Name: La détermination de métabolisme du glucose Kinetics Lutilisation 18 F-FDG-PET Micro / CT (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 7 s
Description: Découvrez la modélisation cinétique du métabolisme du glucose par imagerie PET/CT au 18F-FDG chez la souris. Cette méthode permet d'évaluer en temps réel l'absorption tissulaire et les effets des traitements antidiabétiques.

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Ce travail a été soutenu par une subvention d’accès subventionnée du National Imaging Facility à BJC, une subvention de programme du Conseil national de la santé et de la recherche médicale d’Australie (482800) à KAR et PJB. Les auteurs tiennent à remercier Andrew Arthur, Hasar Hazme et Marie-Claude Grégoire pour leur soutien dans le développement de cette méthode.

Toutes les procédures décrites dans cette étude ont été approuvés par les comités de santé du district local de Sydney et de l&#39; Université de Sydney et l&#39; éthique animale ont suivi le NIH Guide pour la prise en charge et l&#39; utilisation des animaux de laboratoire, huitième édition (2011). 1. Préparation des animaux REMARQUE: Dans ce protocole des souris mâles db / db (BKS.Cg- Dock7 m + / + Lepr db / J) ont été maintenues dans un logement de groupe avec un accès ad libitum à la nourriture et à l&#39; eau jusqu&#39;à 6 semaines d&#39;âge. Au moment de l&#39;imagerie, les souris pesaient environ 30 g. Toutes les souris utilisées dans ce protocole avaient des taux à jeun de glucose dans le sang entre 10 et 14 mmol / L. <ol><li> Si nécessaire, les souris rapide. Dans le présent exemple, jeûner les souris pendant 5 heures avant la procédure expérimentale. </li><li> Traiter les souris avec l&#39;agent désiré (par exemple , médicament, une protéine, peptide) avant le début de formation d&#39; image. Dans cet exemple, administrer une injection sous-cutanée d&#39;insuline (3U / kg d&#39;insuline humaine) ou d&#39;un volume équivalent de PBS 30 min avant le début de l&#39;imagerie. </li></ol> 2. Mettre en place de workflow NOTE: Ce protocole a été mis en œuvre sur un scanner TEP / CT. Acquérir des données PET en premier, suivi par l&#39;acquisition de données CT. <ol><li> Paramètres PET: <ol><li> Sélectionner isotope comme 18 F, définie durée de balayage à 3,600 s, et supérieure et inférieure de niveau de discrimination de l&#39; énergie à 350 keV - 650 keV (par défaut) avec une fenêtre de cadencement de coïncidence de 3.432 ns (par défaut). Histogramme des données en mode liste dans 16 trames (6 x 10 s, 4 x 60 s, 1 x 300 s, 5 × 600 s) pour la période de 0-60 minutes après l&#39;injection du traceur. Reconstruire émission sinogrammes utilisant 2D-FBP avec un zoom 1,5. NOTE: Les images reconstruites se composait de 16 cadres dynamiques, chacune avec 128 × 128 × 159 voxels et une taille de voxel de 0,52 × 0,52 × 0,796 mm 3. </li></ol></li><li> Paramètres CT: <ol><li> Pourun balayage tout le corps de CT, régler le courant à 500 A, la tension à 50 kV, temps d&#39;exposition de 500 ms et 200 projections sur une rotation de 360. Réglez le champ du détecteur de vue (FOV) à 30.722.048, le nombre de positions de lit à 3 (pour couvrir gamme PET FoV complète), le chevauchement entre les positions de lit = 30,234713% et binning détecteur à 4. REMARQUE: la reconstruction de CT a été réalisée en utilisant un logiciel de reconstruction d&#39;images de tomographie à faisceau conique avec étalonnage HU, interpolation bilinéaire et de filtrage Shepp-Logan. </li></ol></li><li> 18 F-FDG: <ol><li> Commandez suffisante 18 F-FDG (par exemple 450 MBq dans 0,5 ml) d&#39;un fournisseur local pour arriver ~ 30 minutes avant la première injection. Aliquote et diluer le 18 F-FDG afin que les animaux reçoivent ~ 10 MBq de 18 F-FDG dans un volume final de 0,1 ml. </li></ol></li></ol> 3. Protocole d&#39;imagerie <ol><li> Essuyer chambre d&#39;induction et un lit de formation d&#39;image avec 80% (v / v) d&#39;éthanol pour maintenir des conditions aseptiques. PlaCE de la souris dans une chambre d&#39;induction et anesthésier avec 5% d&#39;isoflurane dans de l&#39;oxygène. </li><li> Placer la souris sur un lit de formation d&#39;image équipé d&#39;un coussin chauffant pour maintenir la température du corps et un vaporiseur précision cône de nez pour délivrer isoflurane (maintenance, de 1,5 à 2%) à un débit de 1 L / min. Appliquer une pommade ophtalmique sur les yeux pour prévenir la sécheresse alors que sous anesthésie. </li><li> Placez la souris dans une position couchée sur un coussin de capteur pour surveiller la respiration et assurer un plan adéquat d&#39;anesthésie est maintenue. </li><li> Chauffer la queue en utilisant un ensemble chauffant pour les 1 - 2 min pour dilater la veine latérale de la queue. Cathétériser la veine latérale de la queue en insérant une aiguille de calibre 30 dans la veine latérale de la queue. Fixer l&#39;aiguille en place avec de la colle chirurgicale et fixer le cathéter. </li><li> Imagerie en charge de fond dans le scanner et déplacer le lit à travers la machine de sorte que le cathéter est accessible depuis l&#39;arrière de la machine. </li><li> Fixer le cathéter à la seringue 18 F-FDG dans un syrconducteur inge. Calculer la dose exacte 18 F-FDG (10 MBq) sur la base de l&#39; activité dans la seringue avant l&#39; injection et le volume à administrer (&lt;100 ul, injecté en 10 s). </li><li> Pour minimiser l&#39;impact de l&#39; anesthésie sur la variabilité de l&#39; absorption du glucose, assurer une constante de temps entre l&#39; induction de l&#39; anesthésie et l&#39; injection de 18 F-FDG (par exemple, 30 min). </li><li> Commencer le PET scan immédiatement avant l&#39; injection de 18 F-FDG. Après avoir terminé le PET scan (3,600 s), effectuer un tomodensitogramme (~ 10 minutes) pour permettre de co-enregistrement de l&#39;absorption de radiotraceurs avec les tissus. </li><li> Déplacez le lit d&#39;imagerie à la position de départ, retirer l&#39;animal du lit. </li><li> A ce stade euthanasier l&#39;animal ou lui permettre de récupérer: <ol><li> Pour l&#39;euthanasie, effectuer une dislocation cervicale sous anesthésie tout en restant et recueillir des organes d&#39;intérêt pour une analyse ultérieure. </li><li> Si la souris permet de récupérer, placer la souris dans boîtier unique sur un coussin chauffant ouen face d&#39;une lampe chauffante. Surveiller la souris jusqu&#39;à ce qu&#39;il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. Laisser la souris pour récupérer pendant 1 h avant de retourner au logement du groupe. </li></ol></li></ol> 4. PET Traitement de l&#39;image NOTE: La reconstruction d&#39;image a été réalisée en utilisant le logiciel v1.5.0.28 et l&#39;analyse en milieu de travail d&#39;acquisition v4.2 logiciel de recherche en milieu de travail. <ol><li> Co-enregistrer les images CT et PET et veiller à ce que l&#39;alignement est correct dans les 3 dimensions. <ol><li> Dans le menu « Fichier », sélectionnez « Dossier Recherche / Importer » et sélectionnez le dossier contenant les données. Sélectionnez les données PET et CT et cliquez sur l&#39;onglet «Analyse générale. </li><li> Trier les données de sorte que le CR est désigné « Source » et PET est désignée « cible ». Dans le menu « workflow », sélectionnez « Inscription ». Si les images doivent être ajustées pour être co-enregistré correctement, utilisez les outils eMenu e &#39;Enregistrement&#39;. </li></ol></li><li> Dans le menu &#39;flux de travail&#39;, sélectionnez &#39;ROI Quantification&#39;. <ol><li> Utilisez l&#39;onglet « Pan » et « Zoom » fonctions dans le « image » pour localiser la région désirée. Dans le menu « Outils », sélectionnez l&#39;onglet « Créer » et cliquez sur l&#39;icône du pinceau. Dessinez le ROI sur l&#39;image </li></ol></li><li> Extrait des courbes temps-activité en sélectionnant « Enregistrer le retour sur investissement Quantification » dans le menu « Enregistrer ». Enregistrer les données sous forme de fichier CSV. </li><li> Quantifier l&#39; absorption de radioactivité par cm 3 Bq de tissu. Convertir les valeurs en pourcentage de dose injectée par cm 3 (% ID / cm 3) en chargeant le fichier CSV dans un tableur. </li></ol> 5. Fonction d&#39;entrée <ol><li> Pour corriger la fonction d&#39;étalement de point du système, le système déconvoluer estimé PSF pendant 5 itérations en utilisant la méthode de déconvolution reblurred Van Cittert 9 comme décrit précédemment. NOTE: Ceci est nécessaire en raison de la petite taille de la veine cave dans une souris. </li><li> Utiliser des images poste de déconvolution pour générer une courbe fonction d&#39;entrée de sang-temps l&#39;activité comme décrit ci-dessus. </li></ol> 6. Modélisation cinétique NOTE: Le modèle du compartiment de deux tissus FDG (figure 1) nécessite la fonction d&#39;entrée de plasma. <ol><li> Autre la fonction d&#39;entrée du sang dans le fichier CSV à la fonction d&#39;entrée de plasma en utilisant l&#39;équation suivante 10: Input_plasma = Input_blood × (0,386 e - 0.191t + 1,165). </li><li> Dans l&#39;outil de modélisation cinétique cliquez sur le bouton « cinétique ». Importez le tissu et l&#39;activité plasmatique totale comptent des fichiers CSV dans l&#39;outil de modélisation cinétique en sélectionnant « Temps de charge Courbe d&#39;activité » du « Menu ». </li><li> Dans le menu « modèle », sélectionnez 2 compartiments de tissus. Assurez-vous que la case à côté de K4 est désélectionnéet entrer une valeur de 0. Pour le montage initial, décocher la case pour vB (fraction de volume sanguin) et entrer une valeur de 2%. </li><li> Cliquez sur le &quot;Fit région actuelle. Corriger la région extraite d&#39;intérêt pour la dispersion 11, 12. Atteindre cet objectif en réduisant au minimum la valeur du chi carré pour le modèle FDG pour différents temps de dispersion. </li><li> Effectuer une deuxième forme en utilisant la valeur de vB flottante (Cochez la case à côté de la boîte pour vB) et la valeur de dispersion optimisée pour calculer les constantes de vitesse régionales (k 1 -k 3). Calculer l&#39;afflux en tant que région constante K i = (k 1 × k 3) / (k 2 + k 3). </li></ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le protocole décrit ici représente un solide, méthode non invasive pour déterminer la cinétique de l&#39;absorption du glucose à partir du flux sanguin dans le tissu et le métabolisme ultérieur chez la souris. La souris db / db est un est un modèle animal bien établi du diabète de type 2 14 qui a été largement utilisé pour évaluer la résistance à l&#39;insuline et les interventions pertinentes. Toutefois, des études antérieures ont seulement l&#39; absorption du point...

Le but de cette étude était de développer une tomographie par émission de positons / tomodensitométrie (PET / CT) sur la base de la méthodologie de quantifier in vivo, l&#39; absorption en temps réel de glucose dans le flux sanguin dans les tissus spécifiques chez la souris. Ceci a été réalisé en utilisant 18 fluorodésoxyglucose marqué au F (FDG) pour mesurer l&#39; absorption du glucose et la modélisation cinétique pour estimer les taux de 18 fixation F-FDG à partir du plasma vers l&#39;espace intracellulaire, la vitesse de transport de l&#39; espace intracellulaire à plasma et le taux de 18 phosphorylation F-FDG. Chez les rongeurs, 18 F-FDG a été utilisé dans l&#39;évaluation préclinique de nombreux traitements contre le cancer 1, les études de la progression tumorale 2 et le métabolisme de la tumeur 3 ainsi que l&#39; imagerie des dépôts de graisse brune 4, neuroinflammation 5 et le métabolisme du cerveau 6 </sup&gt;. Les méthodes traditionnelles utilisées pour examiner le tissu absorption spécifique du glucose chez les souris et les rats () impliquent généralement un traitement avec du 2-désoxyglucose radiomarqué soit avec 3 H ou 14 C suivie de l&#39; euthanasie, recueil de tissu et la mesure de la radioactivité dans chaque tissu 7. L&#39;utilisation de la TEP / CT permet de déterminer non invasive de l&#39;absorption du glucose et le métabolisme dans plusieurs organes et régions simultanément d&#39;animaux vivants. En outre, comme l&#39;euthanasie n&#39;est pas une exigence, cette technique peut être utilisée dans des études longitudinales. Diabète de type 2 (DT2) est caractérisé par un métabolisme du glucose perturbé et l&#39; hyperglycémie secondaire à réactivité réduite des tissus à l&#39; insuline (résistance à l&#39;insuline) et l&#39;incapacité des cellules ß pancréatiques pour produire des quantités suffisantes d&#39;insuline 8. L&#39;analyse cinétique de l&#39;absorption du glucose et le métabolisme peut fournir des informations importantes surle mécanisme d&#39;action et l&#39;efficacité des interventions thérapeutiques ainsi que de permettre la surveillance avancée de la progression de la maladie.

<table><tbody><tr><td>Scanner TEP/CT</td><td>Siemens</td><td>Inveon&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>18F-FDG</td><td>PETNET Solutions</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Pharmachem</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aiguille de calibre 30</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>logiciel de modélisation PMOD</td><td>Technologies</td><td></td><td></td></tr><tr><td>BKS. Cg-Dock7m&nbsp ;+/+&nbsp ; Leprdb/J souris</td><td>Jackson Laboratory</td><td>000642</td><td></td></tr><tr><td>Insuline humaine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

la détermination de métabolisme du glucose kinetics l&#39;utilisation<sup&gt; 18</sup&gt; f-fdg-pet micro / ct

Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT

Cet article décrit l’utilisation du 18F-FDG et de l’imagerie micro-TEP/TDM pour déterminer la cinétique du métabolisme du glucose in vivo chez la souris (et est transférable aux rats). L’altération de l’absorption et du métabolisme du glucose dans plusieurs systèmes organiques en raison de la résistance à l’insuline est une caractéristique du diabète de type 2. La capacité de cette technique à extraire une fonction d’entrée dérivée de l’image de la veine cave à l’aide d’une méthode de déconvolution itérative élimine la nécessité de collecter des échantillons de sang artériel. L’ajustement des courbes d’activité temporelle des tissus et de la veine cave à un modèle à deux tissus et trois compartiments permet d’estimer les micro-paramètres cinétiques liés à l’absorption du 18F-FDG du plasma vers l’espace intracellulaire, au taux de transport de l’espace intracellulaire au plasma et au taux de phosphorylation du 18F-FDG. Cette méthodologie permet de multiples mesures de l’absorption du glucose et de la cinétique du métabolisme dans le cadre d’études longitudinales et donne également un aperçu de l’efficacité des interventions thérapeutiques.

Nous avons déjà utilisé le modèle de la souris db / db pour étudier l&#39;impact de l&#39; augmentation des niveaux plasmatiques apo-I sur la cinétique de l&#39; absorption du glucose et le métabolisme 13. Dans cette étude , nous avons utilisé des souris db / db traités avec de l&#39; insuline pour démontrer l&#39;utilité de l&#39; imagerie TEP / CT pour surveiller l&#39;absorption de 18 F-FDG à partir du plasma dans le muscle gastrocnémien en temps rée...

Cette étude décrit un protocole qui utilise l’imagerie par tomographie par émission de positons 18F-FDG et tomodensitométrie (TEP/TDM), ainsi que la modélisation cinétique, pour quantifier l’absorption in vivo et en temps réel de 18F-FDG dans les tissus.

La détermination de métabolisme du glucose Kinetics L&#39;utilisation<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG-PET Micro / CT

This paper describes the use of 18F-FDG and micro-PET/CT imaging to determine in vivo glucose metabolism kinetics in mice (and is transferable to rats). ...

L'objectif général de ce protocole d'imagerie est de quantifier en temps réel l'absorption in vivo du glucose provenant de la circulation sanguine vers des tissus spécifiques chez la souris. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du diabète et du métabolisme, telles que l'impact de traitements antidiabétiques sur l'absorption et le métabolisme du glucose. Le principal avantage de cette technique réside dans la possibilité de réaliser des expériences longitudinales permettant d'évaluer, par exemple, l'effet de l'âge ou de l'alimentation sur le métabolisme du glucose.Apprendre cette méthode permet d'obtenir des informations sur le métabolisme du glucose dans le muscle squelettique. Elle est également utile pour d'autres tissus tels que le foie et le cerveau, et peut être transférée aux rats. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car l'acquisition d'images et nos étapes d'analyse doivent être correctement réalisées afin de garantir des résultats précis.Tout d'abord, nettoyer la chambre d'induction, le plateau d'imagerie et le coussin chauffant avec de l'éthanol à 80 %. Placer le sujet murin dans la chambre d'induction et anesthésier le souris avec 5 % d'isoflurane et de l'oxygène. Fixer un coussin chauffant électrique et un coussin capteur sur le plateau d'imagerie.Placer la souris en position prone et continuer à administrer un litre par minute d'isoflurane à 1,5 à 2 % au moyen d'un embout nasal. Appliquer une pommade vétérinaire sur les yeux de la souris afin d'éviter le dessèchement. Ensuite, réchauffer la queue de la souris pendant une à deux minutes.Une fois que la veine caudale latérale est dilatée, insérez une aiguille de calibre 30 dans la veine. Fixez l'aiguille en place à l'aide de colle chirurgicale et reliez un cathéter à l'aiguille. Chargez le plateau d'imagerie dans le scanner TEP/TDM et positionnez le plateau de manière à ce que le cathéter soit accessible par l'arrière de l'appareil.Fixer une seringue contenant la dose de F18-FDG de dix mégabecquerels à l'embout du cathéter. Après un délai déterminé suivant l'induction de l'anesthésie, commencer un examen TEP d'une heure et injecter la dose de F18-FDG. À l'issue de l'examen TEP, réaliser un examen TDM de 10 minutes.Après le scanner CT, déplacer la table d'imagerie à sa position initiale et retirer la souris de la table. Euthanasier la souris par dislocation cervicale sous anesthésie, ou permettre à la souris de se réveiller en hébergement individuel sous observation. Pour commencer le traitement des images, charger les images PET et CT reconstruites.Désignez les données de CT comme source et les données de PET comme cible. Réalisez l'appariement des données et alignez les images selon les besoins. Ensuite, sélectionnez la quantification de la ROI.Utilisez les outils de panoramique et de zoom pour localiser la région d'intérêt souhaitée sur l'image. Accédez à l'onglet création et sélectionnez l'outil pinceau. Dessinez une région d'intérêt correspondant au muscle gastrocnémien.Ensuite, utilisez la fonction de sauvegarde de la quantification des régions d'intérêt (ROI) pour extraire les données d'activité tissulaire en fonction du temps sous forme de fichier CSV. Déconvolvez la fonction d'étalement du système estimée selon cinq itérations à l'aide d'une méthode de déconvolution de Van Cittert. Ensuite, dessinez une région d'intérêt (ROI) correspondant à la veine cave.Exporter les données temporelles de l'activité de la fonction d'entrée sanguine à partir des images post-déconvolution sous forme de fichier CSV. Importer les fichiers CSV dans un logiciel de tableur. Enregistrer les données sous forme de nouveaux fichiers CSV et convertir les valeurs d'absorption en pourcentage de la dose injectée par centimètre cube.Tracer les courbes d'activité en fonction du temps à l'aide d'un logiciel tableur. Ensuite, enregistrer les données traitées de la veine cave dans un nouveau fichier CSV. Convertir les données de la veine cave en une fonction d'entrée plasmatique.Sélectionnez « cinétique » dans l'outil de modélisation cinétique. Importez les fichiers de données des comptages d'activité totale dans les tissus et dans le plasma. Choisissez un modèle à deux tissus et trois compartiments.Veillez à ce que le taux de déphosphorylation du FDG-F18, K4, soit désactivé et ait une valeur nulle. Réglez la fraction du volume sanguin, VB, à 2 %. Pour ajouter une dispersion à la fonction d'entrée dérivée de la veine cave, utilisez un programme tel que disp4dft afin de créer plusieurs fonctions d'entrée avec des durées de dispersion différentes. Chargez ensuite les fonctions d'entrée avec dispersion une par une et sélectionnez « ajuster la région actuelle ».Répétez afin de trouver la fonction d'entrée avec une dispersion ayant la valeur de Chi-carré la plus faible. À l'aide de la fonction d'entrée optimisée, réglez la fraction volumique sanguine sur une valeur flottante. Ajustez à nouveau la région pour déterminer les constantes de vitesse régionales.Ensuite, calculez la constante d'entrée régionale. Des souris DBDB âgées de six semaines, traitées soit par de l'insuline, soit par une solution saline tamponnée au phosphate, ont été analysées à l'aide de cette méthode. Les souris traitées à l'insuline ont montré une activité accrue du F18-FDG dans le muscle gastrocnémien par rapport aux souris témoins.Aucune activité accrue n’a été observée dans la veine cave. Un modèle à deux tissus et trois compartiments a été utilisé pour la modélisation cinétique. Aucune différence significative par rapport au témoin n’a été observée concernant la vitesse de transport du F18-FDG du plasma artériolaire vers l’espace intracellulaire, ou inversement.Cependant, le taux de phosphorylation du F18-FDG était significativement plus élevé chez les souris traitées à l'insuline. La constante d'entrée était par conséquent plus élevée chez les souris traitées à l'insuline. Après avoir visionné la vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière de correctement imager les souris, de tracer des régions d'intérêt et de calculer les paramètres cinétiques.N'oubliez pas que le travail avec les radiations peut être dangereux et que des précautions telles qu'une formation adéquate, l'utilisation de protections et la surveillance de l'exposition doivent toujours être prises lors de l'exécution de cette procédure.

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La détermination de métabolisme du glucose Kinetics L'utilisation

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