Name: Champ local Fluorescence Microscopy: Imagerie signaux cellulaires dans les coeurs intacts (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-03-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 33 s
Description: Apprenez la microscopie à fluorescence de champ local pour mesurer le calcium intracellulaire et les potentiels membranaires dans les cœurs intacts. Cette technique permet d'étudier les mécanismes cardiaques et les pathologies comme l'ischémie.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Nous remercions le Dr Alicia Mattiazzi pour la discussion critique des travaux présentés. Ce travail a été soutenu par une subvention du NIH (R01 HL-084487) à ALE.

Ce protocole et toutes les manipulations de souris a été approuvé par le Institutional soin et l&#39;utilisation des animaux Comité UC Merced (n ° 2008-201). Des expériences avec des perruches ont été menées en 1999 selon les conditions générales pour l&#39;utilisation des animaux établie par la commission scientifique de l&#39;Institut vénézuélien de recherche scientifique (IVIC). 1. Langendorff Set Up Préparation <ol><li> Préparer une solution Tyrode contenant les concentrations de soluté suivantes en mM: 140 NaCl, 5,4 KCl, 2 CaCl 2, 1 MgCl2, 0,33 Na 2 HPO 4, 10 glucose, 10 HEPES. Ajuster le pH de la solution de Tyrode à 7,4 avec NaOH et on filtre la solution à travers un filtre de 0,22 um. </li><li> Chargez la solution Tyrode dans les seringues 60 ml et tous les tubes du Langendorff horizontal set-up 11, 12 illustrée à la figure 4. Assurez-vous d&#39;éliminer toutes les bulles d&#39;air. </li><li><strong&gt; solution Equilibrer Tyrode avec 100% O 2 en utilisant une «pierre d&#39;air&quot; submergée en plastique comme illustré sur la figure 4. <ol><li> Connecter le tuyau en plastique à un réservoir O 2. </li><li> Ajouter un T-adaptateur en plastique pour abaisser un &quot;tube 5 dans la solution Tyrode dans la seringue de 60 ml. </li><li> Fixer une pierre d&#39;air en plastique à la fin du &quot;tube 5 de manière O 2 fera des bulles dehors dans la solution Tyrode. </li></ol></li><li> Placer une suture chirurgicale non résorbable autour d&#39;une aiguille utilisée comme une canule. L&#39;aiguille est couplée au collecteur (voir la figure 4) qui permet de rétro-perfusion avec des solutions différentes. Enfin, l&#39;aorte du coeur sera canulée dans l&#39;aiguille. </li></ol> 2. Préparation des animaux et Coeur Dissection <ol><li> Peser et injecter la souris avec de l&#39;héparine (ex. Souris de poids de 20 g, injecter 20 unités ou 200 pi) 15 min avant euthanasier par dislocation cervicale. Anesthésier perruches selon to les guides d&#39;utilisation des animaux de votre protocole IACUC et procèdent ensuite à la dislocation cervicale. NOTE: Utiliser 8 semaines souris ou 20 g perruches. </li><li> Retirer le cœur de la cavité thoracique après l&#39; euthanasie. Extraire les cœurs perruche exactement de la même manière que celle décrite pour la souris. <ol><li> Nettoyez la poitrine de la souris avec de l&#39;éthanol. </li><li> Avec des ciseaux de dissection, faire une incision dans l&#39;abdomen inférieur, puis couper les côtés vers le cou. </li><li> Tirez le tissu coupé et la broche vers le bas. </li><li> Couper le diaphragme. Soyez prudent lors de la coupe du diaphragme pour éviter d&#39;endommager le cœur. </li><li> Retirez les poumons et les tissus environnants. </li><li> Utilisez des pinces pour ramasser le cœur sans presser. Couper l&#39;aorte aussi longtemps que possible. </li></ol></li><li> Transporter le coeur sur une petite balance bateau avec environ 1 solution Tyrode mL. </li><li> L&#39;utilisation d&#39;une suture chirurgicale non résorbable, attacher l&#39;aorte sur l&#39;appareil de Langendorff horizontal via unaiguille. Attachez l&#39;aorte cardiaque à l&#39;aide de deux pinces fines. Commencer rétro-perfusion en ouvrant la vanne située en série avec les seringues de 60 ml contenant une solution de Tyrode. </li><li> Laisser le coeur se stabiliser pendant 10 min. Utiliser ce temps pour nettoyer le sang et le tissu adipeux entourant le coeur avant le chargement du colorant. Tirez le tissu adipeux près de la base du cœur avec des pincettes et couper à l&#39;aide de petits ciseaux de dissection. Assurez-vous de le faire sous la vue d&#39;un microscope à dissection. </li></ol> 3. cytosoliques Ca 2+ Mensurations: Préparation Dye Rhod-deux heures <ol><li> Ajouter 20 ul de 20% de Pluronic (un agent tensio-actif non ionique) dans le DMSO dans un flacon en plastique emballé spécial fourni par le fabricant de colorant contenant 50 pg de colorant. </li><li> Mélanger par pipetage vers le haut et vers le bas, en évitant les bulles. </li><li> Transférer le DMSO mélangé avec l&#39;agent tensioactif non ionique et le colorant du flacon en plastique emballé spécial dans un flacon en verre transparent. Ajouter 1 mL de Tyrode solution dans le flacon de verre transparent. </li><li> Soniquer pendant 15-20 min dans un bain de sonication. </li><li> Perfuser le colorant en utilisant des pompes péristaltiques pendant 30 min à température ambiante. <ol><li> Placer le colorant dans la chambre de teinture. </li><li> Utiliser un dispositif de serrage mécanique pour comprimer toutes les autres lignes de tubes reliés au collecteur. La pince est placée au-dessus du collecteur. Cela permettra d&#39;éviter tout retour dans le tube relié à la seringue de 60 ml. </li><li> Allumez la perfusion pompe péristaltique pour commencer la circulation du colorant. fermer immédiatement la vanne 3 voies en dessous de la seringue de 60 ml. </li><li> Placer un petit tube qui est relié à l&#39;aspiration de la pompe péristaltique à côté du coeur pour faire recirculer le colorant qui a été perfusé dans le coeur. </li></ol></li></ol> 4. Intra-SR Ca 2+ Mensurations: Préparation Dye Mag-Fluo4AM <ol><li> Préparer Mag-Fluo4AM de la même manière que Rhod-deux heures. Reportez-vous à la section 3 pour des instructions étape-sage. </li><li> after charger le colorant, ouvrir la vanne située en série avec les seringues de 60 ml contenant une solution Tyrode pour commencer rétro-perfusion. Veillez à retirer la pince au-dessus du collecteur. </li><li> Ajouter une solution de Tyrode à la chambre horizontale et réchauffer à 37 ° C. </li><li> Retro-perfuse avec une solution Tyrode pendant 45 min pour éliminer le colorant cytosolique. </li></ol> 5. Mesures membranaires potentiels: Préparation Dye Di-8-ANEPPS <ol><li> Ajouter 5 ml d&#39;éthanol à 99% dans le flacon de teinture qui contient 5 mg de colorant. </li><li> Aliquote de 10 pi dans 500 individuels 1 ml des flacons en plastique à l&#39;aide d&#39;une pipette à répétition. </li><li> Dessécher dans un vide de vitesse et conserver à -20 ° C. </li><li> Ajouter 20 ul de 20% de pluronic dans du DMSO dans un flacon en plastique avec 10 ug de colorant déshydraté. </li><li> Mélanger par pipetage vers le haut et vers le bas, en évitant les bulles. </li><li> Transférer le mélange contenant du DMSO en présence de Pluronic et le colorant dans le flacon en plastique dans un cylindre gradué (10 ml). Ajouter une solution de Tyrode à un vo finalelume de 5 ml. </li><li> Soniquer pour 20-25 min dans un bain de sonication. </li><li> Perfuser dans le coeur pendant 30 minutes en utilisant des pompes péristaltiques. Consulter les instructions pas à pas dans la section 3.5. </li></ol> 6. Enregistrement des signaux épicardiques <ol><li> Après le chargement du colorant, rétro-perfuser le coeur avec une solution Tyrode en retirant la pince au-dessus du collecteur. Ouvrir la vanne située en série avec la seringue de 60 ml contenant une solution de Tyrode. une solution de Tyrode rétro perfuse pendant 10 minutes pour stabiliser le coeur. </li><li> Remplir la chambre horizontale avec une solution Tyrode et tourner sur l&#39;unité de peltier pour amener la température du bain à 37 ° C. </li><li> Positionner la fibre optique sur la surface du coeur. <ol><li> Placez la fibre optique à l&#39;intérieur d&#39;une pipette 2 ml, puis fixez la pipette à un micromanipulateur. </li><li> Utilisez le micromanipulateur appuyer légèrement sur la fibre optique contre la surface de la LV. </li></ol></li><li> Extérieurement arpenter la heala température ambiante avec un stimulateur commandé par un générateur d&#39;ondes. <ol><li> Programmer le générateur d&#39;ondes pour fournir une impulsion carrée avec une largeur de 1 ms. </li><li> Réglez le stimulateur pour être synchronisé extérieurement et connecter l&#39;entrée externe au générateur d&#39;ondes. </li><li> Pour chaque sortie du stimulateur, connecter un fil à une aiguille d&#39;acupuncture soudée à la fin. </li><li> Placer les deux aiguilles d&#39;acupuncture dans la pointe du coeur d&#39;environ 3 mm les unes des autres. </li><li> Seulement après que les aiguilles sont placées dans le tissu, tourner sur la sortie du stimulateur pour éviter un choc électrique. </li></ol></li><li> Dans le logiciel d&#39;acquisition, d&#39;ajuster la fréquence d&#39;acquisition à 10 kHz. </li></ol> 7 . Enregistrement des signaux endocardique <ol><li> Reportez-vous à l&#39;étape 6.1 et 6.2 pour stabiliser le coeur après le chargement du colorant. </li><li> En utilisant un point 23Ga forte de la taille de la fibre optique, faire un petit trou dans la surface du cœur dans le LV près du septum. </li> &lt;li&gt; Placer un adaptateur intravitréenne chirurgie de sclérotomie pour faciliter le positionnement de la première fibre optique dans l&#39;endocarde au moyen d&#39;un micromanipulateur. </li><li> Extérieurement le rythme du cœur. Reportez-vous à l&#39;étape 6.4. </li><li> Dans le logiciel d&#39;acquisition, d&#39;ajuster la fréquence d&#39;acquisition à 10 kHz. </li></ol>

<ol><li>Fabiato, A., Fabiato, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contractions+induced+by+a+calcium-triggered+release+of+calcium+from+the+sarcoplasmic+reticulum+of+single+skinned+cardiac+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Contractions induced by a calcium-triggered release of calcium from the sarcoplasmic reticulum of single skinned cardiac cells.</a> J Physiol. 249 (3), 469-495 (1975).</li>
<li>Mitra, R., Morad, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+uniform+enzymatic+method+for+dissociation+of+myocytes+from+hearts+and+stomachs+of+vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">A uniform enzymatic method for dissociation of myocytes from hearts and stomachs of vertebrates.</a> Am J Physiol. 249 (5), 1056-1060 (1985).</li>
<li>Escobar, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Developmental+changes+of+intracellular+Ca2%2B+transients+in+beating+rat+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Developmental changes of intracellular Ca2+ transients in beating rat hearts.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286 (3), H971-H978 (2004).</li>
<li>Ramos-Franco, J., Aguilar-Sanchez, Y., Escobar, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intact+Heart+Loose+Patch+Photolysis+Reveals+Ionic+Current+Kinetics+During+Ventricular+Action+Potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Intact Heart Loose Patch Photolysis Reveals Ionic Current Kinetics During Ventricular Action Potentials.</a> Circ Res. 118 (2), 203-215 (2016).</li>
<li>Mitra, R., Morad, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+uniform+enzymatic+method+for+dissociation+of+myocytes+from+hearts+and+stomachs+of+vertebrates%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">A uniform enzymatic method for dissociation of myocytes from hearts and stomachs of vertebrates.</a> Am J Physiol. 249, H1056-H1060 (1985).</li>
<li>Fischmeister, R., DeFelice, L. J., Ayer, R. K., Levi, R., DeHaan, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Channel+currents+during+spontaneous+action+potentials+in+embryonic+chick+heart+cells.+The+action+potential+patch+clamp%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Channel currents during spontaneous action potentials in embryonic chick heart cells. The action potential patch clamp.</a> Biophys J. 46 (2), 267-271 (1984).</li>
<li>Banyasz, T., Horvath, B., Jian, Z., Izu, L. T., Chen-Izu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profile+of+L-type+Ca%282%2B%29+current+and+Na%28%2B%29%2FCa%282%2B%29+exchange+current+during+cardiac+action+potential+in+ventricular+myocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Profile of L-type Ca(2+) current and Na(+)/Ca(2+) exchange current during cardiac action potential in ventricular myocytes.</a> Heart Rhythm. 9 (1), 134-142 (2012).</li>
<li>Apkon, M., Nerbonne, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+two+distinct+depolarization-activated+K%2B+currents+in+isolated+adult+rat+ventricular+myocytes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Gen+Physiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of two distinct depolarization-activated K+ currents in isolated adult rat ventricular myocytes.</a> J Gen Physiol. 97 (5), 973-1011 (1991).</li>
<li>Valverde, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+Ca2%2B+depletion+of+the+sarcoplasmic+reticulum+at+the+onset+of+reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Transient Ca2+ depletion of the sarcoplasmic reticulum at the onset of reperfusion.</a> Cardiovasc Res. 85 (4), 671-680 (2010).</li>
<li>Valverde, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phospholamban+phosphorylation+sites+enhance+the+recovery+of+intracellular+Ca2%2B+after+perfusion+arrest+in+isolated%2C+perfused+mouse+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Phospholamban phosphorylation sites enhance the recovery of intracellular Ca2+ after perfusion arrest in isolated, perfused mouse heart.</a> Cardiovasc Res. 70 (2), 335-345 (2006).</li>
<li>Escobar, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+inositol+1%2C4%2C5-trisphosphate+in+the+regulation+of+ventricular+Ca%282%2B%29+signaling+in+intact+mouse+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Role of inositol 1,4,5-trisphosphate in the regulation of ventricular Ca(2+) signaling in intact mouse heart.</a> J Mol Cell Cardiol. 53 (6), 768-779 (2012).</li>
<li>Mejía-Alvarez, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulsed+local-field+fluorescence+microscopy%3A+a+new+approach+for+measuring+cellular+signals+in+the+beating+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Pfl%C3%BCgers+Arch%22%5BJournal%5D)">Pulsed local-field fluorescence microscopy: a new approach for measuring cellular signals in the beating heart.</a> Pflügers Arch. 445 (6), 747-758 (2003).</li>
<li>Ferreiro, M., Petrosky, A. D., Escobar, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracellular+Ca2%2B+release+underlies+the+development+of+phase+2+in+mouse+ventricular+action+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Intracellular Ca2+ release underlies the development of phase 2 in mouse ventricular action potentials.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 302 (5), H1160-H1172 (2012).</li>
<li>Kornyeyev, D., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3687039/">Calsequestrin 2 deletion shortens the refractoriness of Ca2+ release and reduces rate-dependent Ca2+-alternans in intact mouse hearts.</a> J Mol Cell Cardiol. 52 (1), 21-31 (2012).</li>
<li>Mattiazzi, A., Argenziano, M., Aguilar-Sanchez, Y., Mazzocchi, G., Escobar, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ca2%2B+Sparks+and+Ca2%2B+waves+are+the+subcellular+events+underlying+Ca2%2B+overload+during+ischemia+and+reperfusion+in+perfused+intact+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Ca2+ Sparks and Ca2+ waves are the subcellular events underlying Ca2+ overload during ischemia and reperfusion in perfused intact hearts.</a> J Mol Cell Cardiol. 79, 69-78 (2015).</li>
<li>Kornyeyev, D., Reyes, M., Escobar, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Luminal+Ca%282%2B%29+content+regulates+intracellular+Ca%282%2B%29+release+in+subepicardial+myocytes+of+intact+beating+mouse+hearts%3A+effect+of+exogenous+buffers%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Luminal Ca(2+) content regulates intracellular Ca(2+) release in subepicardial myocytes of intact beating mouse hearts: effect of exogenous buffers.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298 (6), H2138-H2153 (2010).</li>
<li>Wang, Z. G., Fermini, B., Nattel, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repolarization+differences+between+guinea+pig+atrial+endocardium+and+epicardium%3A+evidence+for+a+role+of+Ito%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Repolarization differences between guinea pig atrial endocardium and epicardium: evidence for a role of Ito.</a> Am J Physiol. 260, H1501-H1506 (1991).</li>
<li>Liu, D. W., Gintant, G. A., Antzelevitch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ionic+bases+for+electrophysiological+distinctions+among+epicardial%2C+midmyocardial%2C+and+endocardial+myocytes+from+the+free+wall+of+the+canine+left+ventricle%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Ionic bases for electrophysiological distinctions among epicardial, midmyocardial, and endocardial myocytes from the free wall of the canine left ventricle.</a> Circ Res. 72 (3), 671-687 (1993).</li>
<li>Litovsky, S. H., Antzelevitch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+outward+current+prominent+in+canine+ventricular+epicardium+but+not+endocardium%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Transient outward current prominent in canine ventricular epicardium but not endocardium.</a> Circ Res. 62 (1), 116-126 (1988).</li>
<li>Lukas, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiology+of+Myocardial+Cells+in+the+Epicardial%2C+Midmyocardial%2C+and+Endocardial+Layers+of+the+Ventricle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cardiovasc+Pharmacol+Ther%22%5BJournal%5D)">Electrophysiology of Myocardial Cells in the Epicardial, Midmyocardial, and Endocardial Layers of the Ventricle.</a> J Cardiovasc Pharmacol Ther. 2 (1), 61-72 (1997).</li>
<li>Antzelevitch, C., Fish, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+heterogeneity+within+the+ventricular+wall%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Res+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Electrical heterogeneity within the ventricular wall.</a> Basic Res Cardiol. 96 (6), 517-527 (2001).</li>
<li>Gomez, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+electrical+heterogeneity+by+compensated+hypertrophy+in+rat+left+ventricle%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Modulation of electrical heterogeneity by compensated hypertrophy in rat left ventricle.</a> Am J Physiol. 272 (3 Pt 2), H1078-H1086 (1997).</li>
<li>Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innovation+in+optical+imaging%3A+looking+inside+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Innovation in optical imaging: looking inside the heart.</a> Heart Rhythm. 4 (7), 925-926 (2007).</li>
<li>Boukens, B. J., Efimov, I. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+century+of+optocardiography%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Rev+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">A century of optocardiography.</a> IEEE Rev Biomed Eng. 7, 115-125 (2014).</li>
<li>Zhang, H., Iijima, K., Huang, J., Walcott, G. P., Rogers, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+mapping+of+membrane+potential+and+epicardial+deformation+in+beating+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysics+J%22%5BJournal%5D)">Optical mapping of membrane potential and epicardial deformation in beating hearts.</a> Biophysics J. 111 (2), 438-451 (2016).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

Ce document est centré dans la description des techniques de fluorescence de terrain locales pour évaluer la fonction des myocytes cardiaques ex vivo. L&#39;étude de ces cellules dans un milieu couplé est non seulement plus physiologique, mais il est également très appropriée pour évaluer les pathologies au niveau de l&#39;organe. Les événements cellulaires sous - jacents couplage excitation-contraction (ECC) peuvent être évalués au niveau de l&#39; organe entier avec l&#39;utilisation de sondes moléculaires qu...

Le cœur est l&#39;organe central du système cardio-vasculaire. La contraction du coeur est déclenchée par une augmentation intracellulaire [Ca2 +]. La relation entre l&#39; excitabilité électrique et les changements dans le Ca2 + intracellulaire de presse a été historiquement étudié dans les cellules dissociées enzymatiquement 1, 2. Cependant, les cellules cardiaques sont électriquement, métaboliquement et mécaniquement couplés 3, 4. Lorsqu&#39;elle est isolée, les myocytes sont non seulement physiquement découplés, mais myocytes de différentes couches sont mélangés lors de la dissociation 5. En outre, malgré les énormes avantages qui ont émergé de l&#39;étude des cellules isolées dans des conditions de serrage de tension, 6, 7, 8 la nature intrinsèque du cœur comme un syncytium alwa électriqueys pose la question de savoir comment fonctionnellement différentes sont dissociées de celles des cellules présentes dans le tissu 3. Dans ce manuscrit, nous décrivons les progrès obtenus dans la connaissance de la physiologie cardiaque par l&#39;utilisation de la microscopie à fluorescence de champ local (LFFM) techniques dans le coeur intact. LFFM utilise des indicateurs fluorescents pour mesurer plusieurs variables physiologiques tels que cytosolique Ca 2+, intra réticulum sarcoplasmique (SR) Ca 2+ et le potentiel de membrane. Ces mesures peuvent être obtenues simultanément et conjointement avec la pression ventriculaire 9, 10, électrocardiogrammes 9, potentiels d&#39;action électriques (AP), les enregistrements actuels ioniques et flash photolyse de composés en cage 4, 11. En outre, ces mesures peuvent être obtenues par la stimulation du coeur intact à des fréquences plus élevées à proximitér aux taux physiologiques. Bien que plusieurs articles 9, 11, 12, 13, 14 ont été publiés par notre groupe en utilisant des techniques de LFFM, la présomption de complexités techniques liées à cette technique a empêché son utilisation massive dans l&#39; étude ex vivo des phénomènes physiologiques dans le cœur et d&#39; autres organes. La technique de LFFM (figure 1) est basée sur des mesures de épifluorescence obtenues à l&#39; aide d&#39; une fibre optique multimode en contact avec le tissu. Comme toute technique d&#39;imagerie par fluorescence de contact, la résolution optique est fonction du diamètre et de l&#39;ouverture numérique (NA) de la fibre. Un diamètre supérieur et inférieur NA de la fibre augmente la résolution spatiale des mesures. AN et des diamètres de fibres peuvent varier 0,22 à 0,66 et de 50 um à 1 mm. Dansplisser le NA permettra d&#39;améliorer le rapport signal sur bruit (S / N) en acceptant des photons arrivant d&#39;un angle solide plus grande. Afin d&#39;agir en tant que dispositif de épifluorescence, le faisceau lumineux est focalisé dans la fibre optique avec une lentille asphérique ou un objectif de épifluorescence où le NA de la lentille et le match de la fibre. Cette mise en correspondance de maximiser le transfert d&#39;énergie d&#39;excitation et de collecte de retour des photons émis par le fluorophore. Pour exciter les indicateurs fluorescents exogènes chargés dans le tissu, les différentes sources lumineuses et de modes d&#39;éclairage peuvent être utilisés. Nos études pionnières en utilisant le champ pulsé locale de microscopie par fluorescence 3, 12 (PLFFM) ont utilisé un laser à faible coût picoseconde (figure 1a, PLFFM). Ce type de source de lumière a l&#39;énorme avantage d&#39;exciter une grande fraction des molécules fluorophores sous la zone d&#39;éclairage sans blanchiment sensiblement le colorant dueà l&#39;impulsion courte durées 12. En outre, l&#39;utilisation d&#39;impulsions ultracourtes a permis l&#39;évaluation de la durée de vie de fluorescence du colorant 12. La durée de vie de fluorescence est une propriété qui peut être utilisée pour quantifier la fraction des molécules de colorant liées au Ca 2+. Malheureusement, le sautillement temporelle des impulsions et des variations d&#39;amplitude de l&#39;impulsion à impulsion limiter l&#39;application de cette stratégie expérimentale pour les cas où le changement de fluorescence produite par la liaison au colorant ligand est grande. Vague (CW) lasers continus sont généralement utilisés comme la principale source d&#39;éclairage dans LFFM (figure 1b, CLFFM). Le faisceau laser peut illuminer le tissu en continu ou peut être modulé ferroélectrique. La modulation du faisceau ferroélectrique permet la génération d&#39;impulsions d&#39;une microseconde de lumière. Cette modulation peut être commandée par le matériel externe. Cette procédure réduit non seulement considérablement til jittering temporel des impulsions lumineuses, mais permet également le mélange des faisceaux de longueurs d&#39;onde différentes. Le mélange des faisceaux est réalisée par multiplexage de différents rayons lasers. En conséquence, plusieurs colorants ayant des propriétés spectrales différentes peuvent être excités pour effectuer des mesures d&#39;une variété de variables physiologiques, par exemple, Rhod-2 Ca2 + cytosolique, MagFluo4 intra-SR Ca 2+ et di-8-ANEPPS pour le potentiel membranaire. Bien que les lasers présentent divers avantages que la source lumineuse dans LFFM, d&#39;autres types de sources lumineuses peuvent être utilisées, y compris des diodes électroluminescentes (DEL). Dans ce cas, la source de lumière d&#39;excitation est composée d&#39;une LED InGaN (Figure 1c, PLEDFM). Dans les LED, les photons sont émis spontanément lorsque les électrons de la bande de conduction recombinent avec des trous dans la bande de valence. La différence avec les lasers à l&#39;état solide est que l&#39;émission ne soit pas stimulée par d&#39;autres photons. Il en résulte un faisceau non cohérent etune émission spectrale plus large pour les LED. Différents types de LED haute puissance peuvent être utilisés. Pour les enregistrements AP en utilisant Di-8-ANEPPS et pour Ca2 + transitoires enregistrés en utilisant Fluo-4 , ou en alliage d&#39;aluminium -Fluo-4, on utilise une diode électroluminescente qui présente une émission de crête typique à 485 nm (bleu) et une demi - largeur de 20 nm (Figure 1d). Pour Ca 2 + transitoires enregistrées avec Rhod-2, la LED a eu un pic d&#39; émission typique à 540 nm (vert) et une demi - largeur de 35 nm (figure 1d). LED émettent dans une longueur d&#39;onde de la bande et nécessitent donc des filtres pour affiner leur émission spectrale. En outre, la lumière puisée peut être généré à un débit de 1,6 kHz avec une durée de 20 ps. Les LEDS ont été puisées avec un transistor à effet de champ MOSFET de puissance rapide. des enregistrements simultanés avec différents indicateurs peuvent être effectués par multiplexage temporel des diodes électroluminescentes. Malheureusement, la lumière émise par les LED est plus difficile de se concentrer sur une fibre optique par rapport à un faisceau laser. Ainsi, le principal inconvénient de nousing LED est que leurs profils d&#39;émission ont des déplacements angulaires (± 15 °) de l&#39;axe principal, et un élément optique auxiliaire doit être utilisé pour la corriger. Dans toutes les configurations optiques décrit précédemment, la lumière d&#39;excitation est réfléchie à l&#39;aide d&#39;un miroir dichroïque. Le faisceau est ensuite focalisé par une lentille asphérique et un objectif de microscope sur une fibre optique multimode qui est positionné sur le tissu. Comme dans tout dispositif d&#39;épifluorescence, le miroir dichroïque sert également à séparer l&#39;excitation de la lumière émise. Le spectre de la lumière émise se déplace à travers un filtre de barrière pour éliminer toute excitation réfléchie. Enfin, la lumière émise est focalisée avec un objectif sur un photodétecteur (Figure 1). La transduction de la lumière au courant électrique est effectuée par des photodiodes à avalanche de silicium. Ces diodes ont une réponse rapide et une sensibilité élevée permettant la détection de faible luminosité. lephotocourant produit par les photodiodes à avalanche peut être amplifié de deux manières: un amplificateur à transimpédance comportant un élément de contre- réaction résistif (figure 1E) , soit par un intégrateur pour convertir le courant en une tension (figure 1f). En utilisant la première approche, la tension de sortie est proportionnelle au courant photoélectrique et de la résistance de rétroaction. Un exemple typique de la détection de résistance de picosecondes impulsions laser est représenté sur les figures 2a, 2b et 2c. Panneau 2a illustre la sortie de l&#39;amplificateur à transimpédance et le panneau 2b montre une expansion temporelle de l&#39;intervalle indiqué par un astérisque (*). Un algorithme de suivi de pic a été mis en oeuvre pour détecter le pic (rouge) et la base (vert) pour les réponses fluorescentes 12. La mesure de la fluorescence de base fournit des informations à la fois du courant d&#39;obscurité de la photodiode à avalanche et les interférences introduites par lig ambianteht et le couplage électromagnétique. Une représentation de sommets et bases est représentée sur la figure 2c. Cette figure illustre la fluorescence émise par le colorant (Rhod-2) lié à Ca 2+ au cours du cycle cardiaque d&#39;un cœur battant perruche. Dans le second procédé, la tension de sortie de l&#39;intégrateur est une fonction de la rétroaction de courant et capacitif (figures 2d, 2e et 2f). La figure 2f montre deux cycles d&#39;intégration consécutives: la première sans l&#39; éclairage extérieur et la seconde avec des impulsions de lumière appliquées à partir d&#39; une diode pulsée. Une description détaillée est présentée dans les figures 2g et 2h. Cette approche, bien que plus laborieuse, fournit un rapport S / N plus grand en raison de l&#39;absence de bruit thermique dans le condensateur de rétroaction. L&#39;instrument comprend une étape de synchronisation qui génère tout le contrôle et le multiplexage de la lumière d&#39;excitation et commande l&#39;intégration et headstage respériodes et. Ceci est habituellement réalisé avec un circuit numérique de traitement du signal qui effectue également une différenciation numérique du signal intégré de sortie en calculant une régression en ligne des données. Dans le cas d&#39;utilisation d&#39;une rétroaction résistive, toute A / D acquisition carte peut être utilisée. Enfin, notre technique de LFFM est très polyvalent et peut être adapté à enregistrer à partir de plus d&#39;une région. Ajout d&#39;un diviseur de faisceau dans le trajet de la lumière nous permet de diviser la lumière en deux fibres optiques. Chaque fibre optique peut ensuite être placé sur différentes régions d&#39;un tissu à, indépendamment, exciter et enregistrer les émissions des sondes fluorescentes exogènes. Cette modification nous permet d&#39;évaluer dans quelle mesure les différences anatomiques régionales influencent les variables physiologiques. La figure 3 montre un diviseur de faisceau étant utilisé pour diviser la lumière d&#39; excitation CW de telle sorte que deux fibres optiques sont utilisés pour mesurer transmural intracellulaire électrique ou [Ca 2+] niveaux d&#39; esprith mineur-invasivité. transmurale signaux peuvent être enregistrés en plaçant une fibre sur l&#39;endocarde et l&#39;autre sur la couche d&#39;épicarde de la paroi ventriculaire. Par conséquent, la technique de LFFM a la capacité de mesurer l&#39;évolution temporelle des signaux cellulaires dans des régions différentes et peut être utilisée pour tester si des changements se produisent dans la région des situations pathologiques.

<table><tbody><tr><td>Chlorure de sodium</td><td>Sigma</td><td>7647-14-5</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-glucose</td><td>Sigma</td><td>50-99-7</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de potassium</td><td>Sigma</td><td>7447-40-7</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>7365-45-9</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate de sodium</td><td>Sigma</td><td>10049-21-5</td><td></td></tr><tr><td>Solution de chlorure de calcium</td><td>Sigma</td><td>10043-52-4</td><td></td></tr><tr><td>Solution de chlorure de magnésium</td><td>Sigma</td><td>7786-30-3</td><td></td></tr><tr><td>Hyrdoxyde de sodium</td><td>Sigma</td><td>S-8045</td><td></td></tr><tr><td>0.2 &mu ; m filtre à membrane nylon</td><td>Whatman</td><td>7402-004</td><td></td></tr><tr><td>Collecteur MPP</td><td>Warner</td><td>64-0216&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>21G1.5 Aiguille de précision</td><td>B-D</td><td>305167</td><td></td></tr><tr><td>Noir Tressé Fil de soie (suture chirurgicale non résorbable)</td><td>AllMech Tech</td><td>LOOK-SP105</td><td></td></tr><tr><td>Injection d’héparine sodique 1000USP/mL</td><td>AllMech Tech</td><td>NDC63323-540-11</td><td></td></tr><tr><td>DMSO D8779</td><td>Sigma</td><td>67-68-5</td><td></td></tr><tr><td>Blebbistatin</td><td>Sigma</td><td>856925-71-8</td><td></td></tr><tr><td>Pluronic F-127 Solution à 20 %</td><td>Biotium</td><td>59004</td><td></td></tr><tr><td>Pompe péristaltique Materflex C/L</td><td>Cole-Parmer</td><td>77122-26</td><td></td></tr><tr><td>Stimulateur isostim</td><td>World Precision Instruments</td><td>A320RC</td><td></td></tr><tr><td>Générateur de formes d’onde</td><td>Teledyne Lecroy</td><td>WaveStation 2012</td><td></td></tr><tr><td>Nettoyeur à ultrasons FS20</td><td>Fisher Scientific</td><td>1533530</td><td></td></tr><tr><td>Tube Tygon ID :1/32 » OD :3/32 » Mur 1/32"</td><td>Alimentation des composants</td><td>TET-031A</td><td></td></tr><tr><td>Tube Tygon ID :3/32 » OD :5/32 » Mur 1/32"</td><td>Alimentation des composants</td><td>TET-094A</td><td></td></tr><tr><td>Adaptateur luer lock à vanne à 3 voies</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-31200-80</td><td></td></tr><tr><td>Adaptateurs en T et raccords en plastique</td><td>Cole-Parmer</td><td>6365-90</td><td></td></tr><tr><td>Collier en plastique</td><td>WaterZoo</td><td>2465</td><td></td></tr><tr><td>Peltier</td><td>TE Technology</td><td>TE-127-2.0-2.5</td><td></td></tr><tr><td>Rhod-2AM</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>R1245MP</td><td></td></tr><tr><td>Di-8-ANEPPS</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>D3167</td><td></td></tr><tr><td>Mag-Fluo-4AM</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>M14206</td><td></td></tr><tr><td>Aiguilles d’acupuncture</td><td>LHASA</td><td>TC1.20x13</td><td></td></tr><tr><td>Seringue BD de 60 mL avec luer-lok</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-820-11</td><td></td></tr><tr><td>LabView</td><td>National Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aspirateur rapide Eppendorf Vagufuge</td><td>Fisher Scientific</td><td>07-748-13</td><td></td></tr><tr><td>Circuit de traitement du signal numérique DSP TMS 320</td><td>Texas Instrument</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Miroir dichroïque passe-long 567 nm</td><td>ThorLabs</td><td>DMLP567L</td><td></td></tr><tr><td>Objectif 10X NA 0.25 DIN AchromaticFinite Intl Standard Objective</td><td>Edmund</td><td>Optics Stock# 33-437</td><td></td></tr><tr><td>Objectif 20X NA 0.40 DIN Achromatic Finite Intl Standard Objective</td><td>Edmund</td><td>Optics Stock# 33-438</td><td></td></tr><tr><td>Longpass Filtre en verre coloré 590 nm&nbsp ;</td><td>ThorLabs</td><td>FGL590</td><td></td></tr><tr><td>Vert Nd-YAG laser 532 nm, 500 mW</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulateur pour laser</td><td>Siskiyou</td><td>MX130R</td><td></td></tr><tr><td>Fibre optique multimode 200 &micro ; m NA 0.39</td><td>ThorLabs</td><td>FT200UMT</td><td></td></tr><tr><td>LEDs bleu</td><td>Lumileds</td><td>L135-B475003500000</td><td></td></tr><tr><td>LED vertes</td><td>Lumileds</td><td>L135-G525003500000</td><td></td></tr><tr><td>Séparateur de faisceau cubique, non polarisant</td><td>ThorLabs</td><td>BS007</td><td></td></tr><tr><td>36 » Longueur, Rail optique à queue d’aronde</td><td>Edmund Optics</td><td>54-402</td><td></td></tr><tr><td>2.5 » Largeur, Support à queue d’aronde</td><td>Edmund Optics</td><td>54-404</td><td></td></tr><tr><td>0.75 » Course, platine micrométrique</td><td>Edmund Optics</td><td>37-983</td><td></td></tr><tr><td>Rail optique à queue d’aronde 3"</td><td>ThorLabs</td><td>RLA075/M</td><td></td></tr><tr><td>Porte-rail à queue d’aronde 1"</td><td>ThorLabs</td><td>RC1</td><td></td></tr><tr><td>Photodiode d’avalanche Helix 902</td><td>Digi-Key</td><td>HELIX-902-200</td><td></td></tr><tr><td>Porte-objectif XY Translator& nbsp ;</td><td>ThorLabs</td><td>ST1XY-S</td><td></td></tr><tr><td>Planche d’essai en aluminium 6 » x 6</td>"<td>Table extérieure ThorLabs</td><td>MB6</td><td></td></tr><tr><td>Nexus 4' x 6'ThorLabs</td><td></td> <td>T46HK</td><td></td></tr><tr><td>Vis d’assemblage en acier inoxydable</td><td>ThorLabs</td><td>HW-KIT5/M</td><td></td></tr><tr><td>Feuille</td><td>d’acrylique Home Depot/Lowes</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sylgard Kit d’élastomère de silicone</td><td>Dow Corning</td><td>Sylgard 184</td><td></td></tr><tr><td>Gel époxy</td><td>Walmart/Home Depot</td><td>2 parties 5 min clr 1oz</td><td></td></tr><tr><td>21G1.5 Aiguille de glissement de précision</td><td>B-D</td><td>305167</td><td></td></tr><tr><td>23G Aiguille de glissement</td><td>de précision B-D</td><td>305145</td><td></td></tr><tr><td>Base de montage, 25 mm x 75 mm x 10 mm</td><td>ThorLabs</td><td>BA1/M</td><td></td></tr><tr><td>Poteaux d’étagère en fil de fer 36"</td> <td>Alera</td><td>AALESW59PO36SR</td><td></td></tr><tr><td>Étagères en fil de fer</td><td>Alera</td><td>ALESW582424SR</td><td></td></tr><tr><td>Pince à poteau et à angle</td><td>ThorLabs</td><td>SWC/M-P5</td><td></td></tr><tr><td>Seringue en verre pour chambre de teinture</td><td>Wheaton</td><td>W851020</td><td></td></tr><tr><td>Bouchon en caoutchouc</td><td>Home Science Tools</td><td>CE-STOP01C</td><td></td></tr></tbody></table>

champ local fluorescence microscopy: imagerie signaux cellulaires dans les coeurs intacts

Local Field Fluorescence Microscopy: Imaging Cellular Signals in Intact Hearts

Dans le cœur, les études de signalisation moléculaire sont généralement effectuées dans des myocytes isolés. Cependant, de nombreuses situations pathologiques telles que l&#39;ischémie et de l&#39;arythmie ne peuvent être pleinement compris au niveau de l&#39;organe entier. Ici, nous présentons la technique spectroscopique de microscopie par fluorescence de champ local (LFFM) qui permet la mesure de signaux cellulaires dans le coeur intact. La technique est basée sur une combinaison d&#39;un coeur perfusé de Langendorff et des fibres optiques pour enregistrer les signaux fluorescents. LFFM a diverses applications dans le domaine de la physiologie cardiovasculaire pour étudier le cœur dans des conditions normales et pathologiques. les variables cardiaques multiples peuvent être surveillés à l&#39;aide de différents indicateurs fluorescents. Ceux - ci comprennent cytosolique [Ca 2+], le réticulum sarcoplasmique intra-[Ca2 +] et du potentiel de membrane. Les sondes fluorescentes exogènes sont excités et la fluorescence émise détectés avec trois arrangements différents de la technique LFFM épifluorescences présenté dans cet article. Les différences entre ces centrales techniques sont le type de source de lumière utilisée pour l&#39;excitation et sur la façon dont la lumière d&#39;excitation est modulée. Le LFFM pulsée (PLFFM) utilise des impulsions de lumière laser en onde continue LFFM (CLFFM) utilise la lumière laser continu pour l&#39;excitation. Enfin, on a utilisé comme troisième source de lumière des diodes électroluminescentes (DEL). Cet arrangement non cohérent est appelé pulsée microscopie à fluorescence LED (PLEDFM).

AP et Ca 2 + transitoires dans l&#39; endocarde et l&#39; épicarde Afin de comparer les signaux à travers la paroi ventriculaire, une fibre optique est positionnée dans l&#39;endocarde et l&#39;autre dans l&#39;épicarde. La comparaison de la morphologie d&#39;un point d&#39;accès enregistré à partir de l&#39;endocarde de l&#39;un de l&...

Dans le cœur, les événements moléculaires coordonnent la fonction électrique et contractile de l&#39;organe. Un ensemble de techniques de microscopie de fluorescence de champ locales présentées ici permet l&#39;enregistrement des variables cellulaires dans les cœurs intacts. mécanismes définissant la fonction cardiaque Identifier est essentiel dans la compréhension comment le cœur fonctionne dans des situations pathologiques.

Champ local Fluorescence Microscopy: Imagerie signaux cellulaires dans les coeurs intacts

In the heart, molecular signaling studies are usually performed in isolated myocytes. However, many pathological situations such as ischemia and ...

Le but global de cette technique d'imagerie par microscopie à fluorescence de champ local est d'utiliser des sondes moléculaires pour mesurer les concentrations intracellulaires de calcium ou les potentiels membranaires dans des régions cardiaques difficiles d'accès au niveau du cœur entier. Cette méthode peut nous aider à répondre à des questions essentielles en cardiologie, notamment liées à l'arrêt cardiaque et à l'ischémie. Le principal avantage de cette technique réside dans le fait que les propriétés cardiaques sont mesurées à partir d'événements cellulaires dans l'organe intact, où les cellules restent couplées électriquement, mécaniquement et métaboliquement.Préparez d'abord l'appareil horizontal de Langendorff. Chargez la solution de Tyrode fraîchement préparée dans les seringues de 60 millilitres, puis ajoutez tous les tubes associés au montage. Une fois rempli, éliminez toutes les bulles d'air.Ensuite, équilibrer la solution chargée avec du gaz oxygène pur fourni par une pierre poreuse en plastique immergée. Puis, placer un fil de suture chirurgical non absorbable autour d'une aiguille. Ce montage servira de canule pour la rétroperfusion du cœur lorsqu'il sera rattaché à

local-field-fluorescence-microscopy-imaging-cellular-signals-intact

Research

Recherche

JoVE Journal

Biology

Biologie

Cet article décrit une technique de haute résolution spatiale et temporelle optiquement l'image mouvement d'action potentielle sur la surface de coeurs de rats perfusés de Langendorff en utilisant un colorant potentiométrique (di-8-ANEPPS).

Cartographie optique des coeurs de rats perfusés de Langendorff

Microscopie confocale à balayage est appliqué pour l'imagerie des événements mitochondriaux simples dans le cœur perfusé ou les muscles squelettiques dans les animaux vivants. Surveillance en temps réel des processus mitochondriaux simples tels que les bouffées de superoxydes et les fluctuations potentielles membrane permet l'évaluation de la fonction mitochondriale dans un contexte physiologiquement pertinente et pendant perturbations pathologiques.

Imagerie confocale de simples mitochondriales superoxyde Flashs à coeur Intact ou In Vivo

Nous décrivons un protocole permettant d’imager volumétriquement des cellules marquées par des protéines fluorescentes profondément à l’intérieur de cœurs embryonnaires et postnatals intacts. En utilisant des méthodes de nettoyage des tissus en combinaison avec la coloration de l’ensemble du support, des cellules uniques marquées par des protéines fluorescentes à l’intérieur d’un cœur embryonnaire ou postnatal peuvent être imagées de manière claire et précise.

Imaging Effacé embryonnaire et postnatal coeurs à la résolution unicellulaire

Ici, nous décrivons une approche de microscopie de feuille lumineuse pour visualiser l'infiltration de leucocytes CD45 + cardiaque dans un modèle murin de myocardite fulminante aseptique, qui est induite par le traitement intratrachéal de la toxine diphtérique des souris CD11c.DTR.

Visualisation quantitative de l&#39;infiltration de leucocytes dans un modèle murin de myocardite fulminante par microscopie à feuilles lumineuses

Cette étude utilise une technique de microscopie (LSFM) de fluorescence lumière-feuille recto-verso illumination combinée avec compensation optique pour étudier le coeur murin.

Microscopie de Fluorescence lumière-feuille pour l’étude du coeur murin

Ici, nous introduisons une méthode pour l'utilisation d'un cathéter optique intra-ventriculaire dans les cœurs perfus pour effectuer la spectroscopie absorbante à travers la paroi cardiaque. Les données obtenues fournissent des informations solides sur la tension de l'oxygène tissulaire ainsi que l'utilisation du substrat et le potentiel membranaire simultanément avec des mesures de performance cardiaque dans cette préparation omniprésente.

Cathéter de lumière à tir latéral intra-cardiaque pour la surveillance du métabolisme cellulaire à l'aide de la spectroscopie d'absorption transmurale des cœurs de mammifères perfusés

Nous présentons la méthodologie pour l'isolement des myocytes murines et comment obtenir des traces de tension ou de calcium simultanément avec des traces de raccourcissement sarcome à l'aide de la photométrie fluorescence avec des mesures numériques simultanées de géométrie cellulaire.

Imagerie optique des myocytes ventriculaires murines isolés

Nous décrivons ici l’acquisition optique et la caractérisation des potentiels d’action à partir de cardiomyocytes dérivés de cellules souches pluripotentes induites à l’aide d’un système de photométrie modulaire à grande vitesse.

Mesure du potentiel d’action optique unicellulaire dans les cardiomyocytes dérivés de cellules souches pluripotentes induites par l’homme

Nous rapportons une méthode de reconstruction mésoscopique de l’ensemble du cœur de souris en combinant de nouvelles avancées dans la transformation tissulaire et la coloration avec le développement d’un microscope à feuille de lumière à balayage axial.

Imagerie optique mésoscopique du cœur entier de souris

Le protocole utilise la microscopie à feuillet de lumière avancée ainsi que des méthodes de nettoyage tissulaire adaptées pour étudier les structures cardiaques complexes dans les cœurs de rongeurs, ce qui présente un grand potentiel pour la compréhension de la morphogenèse et du remodelage cardiaques.

L’imagerie par feuillet de lumière révèle la structure cardiaque du cœur des rongeurs

La reconstruction tridimensionnelle (3D) des lésions cardiaques lors d’un infarctus aigu du myocarde reperfusé (repAMI) permet une quantification fidèle et une co-localisation des modèles associés affectant la maladie. Ici, une approche d’imagerie automatisée guidée par feuille de lumière est fournie pour la mesure contemporaine des lésions cardiaques, de la zone à risque et de la réponse des cellules immunitaires.

Analyse 3D simultanée des lésions cardiaques et de la réponse immunitaire dans l’infarctus aigu du myocarde reperfusé à l’aide de la microscopie à fluorescence à feuillet de lumière

Apprenez la microscopie à fluorescence de champ local pour mesurer le calcium intracellulaire et les potentiels membranaires dans les cœurs intacts. Cette technique permet d'étudier les mécanismes cardiaques et les pathologies comme l'ischémie.

Champ local Fluorescence Microscopy: Imagerie signaux cellulaires dans les coeurs intacts

Explorer plus de vidéos