypertrophie médiale et la formation néointimale) avec une légère élévation dans RVP et PAPm. </li><li> Sacrifiez 3 semaines après la chirurgie (MF28) pour une HTAP vasculaire phénotype stade terminal (occlusion néointimale marquée) et une forte élévation de la RVP et PAPm. Les signes cliniques d&#39;insuffisance ventriculaire droite sont courantes dans ce stade. </li><li> Sacrifice après jour 28 (MF-RVF) Pour insuffisance ventriculaire droite HTAP associée (RVF), cliniquement définie comme la dyspnée, léthargie sévère, et la perte de poids (&lt;10% en 1 semaine). Terminate rats lorsque l&#39;un de ces signes est présent. Souvent, les rats développent ces symptômes entre les jours 28 et 35 et, si on les laisse sans surveillance, meurent spontanément pendant cet intervalle de temps. </li></ol> 5. Droit Coeur cathétérisme <ol><li> Anesthésie. <ol><li> Remplir la chambre d&#39;induction avec 5% d&#39; isoflurane / 100% O 2 (débit: 1 L / min) et placer le rat dans la boîte. Vérifiez la profondeur adéquate de l&#39;anesthésie en effectuant un pincement de l&#39;orteil arrière. Peser le rat. </li><li> Rasage et nettoyer le cou sur le côté droit-ventral du rat et, pour le protocole échocardiographie, le thorax et l&#39;abdomen supérieur. </li><li> Placez le rat sur le dos sur un tapis de chaleur (37 ° C) et placer le museau dans une ventilation masque / hotte avec 2 - 3% d&#39; isoflurane / 100% O 2 (débit: 1 L / min). Le museau doit être orienté vers le chercheur. </li><li&gt; Contrôler la profondeur de l&#39;anesthésie. Soyez prudent avec les rats avec PH sévère. Si la fréquence cardiaque diminue, réduire la profondeur de l&#39;anesthésie. Préférable, effectuer toutes les mesures dans les 20 min. Appliquer une pommade oculaire pour prévenir la sécheresse sous anesthésie. </li></ol></li><li> protocole échocardiographie. <ol><li> Effectuer l&#39;échocardiographie selon le protocole décrit par Brittain et al. dans JoVE 13. </li></ol></li><li> protocole de cathétérisme. NOTE: Ce protocole utilise une canule rigide avec une pointe préformée plié à 20 degrés pour guider le cathéter de silicium de 15 cm avec un ballon de 2 mm de la pointe. Une aiguille de 20 G avec son orifice légèrement plié vers l&#39;intérieur est utilisé pour insérer la canule dans la veine jugulaire droite (voir la liste des matériaux). Rats à toute phase de progression et de contrôle des HAP peuvent être utilisés dans ce protocole. <ol><li> Désinfecter le cou avec du chlorure-hexidine. Faire une incision de 1,5 cm avec une lame de scalpel # 10 dans la partie droite-ventraledu cou, de la clavicule droite à l&#39;os mandibulaire. </li><li> Étaler le tissu avec des ciseaux. En utilisant une pince à épiler, retirez délicatement le tissu en dehors jusqu&#39;à la veine jugulaire apparaît. Disséquer les membranes autour de la veine jugulaire en utilisant une pince à échardes. </li><li> Mettez la tension sur la veine jugulaire en plaçant une ligature lâche (5-0 de suture) autour de la cuve. Augmenter la tension et la bande de la ligature sur le masque de ventilation (figure 2A). </li><li> En aval du site d&#39;insertion, placer une ligature lâche autour du récipient à serrer après que la canule est en place afin d&#39;éviter les fuites et les pertes de pression. </li><li> En utilisant les poignées d&#39;une pince à cintrer légèrement la pointe d&#39;une aiguille 20 G avec l&#39;orifice à l&#39;intérieur pour diriger la canule avec le cathéter. </li><li> Introduire la pointe de l&#39;aiguille de 20 G dans la veine et placer rapidement la canule contenant le cathéter à l&#39;intérieur du navire. Retirez l&#39;aiguille, puis fermez la ligaturequi a été préparé à l&#39;étape 5.3.4. </li><li> Procéder à la canule contenant le cathéter dans la veine jugulaire. La pointe de la canule est à une courbe de 20 degrés (voir étape 5.3.5). Manœuvrer la canule sous la clavicule et de faire avancer un peu pour entrer dans l&#39;oreillette droite (figure 2C). </li><li> Pour entrer dans le ventricule droit, pointer le bout de la canule vers la gauche, vers le cœur (figure 2D). Sur le moniteur de chevet, une courbe de pression de RV devrait apparaître, correspondant à la figure 2D. </li><li> Lorsque la courbe de pression de RV est constante, notez la pression ventriculaire droite systolique et diastolique 1 (sRVP1 / dRVP1). </li><li> Manipuler la pointe de la canule vers la gauche et vers le haut. Faire avancer le cathéter dans la canule (figure 2E). </li><li> Faire avancer le cathéter dans l&#39;artère pulmonaire (PA). Aucune résistance doit être ressentie lors du passage de la valve pulmonaire. REMARQUE: Lorsque le cathéter pénètre dans l&#39;artère pulmonaire, le dla pression iastolic va augmenter. Sur le moniteur de chevet, une courbe de pression PA devrait apparaître, correspondant à la figure 2E. </li><li> Lorsque la courbe de pression PA est constante, notez la pression systolique, diastolique et moyenne pression PA 1 (sPAP1, dPAP1, mPAP1). </li><li> Faire progresser le cathéter dans la canule jusqu&#39;à ce que la balle à la pointe du cathéter vient se coincer dans une artère pulmonaire. Observez la courbe de pression sur le moniteur chute de chevet et correspondre à la courbe de pression de coin à la figure 2F. </li><li> Lorsque la courbe de pression de coin est constante, notez la pression systolique, diastolique et moyenne pression de coin. </li><li> Tirez lentement le cathéter, puis mesurer et noter les valeurs pour sPAP2, dPAP2, mPAP2, sRVP2 et dRVP2, tel qu&#39;il est affiché sur le moniteur de chevet. </li><li> Lorsque dans le RV, légèrement retirer la canule et le cathéter pour mesurer la pression auriculaire droite (RAP) signifie. La courbe doit correspondre à la courbe de RAP dans la figure 2A. NONTE: Dans ce protocole, les rats sont euthanasiés après le protocole de cathétérisation par l&#39;extraction du volume de sang en circulation sous anesthésie. </li></ol></li></ol> 6. Évaluation Morphologie et morphométrie REMARQUE: Dans ce protocole, l&#39;animal est euthanasie par l&#39;extraction du volume de sang en circulation sous anesthésie. Rats à toute phase de progression et de contrôle des HAP peuvent être utilisés dans ce protocole. <ol><li> Après le sacrifice, sortez les poumons en coupant la trachée à environ 5 mm au-dessus de la bifurcation des bronches et les vaisseaux qui relient les poumons vers le cœur. Mettez les poumons dans une solution saline froide. Disséquer le poumon gauche. Couper la bronche principale gauche à la bifurcation. </li><li> Remplir une seringue de 50 ml avec 4% de paraformaldehyde, fixez un tube avec une canule à la seringue, et accrocher la seringue d&#39;un mètre au-dessus de la table de travail. Monter la canule dans la bronche principale gauche pour remplir passivement le poumon avec du paraformaldéhyde.Poignée paraformaldéhyde avec prudence. </li><li> Laisser incuber le poumon gauche dans le paraformaldehyde pendant 48 h. </li><li> Déshydrater le poumon gauche en l&#39;incubant successivement dans 70% d&#39;éthanol (1 h), 80% d&#39;éthanol (1 h), 90% d&#39;éthanol (1 h), 100% d&#39;éthanol (3 h), le xylol (2 h) et de la paraffine ( 2 h). </li><li> Incorporer le poumon gauche dans de la paraffine, à l&#39;hile du poumon en regard de la cassette. </li><li> Colorer les sections pulmonaires 4 um paraffine en utilisant une coloration Verhoeff ou Elastica van Gieson, selon les instructions du fabricant 29. Assurez - vous que les lames élastiques sont bien différenciés (comme dans la figure 3). Balayez les coupes colorées à un grossissement de 40X. </li><li> Divisez le poumon en 4 quadrants. Dans chaque quadrant, trouver 10 navires avec un diamètre extérieur &lt;50 pm (intra-acineuses) et 10 navires avec un diamètre extérieur&gt; 50 pm (pré-acineuses). Prenez une photo (2 x 40 images par poumon). Zoom au hasard jusqu&#39;à un grossissement de 20x et photographier tous les naviresdans ce domaine en vue de minimiser les biais de sélection. </li><li> Exclure les navires qui ont un plus long le plus court rapport qualité / diamètre&gt; 2, une forme circulaire incomplète, ou un effondrement de plus d&#39;un quart de la paroi du vaisseau. NOTE: Un exemple d&#39;un navire exclu est représenté sur la figure 3b Faire de chaque image sur le même grossissement (40X) et inclure une barre d&#39;échelle. </li><li> Ouvrir ImageJ et la première image. Tracer une ligne droite sur la barre d&#39;échelle dans l&#39;image pour définir l&#39;échelle via &quot;Analyse&quot; et &quot;Définir l&#39; échelle.&quot; Pour &quot;distance connue,&quot; utiliser la valeur sur la barre d&#39;échelle de l&#39;image. Utiliser micromètres (um) comme unité de longueur. Réglez l&#39;échelle mondiale. </li><li> Utilisation de &quot;sélections à main levée,&quot; tracer une ligne sur la bordure intérieure de la zone luminale (figure 3), et utiliser &quot;mesure&quot; (Ctrl m) pour mesurer ce domaine. Ensuite, tracer une ligne autour de la elast extérieureic lamina (Figure 3) pour mesurer la zone de navires total. </li><li> Calculer le luminal et le diamètre extérieur ( <img alt="Équation" src="/files/ftp_upload/55065/55065eq1.jpg" /> ) en utilisant <img alt="Équation" src="/files/ftp_upload/55065/55065eq2.jpg" /> . </li><li> Calculer l&#39;épaisseur de la paroi à l&#39;aide <img alt="Équation" src="/files/ftp_upload/55065/55065eq3.jpg" /> . </li><li> Calculer le rapport paroi / lumière en utilisant <img alt="Équation" src="/files/ftp_upload/55065/55065eq4.jpg" /> . </li><li> Calculer le score d&#39;occlusion en utilisant <img alt="Équation" src="/files/ftp_upload/55065/55065eq5.jpg" /> . </li><li> Note du navire sur muscularisation (non, muscularisation partielle ou totale) (figure 3B). NOTE: Les navires ayant une limitante élastique double pour plus de la moitié de la circonférence sont définies comme totalement muscularized. Les navires ayant une lame élastique à double moins de la moitié de la circonférence sont définies comme partiellement muscularized. </li><li> Marquer le navire en présence d&#39;un Neointima (oui ou non) (figure 3C). NOTE: Les navires sans limitante élastique interne clairement définie combinée avec (souvent excentrique) luminal occlusion sont définis comme des lésions néointima. </li></ol>

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 <a target="_blank" href="http://www.abcam.com/ps/products/150/ab150667/documents/ab150667-Elastic%20Stain%20Kit%20(website).pdf">http://www.abcam.com/ps/products/150/ab150667/documents/ab150667-Elastic%20Stain%20Kit%20(website).pdf</a> (1506).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Cette méthode décrit la procédure chirurgicale d&#39;un shunt aorto-caval chez les rats pré-traités avec MCT pour créer HTAP induite par le flux et les techniques pour évaluer l&#39;hémodynamique principe et la fin histopathologiques qui caractérisent les HAP et ce modèle. Étapes critiques au sein du Protocole et de dépannage La chirurgie et post-chirurgie. Au cours de la chirurgie de shunt aorto-caval, l&#39;étape la plus critique est la dissection de l&#39;aorte e...

Le but de cette méthode est de créer un modèle reproductible sévère, l&#39;hypertension artérielle pulmonaire induite par l&#39;écoulement chez le rat et de mesurer son principe hémodynamique et le point final histopathologiques. L&#39;hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) est un syndrome clinique qui englobe une augmentation progressive de la résistance vasculaire pulmonaire conduisant à une insuffisance ventriculaire droite et la mort. Dans le spectre de la maladie superordinate des maladies hypertensives pulmonaires (PH), les HAP est la forme la plus grave et qui reste sans traitement 1. L&#39;artériopathie sous-jacente dans l&#39;HTAP se caractérise par une forme typique de remodelage vasculaire qui obstrue la lumière du vaisseau. Muscularisation des navires et l&#39; hypertrophie de la couche de vaisseau médial non muscularized normales sont considérés comme des phénomènes précoces de la maladie dans les HAP, sont également observées dans d&#39; autres formes de PH 2, et sont pensés pour être réversibles 3. Comme les HAP unees progrès, la couche intimale commence à remodeler, pour finalement former des lésions néointima caractéristiques 2. De type néo - intimale vasculaire pulmonaire remodelage est exclusive aux HAP et est actuellement considérée comme irréversible 4. Comme les HAP est une maladie rare, les progrès dans sa compréhension pathobiologique et le développement de nouvelles thérapies se sont fortement appuyés sur des modèles animaux. Le monocrotalin (MCT) modèle chez le rat est un modèle simple à succès unique qui a été, et est toujours, utilisé fréquemment. MCT est une toxine qui provoque des lésions aux artérioles pulmonaires et une inflammation régionale 5. 60 mg / kg MCT conduit à une augmentation de la pression moyenne de l&#39; artère pulmonaire (PAPm), la résistance vasculaire pulmonaire (PVR), et l&#39; hypertrophie ventriculaire droite (HRV) après 3 - 4 semaines 6. Le histomorphologie se caractérise par une hypertrophie isolée médiane sans lésions néointima 5. Le MCTmodèle de rat représente donc une forme modérée de PH, et non les HAP, mais il est communément présenté comme celui-ci. Chez les enfants atteints d&#39;HTAP associée à un shunt congénitale de gauche à droite (PAH-CHD), augmentation du débit sanguin pulmonaire est considéré comme le déclencheur essentiel pour le développement des lésions néointima 7, 8, 9. Chez le rat, une augmentation du débit sanguin pulmonaire peut être induite par la mise en place d&#39;un shunt entre l&#39;aorte abdominale et la veine cave, une première technique décrite en 1990 10. Alternatives pour créer un flux pulmonaire accrue sont par pneumonectomie unilatérale ou par clavière anastomose de l&#39; artère pulmonaire 11. inconvénients conceptuels de ces modèles se composent de croissance compensatoire potentiel du poumon restant et activation de la voie adaptative induite par la pneumonectomie ou de blessure iatrogène de la vascularisation pulmonaire dueanastomose de l&#39;artère pulmonaire, à la fois confondant les effets de l&#39;augmentation du débit sanguin pulmonaire. Quand un shunt aorto-caval est créé et une augmentation du flux sanguin pulmonaire est induite en tant que deuxième succès chez les rats MCT-traités, des lésions néointima caractéristiques se produisent, et une forme sévère de l&#39;HTAP et insuffisance ventriculaire droite associée (RVF) développent 3 semaines après l&#39;augmentation débit 12. La progression hémodynamique des HAP dans ce modèle peut être évaluée in vivo par échocardiographie et cathétérisme cardiaque droit. Le histomorphologie vasculaire, l&#39; épaisseur de la paroi de la cuve, le degré d&#39;artérioles occlusion, et les paramètres de l&#39; insuffisance ventriculaire droite forment les piliers de l&#39;ex vivo caractérisation des HAP. Cette méthode décrit des protocoles détaillés pour la chirurgie aorto-caval shunt (AC-shunt), cathétérisme cardiaque droit, et l&#39;évaluation qualitative et quantitative des histomorphologie vasculaire.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Shunt Surgery</td></tr><tr><td>Gants</td><td></td><td></td><td></td>chirurgicaux stériles</tr><tr><td>Duratears Pommade oculaire</td><td>Alcon</td><td>10380</td><td></td></tr><tr><td>Chloride-Hexidine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cotons-tiges</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Colle à tissu histoacrylique</td><td>B. Braun Medical</td><td>1050052</td><td></td></tr><tr><td>Silkam 5-0 sutures noires non résorbables</td><td>B. Braun Medical</td><td>F1134027</td><td></td></tr><tr><td>Safil 4-0 sutures violettes résorbables</td><td>B. Braun Medical</td><td></td><td></td></tr><tr><td>18 G aiguille</td><td>Luer</td><td>NN1838R BD</td><td>pointe pliée à 45 degrés vers l’extérieur</td></tr><tr><td>Gaules 10 x 10 cm</td><td>Paul Hartmann</td><td>407825</td><td></td></tr><tr><td>Temgesic Buprénorphine</td><td>RB Pharmaceuticals</td><td>5429</td><td>sous-cutanée injection</td></tr><tr><td>Chlorure de sodium 0,9 %</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Masque de ventilation Rat</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scalple lame</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biemer pince 18 mm, ouverture 5 mm&nbsp ;</td><td><a href="https://www.google.nl/url?sa=i&amp ; rct=j& q=& esrc=s& source=images& cd=& cad=rja& uact=8& ved=0ahUKEwitqICpkITNAhWiL8AKHe6iCC8QjhwIBQ& url=http %3A %2F %2Fwww.agnthos.se %2Fquote %2Fquote %2Fcaturl %2Fid %2F242%2FBiemer& psig=AFQjCNEnfRXuMQ6Doi4_-2KMYu3qeRovMA& ust=1464777707579746">AgnTho</a></td><td>64-562</td><td></td></tr><tr><td>Tapis</td><td></td><td></td><td></td>chauffant</tr><tr><td>Kocher Clamp</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Machine à raser</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">Right Heart Cathetérization</td></tr><tr><td>Gants chirurgicaux stériles</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pommade pour les yeux</td><td>Duratears</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorure-Hexidine</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cotons-tiges</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gazes 10 x 10 cm</td><td>Paul Hartmann</td><td>407825</td><td></td></tr><tr><td>Silkam 5-0 sutures noires non résorbables</td><td>B. Braun Medical</td><td>F1134027</td><td></td></tr><tr><td>Needle 20 G</td><td>Luer</td><td></td><td>Tip légèrement plié vers l’intérieur</td></tr><tr><td>Canule 20 G</td><td>Luer</td><td></td><td>pour introduire le cathéter, pointe préformée en 20 degrés</td></tr><tr><td>Cathéter silastique 15 cm de long</td><td></td><td></td><td>0,5 mm boule 2 mm de la pointe</td></tr><tr><td>Transducteur de pression</td><td>Ailtech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Moniteur de chevet Cardiocap/5</td><td>Datex-Ohmeda</td> Machine <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td>à<td>raser</td></tr><tr><td>10 mL Seringue</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de sodium 0,9 %</td><td></td><td></td> <td>pour le rinçage</td></tr><tr><td colspan="4"><fort>Morphologie vasculaire</fort></td></tr><tr><td>50 mL Seringue</td><td></td><td></td><td></td></tr> 4<tr><td> % Formaldéhyde</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>18 G Canule avec tube</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kit de coloration Verhoef</td><td>Sigma-Aldrich</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/ht254?lang=en&amp ; region=NL">HT254</a></td><td>http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/ht254?lang=en&region=US</td></tr><tr><td>Scanner de lames numérique</td><td>Hamamatsu</td><td>C9600</td><td></td></tr><tr><td>ImageJ</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Elastic (coloration du tissu conjonctif)&nbsp ;</td><td>Abcam</td><td>ab150667</td><td>http://www.abcam.com/elastic-connective-tissue-stain-ab150667.html 
http://www.abcam.com/ps/products/150/ab150667/documents/ab150667-Elastic%20Stain%20Kit%20(site web).pdf</td></tr></tbody></table>

chirurgie shunt, droite cathétérisme cardiaque et vasculaire morphometry dans un modèle de rat pour flow-induite hypertension artérielle pulmonaire

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

Dans ce protocole, l’HTAP est induite par l’association d’une injection de monocrotaline (TCM) de 60 mg/kg avec une augmentation du débit sanguin pulmonaire à travers un shunt aorto-cave (TCM+Flow). Le shunt est créé en insérant une aiguille de 18-G de l’aorte abdominale dans la veine cave adjacente. Il a été démontré que l’augmentation du débit pulmonaire est un déclencheur essentiel d’une forme sévère d’HTAP avec des phases distinctes de progression de la maladie, caractérisée par une hypertrophie médiale précoce suivie de lésions néo-intimales et de l’occlusion progressive des petits vaisseaux pulmonaires. Pour mesurer l’hémodynamique cardiaque et pulmonaire droite dans ce modèle, le cathétérisme cardiaque droit est effectué en insérant une canule rigide contenant un cathéter flexible à bout sphérique via la veine jugulaire droite dans le ventricule droit. Le cathéter est ensuite avancé dans les artères pulmonaires principales et les artères pulmonaires plus distales. L’histopathologie du système vasculaire pulmonaire est évaluée qualitativement, en notant les vaisseaux pré- et intra-acineux sur le degré de musculation et la présence d’un néointima, et quantitativement, en mesurant l’épaisseur de la paroi, les rapports paroi-lumière et le score d’occlusion.

Les résultats représentatifs sont présentés dans la figure 4. Les résultats présentés montrent des caractéristiques de MCT + FLOW chez des rats Lewis dans les groupes suivants: contrôle (n = 3), MF8 (n = 5), MF14 (n = 5), MF28 (n = 5), et MF-FVR ( n = 10). Des analyses statistiques ont été réalisées à l&#39;aide d&#39;une ANOVA avec correction de Bonferroni. 60 mg / kg de MCT et l&#39;augmentation pulmonaire c...

Ce protocole décrit une procédure chirurgicale visant à créer un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire (HTAP) induite par le flux chez le rat et les procédures permettant d’analyser les principaux paramètres hémodynamiques et histologiques dans ce modèle.

Chirurgie Shunt, droite Cathétérisme cardiaque et vasculaire Morphometry dans un modèle de rat pour Flow-induite Hypertension artérielle pulmonaire

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

Les objectifs généraux de ces procédures sont de créer un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par le flux chez le rat et d’analyser ses principaux paramètres hémodynamiques et histologiques par cathétérisme cardiaque droit et morphométrie vasculaire. Nous présentons la création d’un modèle de rat pour l’hypertension pulmonaire associée au flux qui est caractérisé par un nouveau remodelage vasculaire de type intimal, similaire à l’hypertension artérielle pulmonaire humaine, et qui est induit par un déclencheur cliniquement bien reconnu, à savoir l’augmentation du flux sanguin pulmonaire. Ces caractéristiques amélioreront l’application des résultats de ce modèle à la maladie humaine.Nous présentons également des méthodes standardisées pour l’évaluation hémodynamique et la caractérisation de l’histopathologie à l’aide de la morphométrie quantitative. Les implications de ces techniques s’étendent à la découverte et à l’évaluation de nouvelles stratégies de traitement et permettent d’évaluer les effets spécifiques sur l’hémodynamique pulmonaire et la morphologie vasculaire. Annemieke Smit-Van Oosten et Michel Weij, microchirurgiens de ce laboratoire, feront la démonstration des procédures.Avant de commencer l’opération, frottez la peau d’un rat anesthésié avec du chlorure hexadène pour la désinfection et injectez de la buprénorphine par voie sous-cutanée pour l’analgésie postopératoire. Ensuite, utilisez des ciseaux pour faire une incision médiane le long de l’abdomen, en commençant un centimètre sous le diaphragme, en s’étendant juste au-dessus des organes génitaux. Transférez les intestins sur une gaze stérile imbibée de solution saline à 0,9 % sur le côté gauche de l’animal et couvrez l’organe avec une gaze plus humide et stérile.Utilisez de nouveaux écouvillons pour séparer les membranes qui attachent l’aorte abdominale et la veine cave inférieure aux tissus environnants. Sous un microscope à dissection, utilisez une pince à échardes pour retirer la graisse aortique périvasculaire juste au-dessus de la bifurcation du côté droit de l’aorte où l’aiguille sera insérée. Ensuite, séparez l’aorte et la veine cave de deux millimètres au-dessus du site, le site d’insertion de l’aiguille, pour créer de l’espace pour une pince de projecteur.Placez maintenant une suture 5-O lâche autour de l’aorte et placez une pince Kocher sur la suture pour créer une tension sur la ligature supérieure à l’incision. Placez la pince du projecteur juste au-dessus de la suture et utilisez un nouvel outil d’échange pour comprimer la veine cave aussi distalement que possible afin d’obstruer l’écoulement. Ensuite, pliez une aiguille de calibre 18 à un angle de 45 degrés avec le biseau placé vers l’extérieur, et en tenant l’aiguille à 90 degrés par rapport à l’animal, insérez la pointe de l’aiguille dans l’aorte juste au-dessus de la bifurcation avec le biseau tourné vers la gauche.Disséquez les membranes entourant l’aorte et la veine cave juste assez pour créer une bonne visibilité de la zone d’insertion du shunt, car une dissection excessive provoquera une fuite du shunt. Manipulez la pointe de l’aiguille vers la gauche et insérez l’aiguille dans la veine cave jusqu’à ce qu’elle puisse être observée à l’intérieur du vaisseau. Pour prévenir la thrombose, utilisez un nouveau coton-tige pour pousser le sang restant hors de l’aorte à travers le site d’insertion et utilisez une gaze stérile pour sécher la zone autour du shunt.Retirez l’aiguille et appliquez immédiatement une goutte de colle à tissu sur le site de ponction. Retirez ensuite la pince de l’aorte et relâchez manuellement la ligature sur le promixal de l’aorte jusqu’au shunt. La veine cave distale de la dérivation doit devenir rouge vif et créer des turbulences au site de la dérivation.Après avoir vérifié le shunt, retournez les intestins dans la cavité abdominale et utilisez des sutures résorbables 4-0 pour fermer les couches musculaires et cutanées. Ensuite, aérez l’animal avec 100 % d’oxygène pour la récupération de l’anesthésie. Pour le cathétérisme cardiaque droit, désinfectez le cou avec du chlorure hexadène et utilisez une lame de scalpel numéro 10 pour faire une incision de 1,5 centimètre dans le côté ventral droit du cou, de la clavicule droite à l’os mandibulaire.Sous le microscope à dissection, utilisez des ciseaux pour étaler le tissu, puis utilisez une pince à épiler pour écarter doucement le tissu jusqu’à ce que la veine jugulaire apparaisse. Disséquez les membranes autour de la veine jugulaire à l’aide d’une pince à échardes. Ensuite, placez une suture 5-O lâche autour du vaisseau et collez la ligature sur le masque de ventilation pour augmenter la tension sur la veine.En aval du site d’insertion, placez une ligature lâche autour du vaisseau. Ensuite, utilisez les poignées de la pince pour plier légèrement la pointe d’une aiguille de calibre 20 avec le biseau vers l’intérieur et introduisez la pointe de l’aiguille dans la veine. Placez rapidement une canule contenant un cathéter à l’intérieur du vaisseau et retirez l’aiguille, en fermant la ligature en aval autour de la canule pour fixer la canule en place.Conduisez maintenant la canule et le cathéter dans la veine jugulaire, en manœuvrant la canule sous la clavicule pour entrer dans l’oreillette droite. Pointez l’extrémité de la canule vers le cœur pour entrer dans le ventricule droit. Une courbe de pression du ventricule droit doit apparaître sur le moniteur de chevet.Lorsque la courbe de pression du ventricule droit est constante, enregistrez la pression ventriculaire droite systolique et diastolique et manipulez l’extrémité de la canule vers la gauche et vers le haut. Faites avancer le cathéter dans la canule, puis avancez le cathéter dans l’artère pulmonaire principale. Lorsque la courbe de pression de l’artère pulmonaire est constante, notez la pression systolique, diastolique et la pression artérielle pulmonaire moyenne.Ensuite, avancez le cathéter à l’intérieur de la canule jusqu’à ce que la bille à l’extrémité du cathéter se coince dans une artère pulmonaire. La chute de la courbe de pression doit être observée sur le moniteur de chevet. Lorsque la courbe de pression du coin est constante, notez les pressions systolique, diastolique et moyenne.Ensuite, tirez lentement le cathéter vers l’arrière et, guidé par les courbes sur le moniteur de chevet, enregistrez les valeurs respectives de la pression PA et RV. Lorsque le cathéter atteint le ventricule droit, tirez légèrement la canule et le cathéter vers l’arrière et mesurez la pression auriculaire droite moyenne. Dans cette expérience représentative, 28 jours après l’administration de TCM et une augmentation du débit sanguin pulmonaire, une augmentation moyenne du ventricule droit systolique, de l’artère pulmonaire systolique et de la pression artérielle pulmonaire moyenne est observée.Les rapports de poids ventriculaire droit, ventriculaire gauche et septulaire augmentent considérablement entre le 14e jour post-traitement et le stade de l’insuffisance ventriculaire droite, indiquant une hypertrophie du ventricule droit. Le rapport humide/sec du foie est également significativement augmenté au stade de l’insuffisance ventriculaire droite, indiquant un œdème du foie, ainsi qu’une insuffisance ventriculaire droite congestive. La musculation des vaisseaux inter-acineux augmente progressivement au cours de la progression de l’hypertension artérielle pulmonaire, avec près de la moitié des vaisseaux présentant une masse musculaire totale au 14e jour après le traitement dans presque toutes les artérioles musclées au stade final de la maladie.De plus, les lésions néo-intimales sont observées pour la première fois au jour 21, environ 65 % de toutes les artérioles présentant une couche néo-intimale à la fin de la progression de la maladie. Il en résulte une occlusion vasculaire progressive avec jusqu’à 60 % de la lumière occluse au stade final de la maladie. Une fois maîtrisées, ces techniques peuvent être complétées en 20 minutes par technique.Après cette procédure, d’autres méthodes comme l’échocardiographie ou le bouclage du volume de pression peuvent être effectuées pour répondre à des questions supplémentaires sur la fonction ventriculaire droite. Après son développement, cette technique ouvre la voie aux chercheurs dans le domaine de l’hypertension artérielle pulmonaire pour explorer les effets de l’augmentation du flux sanguin sur le système vasculaire pulmonaire. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon de créer un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par le flux chez le rat et d’analyser ses principaux paramètres hémodynamiques et histologiques.

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Cet article fournit un protocole pour l'évaluation échocardiographique de la taille du ventricule droit et l'hypertension pulmonaire chez la souris. Les applications comprennent la détermination du phénotype et évaluation de série en modèles transgéniques et de souris induite par la toxine de myocardiopathie et une maladie vasculaire pulmonaire.

Évaluation échocardiographique du cœur droit chez la souris

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Hémodynamique Caractérisation des modèles rongeurs de l&#39;hypertension artérielle pulmonaire

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Le présent protocole décrit la caractérisation échocardiographique de la morphologie et de la fonction ventriculaires droites dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire chez le rat.

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Ce protocole fournit une procédure étape par étape pour l’exécution de l’administration de plusieurs doses de bolus intraveineux et la surveillance hémodynamique invasive chez la souris. Les chercheurs peuvent utiliser ce protocole pour le dépistage futur de composés thérapeutiques pour l’hypertension artérielle pulmonaire.

Dosage multiple de bolus intraveineux et évaluation hémodynamique invasive dans un modèle d’hypertension artérielle pulmonaire induite par l’hypoxie chez la souris

L’insuffisance cardiaque droite (RHF) se caractérise par une dilatation et une hypertrophie cardiaques du côté droit, entraînant un dysfonctionnement ventriculaire et auriculaire. Les affections cardiopulmonaires associées à la FRH s’accompagnent d’un risque accru d’arythmies cardiaques. Cet article décrit un modèle standardisé de RHF induite par le cerclage de l’artère pulmonaire associé à une arythmogenèse ventriculaire et auriculaire améliorée.

Modèle de rat de remodelage cardiaque du côté droit et d’arythmie à l’aide d’un cerclage de l’artère pulmonaire

La présentation de méthodes détaillées pour l’évaluation de la fonction du ventricule droit améliorera la qualité et la fiabilité de la recherche sur l’hypertension pulmonaire, offrant un cadre solide pour les études futures et améliorant la reproductibilité entre les différents laboratoires.

Évaluation de la fonction ventriculaire droite dans des modèles expérimentaux d’hypertension artérielle pulmonaire

Le protocole offre une introduction détaillée à l’expérience d’utilisation de la méthode de cathétérisme cardiaque droit pour détecter la pression de l’artère pulmonaire chez les rats, ce qui aidera à obtenir des données précises plus efficacement et à améliorer le taux de réussite de l’expérience. Cette méthode améliore également la reproductibilité des expériences à travers différents laboratoires.

Mesure de la pression de l’artère pulmonaire chez les rats à l’aide d’un cathétérisme cardiaque droit

Apprenez à créer un modèle d'hypertension artérielle pulmonaire induite par le flux chez le rat et à analyser les paramètres hémodynamiques par cathétérisme cardiaque droit et morphométrie vasculaire.

Chirurgie Shunt, droite Cathétérisme cardiaque et vasculaire Morphometry dans un modèle de rat pour Flow-induite Hypertension artérielle pulmonaire (Vidéo) | JoVE Journal

Chirurgie Shunt, droite Cathétérisme cardiaque et vasculaire Morphometry dans un modèle de rat pour Flow-induite Hypertension artérielle pulmonaire

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