Non invasif In Vivo Imagerie optique à fluorescence d'une activité MMP inflammatoire à l'aide d'un agent d'imagerie fluorescente activable

L’objectif global de cette procédure est d’utiliser l’imagerie optique pour visualiser une sonde activable afin d’évaluer l’activité in vivo des métalloprotéases matricielles clés, ou MMP, dans des modèles expérimentaux d’inflammation. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés sur le mécanisme biologique sous-jacent des maladies inflammatoires. Les principaux avantages de cette technique sont qu’elle est rapide, bon marché et facile à apprendre.

De plus, il existe une grande variété de sondes permettant de cibler différents processus biologiques. Pour l’induction de la polyarthrite rhumatoïde, utilisez d’abord un micromètre pour mesurer tous les diamètres de la cheville de chaque animal. Ensuite, soulevez doucement la première souris par la queue et injectez par voie intrapéritonéale 200 microlitres de sérum de souris KBN dilué contenant des anticorps contre la glucose six phosphate isomérase ou GPI.

Remettez ensuite l’animal dans sa cage et mesurez quotidiennement le gonflement de la cheville jusqu’au sixième jour. Pour la sensibilisation à l’hypersensibilité de contact, utilisez une tondeuse à poils de petit animal pour raser soigneusement une zone de deux centimètres sur deux centimètres de l’abdomen d’une souris anesthésiée et utilisez une pipette de 100 microlitres pour appliquer 80 microlitres de solution TNCB à 5 % fraîchement préparée sur la peau exposée. Il est très important d’éviter de blesser la peau à tout moment de la procédure, car cela peut entraîner des signaux fluorescents non spécifiques chez l’animal et peut avoir un impact sur les résultats de l’étude.

Remettez doucement l’animal dans sa cage, en évitant les basses températures corporelles pendant la phase de récupération. Six jours plus tard, à l’aide d’une pipette, appliquer 20 microlitres de solution de TNCB à 1 % des deux côtés de l’oreille droite, suivie de l’application de 100 microlitres de TNCB à 1 % tous les deux jours pendant 10 jours jusqu’à 10 jours et de la mesure quotidienne de l’épaisseur de l’oreille. Pour mesurer l’activité MMP in vivo, il faut d’abord faire tourbillonner doucement le colorant d’imagerie optique activable et charger une seringue à insuline de 0,5 millilitre avec deux nanomolaires de colorant par souris.

Ensuite, équipez une autre seringue d’une aiguille de calibre 30 attachée à un cathéter en polyéthylène et placez la queue de la première souris dans de l’eau tiède. Lorsque les veines sont dilatées, insérez le cathéter avec le bord coupé de l’aiguille à un angle de 20 degrés sur le côté distal de la queue dans une veine de queue dilatée et remettez la seringue en suspension pour tester le bon placement du cathéter. Si le cathéter est correctement positionné, replacez la seringue et injectez deux nanomolaires de la sonde.

Remplacez ensuite la seringue de la sonde d’imagerie optique par une seringue contenant une solution saline à 0,9 % et injectez 25 microlitres de solution saline dans la veine de la queue pour éliminer complètement le volume mort du tube en polyéthylène. Ensuite, réglez le boîtier du scanner d’imagerie du scanner d’imagerie optique à 37 degrés Celsius et placez jusqu’à cinq souris dans le boîtier du scanner au centre du champ de vision. 24 heures après l’injection, ouvrez le logiciel d’imagerie et initialisez le système, permettant à la caméra CCD de refroidir à la température de travail.

Lorsque le système est prêt, réglez les longueurs d’onde et les paramètres d’imagerie appropriés en fonction de la fluorescence de la sonde d’imagerie. Le panneau de commande d’acquisition du système d’imagerie in vivo s’affiche. Cliquez ensuite sur Acquérir la séquence pour démarrer la mesure.

Pour enregistrer les images acquises, sélectionnez l’emplacement d’enregistrement souhaité. De plus, plus d’informations peuvent être ajoutées dans la fenêtre d’édition des étiquettes d’image. Ici, notre signal fluorescent clairement amélioré peut être observé dans les pattes avant et les chevilles des souris atteintes de polyarthrite rhumatoïde le sixième jour après l’induction de la maladie, par rapport au signal minimal observé chez les animaux témoins.

L’analyse de la biodistribution de l’activité de la MMP dans les organes des animaux de laboratoire et des animaux témoins démontre un signal fortement amélioré dans les chevilles et les pattes avant, exclusivement dans les articulations des souris atteintes de polyarthrite rhumatoïde. Fait intéressant, un signal MMP amélioré a également été observé dans les deux reins des souris atteintes de polyarthrite rhumatoïde, tandis que le foie et les intestins présentent un signal MMP robuste, quel que soit leur statut de polyarthrite rhumatoïde. Au cours d’une réaction chronique d’hypersensibilité de contact induite par cinq provocations TNCB à l’oreille droite, une activité MMP fortement accrue est observée dans l’oreille droite enflammée par rapport à l’oreille témoin gauche, saine et saine.

L’analyse semi-quantitative de l’intensité du signal des chevilles ou des pattes arthritiques et saines démontre une intensité du signal MMP sept fois plus élevée dans les chevilles arthritiques avec une intensité du signal MMP trois fois plus élevée détectée dans les pattes avant par rapport à celle des animaux sains. Les oreilles de réaction d’hypersensibilité de contact aiguë et chronique présentent également un signal MMP significativement accru, même après une seule provocation, qui reste élevée jusqu’à la cinquième provocation. Cette méthode peut être facilement mise en œuvre dans différents modèles animaux expérimentaux et permet un suivi à long terme des processus biologiques et des thérapies sous-jacents in vivo.

Lors de la tentative de cette procédure, il est important de se rappeler que chaque sonde d’imagerie optique a une procédure d’injection et un temps d’absorption différents. Par conséquent, des études longitudinales doivent être réalisées pour chaque nouveau colorant fluorescent et sonde d’imagerie optique. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée chez jusqu’à cinq animaux en moins de 10 minutes si elle est exécutée correctement.

Cette méthode est capable de donner un aperçu des mécanismes in vivo de l’inflammation, mais elle peut également être appliquée pour étudier d’autres maladies comme le cancer ou la neurodégénérescence. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’utiliser l’imagerie optique in vivo avec une sonde d’imagerie activable dans des modèles de maladies inflammatoires.