La détermination de métabolisme du glucose Kinetics L'utilisation ¹⁸ F-FDG-PET Micro / CT

L’objectif global de ce protocole d’imagerie est de quantifier l’absorption in vivo en temps réel du glucose de la circulation sanguine dans des tissus spécifiques chez la souris. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine du diabète et du métabolisme, telles que l’impact de tout traitement diabétique sur l’absorption du glucose et le métabolisme. Le principal avantage de cette technique est que des expériences peuvent être réalisées longitudinalement pour évaluer par exemple l’impact de l’âge ou de l’alimentation sur le métabolisme du glucose.

L’apprentissage de cette méthode fournit des informations sur le métabolisme du glucose dans le muscle scléro. Il est également utile dans d’autres tissus tels que le foie et le cerveau et est transférable aux rats. La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car l’acquisition de l’imagerie et nos étapes d’analyse doivent être effectuées correctement pour garantir des résultats précis.

Tout d’abord, essuyez la chambre d’induction, le lit d’imagerie et le coussin chauffant avec de l’éthanol à 80 %. Placez le sujet de la souris dans la chambre d’induction et anesthésez-la avec de l’isoflurane à 5 % et de l’oxygène. Fixez un coussin chauffant électrique et un capteur sur le lit d’imagerie.

Placez la souris en position couchée et continuez à délivrer un litre par minute d’isoflurane de 1,5 à 2 % par un cône nasal. Appliquez une pommade vétérinaire sur les yeux de la souris pour prévenir la sécheresse. Ensuite, réchauffez la queue de la souris pendant une à deux minutes.

Une fois que la veine latérale de la queue est dilatée, insérez une aiguille de calibre 30 dans la veine. Fixez l’aiguille en place avec de la colle chirurgicale et connectez un cathéter à l’aiguille. Chargez le lit d’imagerie dans le scanner TEP/TDM et positionnez le lit de manière à ce que le cathéter soit accessible depuis l’arrière de l’appareil.

Fixez une seringue contenant la dose de F18-FDG de dix méga rouleaux dorsaux dans le cathéter. Après un certain temps après l’induction de l’anesthésie, commencez une TEP d’une heure et injectez la dose de F18-FDG. Une fois la TEP terminée, effectuez une tomodensitométrie de 10 minutes.

Après la tomodensitométrie, déplacez le lit d’imagerie dans sa position initiale et retirez la souris du lit. Soit euthanasier la souris par luxation cervicale sous anesthésie, soit laisser la souris se rétablir dans un seul logement sous observation. Pour commencer le traitement de l’image, chargez les images TEP et TDM reconstruites.

Désignez les données CT comme source et les données TEP comme cible. Co-enregistrez les données et alignez les images si nécessaire. Ensuite, sélectionnez Quantification du retour sur investissement.

Utilisez les outils de panoramique et de zoom pour localiser la zone d’intérêt souhaitée dans l’image. Accédez à l’onglet Créer et sélectionnez l’outil Pinceau. Dessinez un retour d’intérêt correspondant au muscle gastrocnémien.

Ensuite, utilisez la fonction de quantification de l’enregistrement du retour sur investissement pour extraire les données d’activité du temps de tissu sous forme de fichier CSV. Déconvolution de la fonction d’étalement de points du système estimée pour cinq itérations avec une méthode de déconvolution de Van Cittter. Ensuite, dessinez un retour d’intérêt correspondant à la veine cave.

Exportez les données d’activité de la fonction d’entrée sanguine à partir des images de post-déconvolution sous forme de fichier CSV. Importez les fichiers CSV dans un tableur. Enregistrez les données sous forme de nouveaux fichiers CSV et convertissez les valeurs d’absorption en pourcentage de dose injectée par centimètre cube.

Tracez les courbes d’activité temporelle à l’aide du tableur. Ensuite, enregistrez les données de la veine cave traitées dans un nouveau fichier CSV. Convertissez les données de la veine cave en une fonction d’entrée plasma.

Sélectionnez cinétique dans l’outil de modélisation cinétique. Importez les fichiers de données de comptage total de l’activité tissulaire et plasmatique. Choisissez un modèle à deux mouchoirs et trois compartiments.

Assurez-vous que le taux de déphosphorylation du F18-FDG, K4, n’est pas contrôlé et qu’il a une valeur de zéro. Réglez la fraction de volume sanguin, VB, à 2 %Pour ajouter une dispersion à la fonction d’entrée dérivée de la veine cave, utilisez un programme tel que disp4dft pour créer plusieurs fonctions d’entrée avec des temps de dispersion différents. Ensuite, chargez les fonctions d’entrée avec dispersion une par une et sélectionnez ajuster la région actuelle.

Répétez l’opération pour trouver la fonction d’entrée avec la dispersion qui a la valeur du Chi carré la plus faible. À l’aide de la fonction de saisie optimisée, réglez la fraction de volume sanguin sur une valeur flottante. Ajustez à nouveau la région pour déterminer les constantes de taux régionales.

Calculez ensuite la constante d’afflux régionale. Des souris DBDB âgées de six semaines traitées avec de l’insuline ou une solution saline tamponnée au phosphate ont été imagées avec cette méthode. Les souris traitées à l’insuline ont montré une augmentation de l’activité F18-FDG dans le muscle gastrocnémien par rapport aux souris témoins.

Aucune augmentation de l’activité n’a été observée dans la veine cave. Un modèle à deux tissus et trois compartiments a été utilisé pour la modélisation cinétique. Aucune différence significative par rapport au témoin n’a été observée dans le taux de transport du F18-FDG du plasma artériel vers l’espace intracellulaire ou vice versa.

Cependant, le taux de phosphorylation du F18-FDG était significativement plus élevé chez les souris traitées à l’insuline. La constante d’afflux était proportionnellement plus élevée pour les souris traitées à l’insuline. Après avoir regardé la vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’imager correctement les souris, de dessiner les régions d’intérêt et de calculer les paramètres cinétiques.

N’oubliez pas que travailler avec des rayonnements peut être dangereux et que des précautions telles qu’une formation appropriée, l’utilisation d’un blindage et la surveillance de l’exposition doivent toujours être prises lors de l’exécution de cette procédure.