Name: Blessure à la gorge aortique murine: une efficacité In vivo Modèle de prolifération des cellules musculaires lisses et fonction endothéliale (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-11T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 14 s
Description: Apprenez à créer un modèle murin de blessure aortique pour évaluer simultanément la prolifération des cellules musculaires lisses vasculaires et la réendothélialisation chez C57BL/6. Cette méthode aide à comprendre les mécanismes de la resténose après interventions cardiovasculaires.

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Nous remercions Hsia Ru-ching PhD, de l&#39;École Electronique de Microscopie de l&#39;École de Médecine de l&#39;Université de Maryland, pour son soutien technique dans le traitement des échantillons de microscopie électronique à balayage.

Déclaration d&#39;éthique: les protocoles pour la manipulation des animaux ont été approuvés par le Comité institutionnel pour les soins et l&#39;utilisation des animaux (IACUC) de l&#39;Université du Maryland (numéro de protocole 0416009) et ont été conduits selon les normes AAALAC-International. 1. Procédure chirurgicale <ol><li> Technique anesthésique <ol><li> Stériliser tous les instruments utilisés dans la chirurgie de survie avec stérilisation à la vapeur à 121 ° C pendant 30 min. </li><li> Induire l&#39;anesthésie par un réservoir d&#39;induction avec 100% O 2 et 2,5% d&#39;isoflurane livré par vaporisateur de précision. Après l&#39;induction, arrêter l&#39;isoflurane et rincer la chambre avec O 2 . Maintenir l&#39;anesthésie avec 1,5-2% d&#39;isoflurane par masque facial et 1 L / min O 2 par inhalation. </li><li> Fixez à la fois la chambre d&#39;induction et le masque facial à un abatteur de charbon pour l&#39;adsorption des gaz d&#39;échappement pour protéger le personnel. Assurer un plan anesthésique adéquat par démonstrationEn ce sens qu&#39;il n&#39;y a pas de réponse aux stimuli nocifs (pincement de l&#39;orteil). </li><li> Créez un champ opératoire composé d&#39;un bac chirurgical avec un tampon isotherme pour fournir un support thermique pendant la chirurgie. Un coussin isotherme supplémentaire fournira un support thermique aux animaux dans leur cage de récupération. </li></ol></li><li> Préparation animale <ol><li> Effectuer l&#39;enquête suivante sur des souris C57BL / 6 mâles de 10 à 12 semaines. </li><li> Retirer les cheveux sur la surface ventrale abdominale de l&#39;animal du sternum à la région inguinale avec un agent dépilatoire ou une tondeuse électrique avec une lame numéro 40. <ol><li> En cas d&#39;agent dépilatoire, appliquer ce composé dans la zone chirurgicale pendant 2-3 min, puis retirer avec du coton. Nous utilisons un composé d&#39;hydroxyde de calcium et d&#39;hydroxyde de sodium disponible dans le commerce. </li></ol></li><li> Préparer la zone sur l&#39;épaule avec 70% d&#39;alcool et injecter par voie sous-cutanée du carprofène (5 mg / kg) avec une aiguille de calibre 25 ou plus petite. CeLe traitement offrira une analgésie postopératoire pour l&#39;animal. </li><li> Transférer l&#39;animal sur le champ chirurgical et le positionner en recule dentaire. </li><li> Préparez le site chirurgical en éliminant 8-12% de providone-iodé avec un applicateur de coton propre ou une gaze de coton. Puis rincer la peau deux fois avec 70% d&#39;alcool. </li><li> Placez le lubrifiant oculaire dans les deux yeux pour réduire l&#39;incidence de la dessiccation de la cornée. Couvrez le site chirurgical avec un drap stérile. </li></ol></li><li> Technique opérationnelle <ol><li> Faire une incision médiane de laparotomie abdominale d&#39;environ 2 à 2,5 cm de longueur avec un scalpel commençant immédiatement le processus de xiphoïde caudal et s&#39;étendant vers le bassin. </li><li> Mobiliser l&#39;intestin grêle et le duodénum et réfléchir latéralement vers la droite. Enrouler une bande de coton stérile gazée et trempée avec une solution saline stérile pour injecter pour permettre l&#39;emballage des viscères afin d&#39;améliorer l&#39;exposition. </li><li> Avec l&#39;intestin grêle mobilisé sur le côté droit de laAbdomen, exposer le retroperitoneum et exposer l&#39;aorte abdominale de la veine rénale gauche à la bifurcation aortique ( figure 1 ). </li><li> Avec un applicateur stérile à pointe de coton, livrer 30 écrasements consécutifs, chaque cinq secondes de durée. </li><li> Retirez l&#39;emballage et permettez aux viscères de revenir à leur position native. </li><li> Faisceau fermé avec une suture monofilament absorbable 4-0 (polydioxanone). La peau est fermée avec une suture de monofilament non-absorbable 6-0 (nylon). </li></ol></li><li> Recouvrement et soins post-procédure <ol><li> Après la procédure, placez l&#39;animal dans une cage de récupération avec un linge de lit propre sur un tampon isotherme pour continuer le support thermique jusqu&#39;à ce que l&#39;animal puisse ambuler normalement. Ne laissez pas l&#39;animal sans surveillance jusqu&#39;à ce qu&#39;il démontre la capacité de maintenir le recul sternal. </li><li> Surveiller l&#39;animal toutes les heures pour les 4 premières heures après la chirurgie. Une fois que l&#39;animal est en ambulance, il retourne normalement i<html> T à la salle d&#39;élevage assignée. L&#39;animal ne sera pas logé en compagnie d&#39;un autre animal jusqu&#39;à ce qu&#39;il soit totalement récupéré. </li><li> Surveiller l&#39;animal deux fois par jour pendant les 72 premières heures après la chirurgie et au moins 3 fois par semaine par la suite. La surveillance comprend la pesée de l&#39;animal trois fois par semaine. </li><li> Administrer le carpofen (5 mg / kg) par voie sous-cutanée deux fois par jour pendant les 72 premières heures après l&#39;intervention chirurgicale. </li></ol></li></ol> 2. Approvisionnement en tissu <ol><li> Méthode de l&#39;euthanasie <ol><li> Éuthaniser les animaux à des points de temps prédéterminés. </li><li> Induire l&#39;anesthésie par un réservoir d&#39;induction avec 100% O 2 et 2,5% d&#39;isoflurane livré par vaporisateur de précision. <ol><li> Pour étudier l&#39;intégrité de l&#39;endothélium, administrer le colorant bleu Evans à l&#39;animal. NOTE: Evans Blue est un colorant azoïque chargé négativement avec une forte affinité de liaison pour l&#39;albumine et ne peut colorer que les vaisseaux sanguins en l&#39;absence d&#39;un endothélium intactS = &quot;xref&quot;&gt; 6. </li><li> Pour les études d&#39;intégrité endothéliale, au moment de l&#39;euthanasie, perfuser les animaux avec 5 ml de colorant Evans Blue 0,3% suivi de 5 ml de PBS à la pression physiologique pendant 5 min. L&#39;animal est maintenu dans un plan chirurgical d&#39;anesthésie pendant la procédure de perfusion. </li></ol></li><li> Après avoir atteint un plan anesthésique profond, ouvrez la poitrine avec une sternotomie. Faire une lacération dans l&#39;oreillette droite pour permettre le drainage du sang de l&#39;animal et accéder au ventricule gauche est accessible avec une aiguille de 21 G et injecter une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) jusqu&#39;à ce que l&#39;effluent de l&#39;oreillette droite soit dégagé. </li><li> Après perfusion avec PBS, entre dans l&#39;abdomen par une incision de la ligne médiane. </li><li> Encore une fois, mobiliser l&#39;intestin grêle sur le côté droit de l&#39;abdomen exposant l&#39;aorte infrarouge, disséquer fortement l&#39;aorte des tissus adjacents et l&#39;accise de la veine rénale gauche à la bifurcation aortique. </li><li> Conserver l&#39;aorte excisée dans un paraformald à 4%Solution d&#39;ehyde jusqu&#39;à ce que le traitement du tissu se produise. <ol><li> Pour les études d&#39;intégrité endothéliale, ouvrez l&#39;aorte longitudinalement et fixez-la sur une feuille de cire exposant l&#39;intégralité de la surface luminaire 6 . Effectuer une évaluation qualitative de l&#39;intégrité endothéliale par degré de coloration avec du colorant Evans Blue 6 . </li><li> Pour d&#39;autres analyses histologiques, sectionnez l&#39;aorte transversalement et insérez-la dans des composés optimaux de température de coupe (OCT) selon la méthode histologique à utiliser 7 . </li></ol></li></ol></li></ol>

<ol><li>Carmeliet, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+angiogenesis+and+arteriogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of angiogenesis and arteriogenesis.</a> Nat Med. 6 (4), 389-395 (2000).</li>
<li>Carmeliet, P., Moons, L., Collen, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+models+of+angiogenesis%2C+arterial+stenosis%2C+atherosclerosis+and+hemostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Mouse models of angiogenesis, arterial stenosis, atherosclerosis and hemostasis.</a> Cardiovasc Res. 39 (1), 8-33 (1998).</li>
<li>Baker, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heparanase+Alters+Arterial+Structure%2C+Mechanics%2C+and+Repair+Following+Endovascular+Stenting+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Heparanase Alters Arterial Structure, Mechanics, and Repair Following Endovascular Stenting in Mice.</a> Circ Res. 104 (3), 380-387 (2009).</li>
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<li>Rzucidlo, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Signaling+pathways+regulating+vascular+smooth+muscle+cell+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Vascular%22%5BJournal%5D)">Signaling pathways regulating vascular smooth muscle cell differentiation.</a> Vascular. 17, Suppl 1. S15-S20 (2009).</li>
<li>Aoki, T., Sumii, T., Mori, T., Wang, X., Lo, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood-brain+barrier+disruption+and+matrix+metalloproteinase-9+expression+during+reperfusion+injury%3A+mechanical+versus+embolic+focal+ischemia+in+spontaneously+hypertensive+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Blood-brain barrier disruption and matrix metalloproteinase-9 expression during reperfusion injury: mechanical versus embolic focal ischemia in spontaneously hypertensive rats.</a> Stroke. 33 (11), 2711-2717 (2002).</li>
<li>Yu, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MARCKS+Signaling+Differentially+Regulates+Vascular+Smooth+Muscle+and+Endothelial+Cell+Proliferation+through+a+KIS-%2C+p27kip1-+Dependent+Mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">MARCKS Signaling Differentially Regulates Vascular Smooth Muscle and Endothelial Cell Proliferation through a KIS-, p27kip1- Dependent Mechanism.</a> PLoS One. 10 (11), e0141397(2015).</li>
<li>Banai, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rabbit+ear+model+of+injury-induced+arterial+smooth-muscle+cell-proliferation+-+kinetics%2C+reproducibility%2C+and+implications%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Rabbit ear model of injury-induced arterial smooth-muscle cell-proliferation - kinetics, reproducibility, and implications.</a> Circ Res. 69 (3), 748-756 (1991).</li>
</ol>

Ce travail a été financé par le Prix de perfectionnement professionnel du ministère des Anciens Combattants (1IK2BX001553-01) (TSM) et la bourse EJ Wylie Vastery Cures (TSM).

Nous avons caractérisé les effets d&#39;un modèle de blessure aortique murine qui se traduit par une hyperplasie médiale et un dysfonctionnement de la barrière endothéliale. Le détachement partiel de CE le long de l&#39;intima de l&#39;aorte a accompagné la perte de contact cellulaire et l&#39;amélioration des protrusions cellulaires. De manière correspondante, la fonction de barrière endothéliale a été considérablement altérée, ce qui a stimulé les voies de signalisation sensibles aux mitogènes, entraînant la proliféra...

La rhinésie Les procédures cardiovasculaires (bypass chirurgical, angioplastie ou stent) constituent un problème important qui réduit la durabilité de ces procédures. Toutes les procédures de revascularisation sont en proie à la resténose. Les stratégies actuelles pour prévenir la resténose (stents à élution médicamenteuse et ballons enduits de médicaments) inhibent à la fois la cellule musculaire lisse vasculaire (VSMC) et la prolifération des cellules endothéliales (EC). Par conséquent, ces interventions empêchent la resténose médiée par VSMC, mais empêchent également la régénération de l&#39;endothélium. Sans un endothélium intact, les patients doivent être sur des agents antiplaquettaires puissants pour diminuer le risque de thrombose in situ au risque de complications saignantes. Une thérapie idéale inhiberait la prolifération de VSMC tout en favorisant la régénération de l&#39;endothélium. Ainsi, il est nécessaire d&#39;étudier simultanément la prolifération de VSMC et la fonction de barrière endothéliale i n vivo . À l&#39;heure actuelle, il y a desTous les modèles de souris de resténose 1 . Ces modèles comprennent la ligature de la carotide et l&#39;altération du fil de l&#39;artère fémorale 2 . Les modèles aortiques comprennent le placement de stent 3 , la blessure par ballonnet 4 et l&#39;allogreffe aortique 5 . Tous les modèles actuels sont limités. La ligature carotidienne génère une lésion neointimale médiée par un flux et n&#39;a pas de lésion endothéliale. De plus, les artères carotides et fémorales ont beaucoup moins de couches cellulaires que les vaisseaux humains, ce qui limite leur valeur de traduction. L&#39;aorte de la souris, d&#39;environ 1,3 mm de diamètre, est le seul vaisseau qui se rapproche d&#39;une artère humaine (coronaire) cliniquement pertinente (3). Malgré le potentiel de traduction des modèles aortiques murins de la maladie, les modèles actuels ont des limites. Ces modèles nécessitent des compétences microchirurgicales avancées et des équipements spécialisés tels que les ballons et stents d&#39;angioplastie. Nous présentons iciUne nouvelle technique reproductible pour induire simultanément la prolifération de VSMC et perturber la fonction de barrière endothéliale.

<table><tbody><tr><td>Lubrifiant oculaire</td><td>Dechra</td><td>17033-211-38</td><td>Agents pharmaceutiques</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>VetOne</td><td>502017</td><td>Agents pharmaceutiques</td></tr><tr><td>Carprofène</td><td>Zoetis</td><td>26357</td><td>Agents pharmaceutiques</td></tr><tr><td>Vaporisateur de précision</td><td>Summit Medical</td><td>10675</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr><tr><td>Éboueur de charbon de bois</td><td>Bickford Inc.</td><td>80120</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr><tr><td>Tampon isotherme</td><td>Harvard Apparatus</td><td>50-7053-R</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr><tr><td>Applicateur stérile à embout de coton</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-124</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr><tr><td>4-0 suture monofilament résorbable&nbsp ;</td><td>Ethicon, Inc</td><td>J310</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr><tr><td>5-0 suture monofilament non résorbable</td><td>Ethicon,Inc</td><td>1666</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr><tr><td>Aiguille de calibre 21 x 1 pouce</td><td>BD Biosciences</td><td>305165</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr><tr><td>de calibre 25 x 1 pouce Aiguille</td><td>BD Biosciences</td><td>305125</td><td>Fournitures chirurgicales</td></tr><tr><td>Stérilisateur sec</td><td>Cellpoint&nbsp ;</td><td>7770</td><td>Fournitures</td></tr><tr><td>chirurgicales Ciseaux fins</td><td>Outils pour les sciences fines</td><td>14058-09</td><td>Instruments chirurgicaux</td></tr><tr><td>Pinces Adson</td><td>Outils pour les sciences fines</td><td>11006-12</td><td>Instruments chirurgicaux</td></tr><tr><td>Dumont #5 Pince fine</td><td>Outils pour les sciences fines</td><td>11254-20</td><td>Instruments chirurgicaux</td></tr><tr><td>Vannas Ciseaux à ressort 3 mm tranchant</td><td>Outils pour les sciences fines</td><td>15000-00</td><td>Instruments chirurgicaux</td></tr><tr><td>Tourne-aiguille</td><td>Outils de science fine</td><td>91201-13</td><td>Instruments chirurgicaux</td></tr><tr><td>Manche de scalpel #4</td><td>Outils de science fine</td><td>10004-13</td><td>Instruments chirurgicaux</td></tr><tr><td>Lames de scalpel #10</td><td>Outils de science fine</td><td>10010-00</td><td>Instruments chirurgicaux</td></tr><tr><td>PBS&nbsp ;</td><td>Lonza</td><td>17-516F</td><td>Réactifs pour le traitement des tissus</td></tr><tr><td>Evans Blue</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td>Réactifs pour le traitement</td></tr><tr><td>des tissus Paraformaldéhyde</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td>Réactifs pour le traitement des tissus</td></tr><tr><td>Cire à modeler</td><td>Bego</td><td>40001</td><td>Réactifs pour le traitement des tissus</td></tr><tr><td>Composé OCT</td><td>Tissue-Tek Sakura</td><td>4583</td><td>Réactifs pour traitement tissulaire</td></tr><tr><td>Solution d’hématoxyline de Mayer</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MHS16</td><td>Réactifs pour l’analyse immunohistologique</td></tr><tr><td>Solution d’éosine Y alcoolique&nbsp ;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HT110316</td><td>Réactifs pour l’analyse immunohistologique</td></tr><tr><td>Kit de coloration à l’élastine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HT25A</td><td>Réactifs pour l’analyse immunohistologique</td></tr><tr><td>Click-it Edu Alexa-488 Kit d’imagerie</td><td>Invitrogen</td><td>C10337</td><td>Réactifs pour l’analyse immunohistologique</td></tr><tr><td>Anticorps Anti-Erk1/2</td><td>Cell Signaling Technology</td><td>4695</td><td>Réactifs pour immunohistologique analyse</td></tr><tr><td>Anticorps anti-phospho-Erk1/2</td><td>Technologie de signalisation cellulaire</td><td>4370</td><td>Réactifs pour l’analyse immunohistologique</td></tr><tr><td>Anticorps anti-p27kip1</td><td>Technologie de signalisation cellulaire</td><td>3698</td><td>Réactifs pour l’analyse immunohistologique</td></tr><tr><td>Acide trichloracétique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T9159</td><td>Réactifs pour l’analyse immunohistologique</td></tr></tbody></table>

blessure à la gorge aortique murine: une efficacité<em&gt; in vivo</em&gt; modèle de prolifération des cellules musculaires lisses et fonction endothéliale

Murine Aortic Crush Injury: An Efficient In Vivo Model of Smooth Muscle Cell Proliferation and Endothelial Function

La reconstruction artérielle, qu&#39;il s&#39;agisse d&#39;une angioplastie ou d&#39;une chirurgie ponctuelle, implique un traumatisme iatrogène causant une perturbation endothéliale et une prolifération de cellules musculaires lisses vasculaires (VSMC). Les modèles murins communs étudient de petits vaisseaux tels que les artères carotide et fémorale. Dans ce cas, nous décrivons un système in vivo dans lequel la prolifération de VSMC et la fonction de barrière endothéliale peuvent être évaluées simultanément dans un grand vaisseau. Nous avons étudié la réponse de l&#39;aorte infrarénale aux blessures chez les souris C57BL / 6. L&#39;aorte a été blessée de la veine rénale gauche à la bifurcation aortique par 30 écrasements transmuraux de 5 secondes avec un applicateur à pointe de coton. Les changements morphologiques ont été évalués avec une histologie conventionnelle. L&#39;épaisseur de la paroi de l&#39;aorte a été mesurée de la surface luminal à l&#39;adventice. L&#39;intégration EdU et le contre-coloration avec DAPI et alpha-acttin ont été utilisés pour démontrer la prolifération de VSMC. L&#39;activation de ERK1 / 2, un modérateur connu de formation d&#39;hyperplasie intimale, a été dissuadéeExtraite par l&#39;analyse Western Blot. L&#39;effet de l&#39;inflammation a été déterminé par l&#39;immunohistochimie pour les cellules B, les lymphocytes T et les macrophages . Les sections en face de l&#39;endothélium ont été visualisées avec microscopie électronique à balayage (SEM). La fonction de barrière endothéliale a été déterminée avec une coloration Evans Blue. Les lésions transmissibles ont entraîné un épaississement de la paroi aortique. Cette blessure a induit la prolifération de VSMC, plus en évidence à 3 jours après la blessure, et une activation précoce de ERK1 / 2 et une diminution de l&#39;expression de p27 kip1. Les lésions n&#39;entraînaient pas une augmentation de l&#39;infiltration des cellules B, des lymphocytes T ou des macrophages dans la paroi du vaisseau. Les lésions ont provoqué une dénudellation partielle de cellules endothéliales et une perte de contact cellulaire. Les blessures ont entraîné une perte significative de la fonction de barrière endothéliale, qui est revenue à la ligne de base après sept jours. Le modèle de blessure aortique émoussée transmural murine fournit un système efficace pour étudier simultanément la prolifération de VSMC et la fonction de barrière endothéliale dans un grand vaisseau.

Les sections transversales aorte encastrées dans OCT ont été sectionnées et colorées avec de l&#39;hématoxyline et de l&#39;éosine, puis contre le coloris avec Verhoeff-Van Gieson (VVG) pour identifier la lame élastique interne et externe 7 . L&#39;épaississement de la paroi aortique induit un épaississement de la paroi aortique par rapport aux aortas des animaux traités avec une procédure simulée (laparotomie et mobilisation intestinale seule). L&#39;épaisseur de...

La restéose après les interventions cardiovasculaires (chirurgie de pontage, angioplastie ou stent) est un problème important qui réduit la durabilité de ces procédures. Une thérapie idéale inhiberait la prolifération des cellules musculaires lisses (VSMC) tout en favorisant la régénération de l&#39;endothélium. Nous décrivons un modèle pour l&#39;évaluation simultanée de la prolifération de VSMC et de la fonction endothéliale in vivo.

Blessure à la gorge aortique murine: une efficacité<em&gt; In vivo</em&gt; Modèle de prolifération des cellules musculaires lisses et fonction endothéliale

Arterial reconstruction, whether angioplasty or bypass surgery, involves iatrogenic trauma causing endothelial disruption and vascular smooth muscle cell ...

L'objectif général de cette procédure est de créer un modèle animal permettant l'évaluation simultanée de la prolifération des cellules musculaires lisses vasculaires et de la réendothélialisation. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la biologie vasculaire, comme quel est le mécanisme de la resténose après des interventions vasculaires ? Cette technique permet l'évaluation simultanée in vivo de la prolifération des cellules musculaires lisses vasculaires et de la réendothélialisation.Deux événements clés qui potentialisent ou atténuent la resténose après des interventions vasculaires. Le Dr Dan Yu, chercheur postdoctoral de mon laboratoire, démontrera la procédure. Après avoir confirmé l'absence de réponse au pincement des orteils, raser les poils sur la région abdominale ventrale d'une souris mâle C57BL/6 anesthésiée âgée de 10 à 12 semaines, de la région sterno à la région inguinale.Ensuite, désinfectez la zone de l'épaule avec de l'éthanol à 70 % et utilisez une aiguille de 25 gauge ou plus fine pour administrer un analgésique approprié. Puis placez l'animal en position supine sur un plateau chirurgical chauffé par un tapis isotherme. Nett

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Nous démontrons un modèle de ligature artérielle roman dans le muscle spinotrapezius murin, y compris une procédure étape par étape et une description de l'instrumentation nécessaire. Nous décrivons la chirurgie et la mesure des résultats pertinents relatifs au remodelage du réseau vasculaire et une vasodilatation fonctionnelle en utilisant la microscopie confocale et intravitale.

Modèle murin Spinotrapezius pour évaluer l&#39;impact de la ligature artériolaire sur la fonction microvasculaire et Rénovation

Un modèle d'implantation d'une endoprothèse dans l'artère carotide souris est décrite. Comparé à d'autres méthodes similaires, cette procédure est très rapide, simple et accessible, offrant la possibilité d'étudier d'une manière pratique, la réaction de la paroi vasculaire à différents stents à élution médicamenteuse et les mécanismes moléculaires de la resténose.

Un modèle murin d&#39;implantation d&#39;une endoprothèse dans l&#39;artère carotide pour l&#39;étude de la resténose

Modifications histologiques et biochimiques après anévrisme exclusion d'endoprothèse sont encore mal connues. Nous décrivons un nouveau modèle d'implantation d'une endoprothèse anévrisme murin. Grâce à l'analyse thrombus avec et sans circulation persistante interface de flux sanguin, et nouvelle évaluation des biomatériaux endovasculaire, ce modèle permettra de mieux comprendre endovasculaire anévrisme exclusion pathobiology.

Un nouveau modèle murin de endovasculaire anévrisme de l&#39;aorte réparation

La compréhension des mécanismes cellulaires et moléculaires de re-endothélialisation suite à une lésion de la dénudation artérielle est d'une importance primordiale dans la prévention de la thrombose et la resténose des artères. Nous décrivons ici un protocole reproductible lésion artérielle dénudation de l'aorte abdominale. La procédure a été développée pour étudier les mécanismes sous-jacents qui régulent la régénération endothéliale en utilisant des modèles de souris.

Reproductible Arterial dénudation blessures par infrarénale de l&#39;aorte abdominale de serrage dans un modèle murin

Protocoles pour l’étude de l’aorte murin embryonnaire et périnatale à l’aide en vivo clonale analyse et cartographie sort, explants aortiques et muscle lisse isolé des cellules sont détaillées ici. Ces diverses approches facilitent l’enquête de la morphogenèse de l’aorte embryonnaire et périnatale dans le développement normal et la pathogenèse de la maladie.

À l’aide de In Vivo et tissulaire et cellulaire Explant approches à l’étude de la morphogénèse et la pathogenèse de l’aorte embryonnaire et périnatale

Cet article illustre un modèle murin pour étudier le développement de l’hyperplasie myointimal (MH) après une lésion aortique ballon.

Blessure axée sur le ballon pour provoquer l’hyperplasie Myointimal dans l’aorte abdominale de souris

Cet article décrit une méthodologie détaillée d’utiliser un caoutchouc de silicone de plomb radio-opaque pour perfuse la vascularisation murine pour la quantification de diamètre aortique dans un modèle murin d’anévrisme de l’aorte et de dissection.

Analyse quantitative de Micro-CT de Aortopathy dans un modèle murin d’anévrisme de l’aorte induite par la β-aminopropionitrile et Dissection

Ici, nous présentons un protocole de la transplantation aortique hétérotopique chez les souris utilisant la technique de manchette de non-suture dans un modèle murin cervical. Ce modèle peut être utilisé pour étudier la pathologie sous-jacente de la vasculopathie chronique d'allogreffe (CAV) et peut aider à évaluer de nouveaux agents thérapeutiques afin de prévenir sa formation.

Modèle de transplantation aortique cervicale de Murine utilisant une technique modifiée de manchette de non-suture

Nous décrivons un protocole chirurgical pour induire uniformément les aneurysms aortiques thoraciques descendants robustes chez les souris. La procédure implique la thoracotomie gauche, l'exposition à l'aorte thoracique, et le placement d'une éponge imbibée d'élastase pancréatique porcine sur la paroi aortique.

Modèle chirurgical murine de l'élastase topique induit descendant l'aneurysm aortique thoracique

Le présent protocole décrit une méthode chirurgicale standardisée pour l’induction d’anévrismes carotidiens dans un modèle murin par une seule opération chirurgicale.

Un modèle murin de la formation d’un anévrisme carotidien

Nous présentons ici un modèle murin d’anastomose de l’artère fémorale, offrant aux chercheurs un modèle animal précieux pour étudier et simuler la sténose anastomotique vasculaire. Ce développement est crucial pour faire progresser notre compréhension de la physiopathologie sous-jacente à cette maladie et faciliter une recherche plus précise et efficace sur les maladies vasculaires.

Développement d’un modèle murin pour la sténose anastomotique de l’artère fémorale

Apprenez à créer un modèle murin de blessure aortique pour évaluer simultanément la prolifération des cellules musculaires lisses vasculaires et la réendothélialisation chez C57BL/6. Cette méthode aide à comprendre les mécanismes de la resténose après interventions cardiovasculaires.

Blessure à la gorge aortique murine: une efficacité In vivo Modèle de prolifération des cellules musculaires lisses et fonction endothéliale (Vidéo) | JoVE Journal

Blessure à la gorge aortique murine: une efficacité

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