Name: Swab Méthode déchantillonnage pour la détection des norovirus humains sur les surfaces (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-06T10:45:00.000+00:00
Duration: 10 min 3 s
Description: Découvrez la méthode d'échantillonnage par écouvillon macro-mousse pour détecter les norovirus sur les surfaces environnementales. Cette technique améliore les taux de détection et aide à évaluer la contamination lors des épidémies.

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1. Swab échantillonnage dans le domaine <ol><li> Porter une paire de gants propres. </li><li> Mesurer la taille de la zone d&#39;échantillonnage sans toucher la surface en utilisant un ruban à mesurer ou d&#39;une règle. Essayez d&#39;estimer la superficie aussi précisément que possible et de remplir un formulaire de rapport (tableau supplémentaire 1). </li><li> Vérifiez le kit de prélèvement pour les fuites éventuelles et le transport des sacs de prélèvement de l&#39;étiquette et des kits d&#39;écouvillon. </li><li> Déplacer l&#39;écouvillon dans la zone d&#39;échantillonnage comme suit: un coup dans le sens horizontal, d&#39;un seul coup dans le sens vertical, et d&#39;un seul coup dans une direction diagonale. Ne pas tamponner une aire de surface supérieure à 700 cm2. </li><li> Placez chaque écouvillon dans un tube et serrer le bouchon. </li></ol> 2. Stockage et transport des écouvillons au laboratoire <ol><li> Maintenir des tampons à 4 ° C pendant jusqu&#39;à 48 heures. Si le stockage pendant de longues périodes est nécessaire, stocker les tampons à -20 ° C (ou -70 ° C). </li><li> Gardez les tubes à 0-4 ° C (c.. , Utiliser des compresses froides) dans un contenant isolé pendant le transport vers le laboratoire et le navire en 24-48 h de collection. </li></ol> 3. Virus Concentration, Viral RNA Extraction et purification NOTE: Toutes les étapes de centrifugation utiliser une centrifugeuse de dessus de table à 5000 xg pendant 5 min à température ambiante, sauf indication contraire. Soyez très prudent lorsque vous travaillez avec le tampon universel extraction d&#39;acide nucléique (UNEX). Porter des lunettes ou un écran facial. <ol><li> Repérer un 15 tube de ml et une colonne ARN Midi pour chaque échantillon. Inclure un contrôle négatif d&#39;extraction dans chaque expérience. </li><li> Pour préparer la solution Lysis pour 10 écouvillons, mélanger 25 ml de tampon UNEX avec 25 ml de PBST (PBS pH 7,2 contenant 0,02% de Tween-80). </li><li> Ajouter 50 pi de coliphage MS2 suspension (10 6 UFP / ul) à 50 ml d&#39; une solution de lyse. </li><li> Placer un écouvillon dans un tube de 15 ml et ajouter 5 ml de solution Lysis. Mélanger et incuber pendant 10 min à température ambiante. </li><li>Ajouter 5 ml d&#39;éthanol à 100% à chaque tube et vortexer pendant 10 secondes. </li><li> Retirez délicatement l&#39;écouvillon du tube de 15 ml (il contient du tampon UNEX) pressant doucement contre le côté du tube pour éliminer l&#39;excès de liquide, puis jeter l&#39;écouvillon. Les volumes restants doivent être compris entre 9-10 mL. </li></ol> 4. La colonne Midi Nucleic Acid Extraction virale <ol><li> Transférez soigneusement 4,5 mélange / éthanol UNEX mL de l&#39;étape 3.6 sur une colonne midi, centrifugeuse et jeter le filtrat. </li><li> Chargez encore 4,5 ml du même mélange sur la même colonne, centrifugeuse, et jeter le filtrat. </li><li> Pour le premier lavage, ajouter 3,5 ml de 70% d&#39;éthanol sur le Midi colonne, centrifugeuse et jeter le filtrat. </li><li> Pour le second lavage, ajouter un autre 3,5 ml d&#39;éthanol à 70% sur la colonne Midi. Centrifugeuse et jeter le filtrat. </li><li> Pour le sèche-spin, centrifuger les colonnes Midi pour éliminer toute trace d&#39;éthanol (ce qui peut affecter négativement votre récupération de l&#39;ARN viral). </li><li>Placer la colonne Midi dans un nouveau tube de 15 ml de la centrifugeuse. Ajouter 250 pi de tampon d&#39;élution sur la colonne Midi; attendre 1 min avant centrifugation pour obtenir la meilleure récupération de l&#39;ARN viral. </li><li> Stocker l&#39;acide nucléique extrait à -70 ° C ou procéder immédiatement à l&#39;étape 5. </li></ol> 5. Concentration virale acide nucléique en utilisant l&#39;ARN propre et Concentrateur Kits <ol><li> Ajouter 500 pi de RNA Binding Buffer à 250 pi d&#39;ARN élué à l&#39;étape 4.7 ci-dessus et vortex pendant 10 s. </li><li> Ajouter 750 pi 100% d&#39;éthanol et vortex pendant 10 s. </li><li> Etiqueter une colonne spin pour chaque échantillon. Chargez l&#39;échantillon de 750 pi sur une colonne de spin. </li><li> Centrifuger les colonnes de centrifugation à 12 000 x g pendant 1 min. Jeter l&#39;écoulement. </li><li> Chargez les 750 pi restants sur une colonne et centrifuger à 12000 xg pendant 1 min. </li><li> Pour le pré-lavage, ajouter 400 pi de tampon ARN Prep à chaque colonne et centrifuger à 12000 xg pendant 1 min. Jeter l&#39;écoulement. </li><li> Pour le premier lavage, ajouter 800 ul d&#39;ARN tampon de lavage à chaque colonne et centrifuger à 12000 xg pendant 1 min. Jeter l&#39;écoulement. </li><li> Pour le second lavage, ajouter 400 ul d&#39;ARN tampon de lavage pour faire tourner la colonne et centrifuger à 12 000 xg pendant 1 min. Jeter l&#39;écoulement. </li><li> Pour le sèche-spin, centrifuger la colonne de centrifugation pour éliminer toute trace de tampon de lavage à 12.000 xg pendant 2 min. </li><li> transférer soigneusement la colonne de spin à un tube propre de 1,5 ml. </li><li> Ajouter un tampon d&#39;élution de 25 ul sur la colonne de centrifugation et laisser incuber pendant 1 minute à température ambiante. Cela permettra d&#39;accroître la récupération de l&#39;ARN viral à partir de la colonne. </li><li> Recueillir l&#39;ARN par centrifugation de la colonne de centrifugation à 10.000 g pendant 1 min. </li><li> Soit passer directement à RT-qPCR (étape 6) ou de l&#39;ARN du magasin à -70 ° C. </li></ol> 6. Mutiplex RT-qPCR Détection de génogroupe I et II norovirus, et Coliphage MS 2 (tableau complémentaire 2) <ol><li> surfaces de travail propres, pipettes, et les centrifugeuses avec une solution de décontamination RNase pour réduire la contamination possible. </li><li> Décongeler réactifs RT-qPCR sur la glace. ARN Thaw sur la glace (dans une zone / pièce séparée). </li><li> Déterminer le nombre de réactions et d&#39; ajouter au moins 10% de plus d&#39;entre eux (par exemple , si 10 réactions sont nécessaires, faire master mix pour 11). </li><li> Vortex composants individuels maître de mixage, à l&#39;exception de 25x RT-qPCR enzyme, pendant 5 s. Mélanger soigneusement l&#39;enzyme en tapotant le tube avec un doigt. </li><li> En bref maître centrifugeuse composants de mélange pour 5 s. </li><li> Préparer le mélange maître pour la détection par RT-PCR en temps réel des GI norovirus et GII selon les instructions du kit et ajouter des amorces et des sondes oligonucléotidiques spécifiques à norovirus dans un tube de 1,5 ml microcentrifugeuse (tableau complémentaire 3). </li><li> Mélanger le mélange maître par pipetage 5-10 fois haut et en bas (tourbillonnement est pas recommandé). Aliquoter 22 pi du mélange maître dans chaque puits de PCR en temps réel plaque de 96 puits. </li><li> ARN de l&#39;échantillon de Vortexpendant 5 secondes, et de recueillir par une brève (5 s) centrifugation. </li><li> Ajouter 3 ul d&#39;échantillon d&#39; ARN et GI et des contrôles positifs GII à la plaque de RT-PCR quantitative (suivi du modèle tableau 2). Ajouter 3 pi de nucléase-freewater dans les puits sans matrice de contrôle (CNT). </li><li> Sceller la plaque en temps réel avec un film adhésif optique. </li><li> centrifuger soigneusement la plaque en temps réel à 1300 xg pendant 1 min pour éliminer les bulles d&#39;air ou de gouttes liquides qui peuvent être présents dans les puits. </li><li> Mettre en place un temps réel de l&#39;instrument PCR et de mise en place des conditions thermocyclage suivantes: 1) étape de RT pendant 10 min. à 45 ° C (2) l&#39;activation de la polymérase Taq, 10 min. à 95 ° C et (3) 45 cycles de 15 s à 95 ° C et 60 s à 60 ° C. </li></ol> 7. Quantification des norovirus dans des échantillons écouvillon <ol><li> Vérifiez les résultats des contrôles positifs et négatifs pour valider les résultats de RT-qPCR (tableau complémentaire 3). </li><li> Déterminer si chaque courbe standard répond à lades valeurs acceptables indiquées dans le tableau complémentaire 2 et calculer l&#39;écart - type global de la courbe standard en utilisant l&#39; équation 1. (Équation 1)% d&#39; efficacité = 100 x 10 (moyenne Ct Valeurs-Intercept) / Slope. </li><li> Si le logiciel de cycleur thermique PCR ne calcule pas la pente pour chaque courbe standard, déterminer la pente et R 2 valeurs par régression en utilisant un logiciel statistique (par exemple Excel, SPSS ou SAS). En outre, le calcul du rendement de% pour les courbes standard suivantes équation I </li><li> Notez le nombre de copies d&#39;ARN calculées par le logiciel thermique du cycleur pour tous les échantillons à tester en fonction des courbes standard qui répondent aux critères spécifiés dans le tableau complémentaire 4. Relancez tous les échantillons avec des courbes standard t chapeau ne répondent pas aux critères ou des contrôles faux positifs. Vérifier les valeurs Ct de coliphage MS2, qui a été ajouté en tant que contrôle interne pour contrôler l&#39;inhibition PCR. </li><li> Déterminer le nombre total de copies d&#39;ARN per échantillon par la multiplication du nombre de copies d&#39;ARN calculé lors de l&#39;étape 7.2 par le rapport entre le volume (25 à 50 pi) de l&#39;éluant de l&#39;ARN total à celle de l&#39;ARN (3 à 5 ul) utilisé pour la réaction RT-PCR quantitative. En variante, le calcul de la densité de l&#39; ARN en divisant le nombre total de copies d&#39;ARN par la surface d&#39;objet (cm2) analysée. </li></ol> 8. génotypage des échantillons en temps réel RT-PCR positifs par imbriquée Amplification PCR conventionnelle Hemi <ol><li> Préparer le premier tour de mélange maître pour chaque ensemble amorce de l&#39;essai de RT-PCR (Tableaux supplémentaires 2 et 5). </li><li> Ajouter 5 pi de norovirus ARN positif à 20 pi de mélange maître. </li><li> Exécuter la RT-PCR dans les conditions suivantes: (1) étape de RT pendant 30 min à 42 ° C (2) l&#39;activation de la Taq polymérase, 15 min à 95 ° C, et (3) 40 cycles de 30 s à 95 ° C, , 30 s à 50 ° C et 60 secondes à 72 ° C. Après 40 cycles, incuber pendant 10 min supplémentaires à 72 ° C. </li><li>Préparer le second tour de mater mélange pour chaque ensemble amorce de l&#39;essai de RT-PCR (Tableaux supplémentaires 2 et 5). </li><li> Ajouter 23 ul mélange maître et ajouter 2 pi de produits de RT-PCR du premier tour (de premier tour) à chaque tube (idéalement le produit du premier tour doit être dilué au 1/10 dans de l&#39;eau sans RNase). </li><li> Répétez l&#39;étape 8.3. </li><li> Préparer un gel d&#39;agarose à 2% dans de l&#39;EDTA 100 ml 1x Tris-acétate (Tris 40 mM, acide acétique 20 mM et EDTA 1 mM, à pH 8,3). Après dissolution de l&#39;agarose par chauffage du mélange dans un four à micro-ondes, ajouter 10 pi de colorant d&#39;acide nucléique pour 100 ml de gel préparé après refroidissement du mélange à 60-70 ° C, verser le gel et insérer les peignes. Laissez le gel reposer pendant au moins 30 min. </li><li> Mélanger 15 pi de chaque produit de RT-PCR avec 3 pi de 6x colorant de chargement. Charge 15 pi de chaque échantillon et l&#39;électrophorèse du gel d&#39;agarose à 100 V pendant 1 h. </li><li> fragments cible d&#39;accise RT-PCR de taille appropriée (330 pb pour GI et 341 pb pour GII) de l&#39;un de gelD purifier l&#39;ARN en utilisant un kit d&#39;extraction de gel commercial. Le produit de PCR purifié peut maintenant être utilisé pour le séquençage de Sanger. </li></ol>

<ol><li>Isakbaeva, E. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Norovirus+transmission+on+cruise+ship%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Norovirus transmission on cruise ship.</a> Emerg. Infect. Dis. 11, 154-158 (2005).</li>
<li>Lopman, B. A., Gastañaduy, P., Park, G. W., Hall, A. J., Parashar, U. D., Vinjé, P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22440972">Environmental transmission of norovirus gastroenteritis.</a> Curr. Opin. Virol. 2 (1), 1-7 (2011).</li>
<li>Malek, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outbreak+of+norovirus+infection+among+river+rafters+associated+with+packaged+delicatessen+meat%2C+Grand+Canyon%2C+2005%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Infect+Dis%22%5BJournal%5D)">Outbreak of norovirus infection among river rafters associated with packaged delicatessen meat, Grand Canyon, 2005.</a> Clin Infect Dis. 48 (1), 31-37 (2009).</li>
<li>Atmar, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Norwalk+virus+shedding+after+experimental+human+infection%5BTitle%5D)+AND+%22Emerg.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Norwalk virus shedding after experimental human infection.</a> Emerg. Infect. Dis. 14 (10), 1553-1557 (2008).</li>
<li><a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3880795/">Norovirus gastroenteritis.</a> N. Engl. J. Med. Glass, R. I., Parashar, U. D., Estes, M. K. 361 (18), 1776-1785 (2009).</li>
<li>Park, G. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+a+New+Environmental+Sampling+Protocol+for+Detection+of+Human+Norovirus+on+Inanimate+Surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of a New Environmental Sampling Protocol for Detection of Human Norovirus on Inanimate Surfaces.</a> Appl. Environ. Microbiol. 81 (17), 5987-5992 (2015).</li>
<li>Barker, J., Jones, M. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+potential+spread+of+infection+caused+by+aerosol+contamination+of+surfaces+after+flushing+a+domestic+toilet%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">The potential spread of infection caused by aerosol contamination of surfaces after flushing a domestic toilet.</a> J. Appl. Microbiol. 99, 339-347 (2005).</li>
<li>Tung-Thompson, G., Libera, D. A., Koch, K. L., de Los Reyes, F. L., Jaykus, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aerosolization+of+a+Human+Norovirus+Surrogate%2C+Bacteriophage+MS2%2C+during+Simulated+Vomiting%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Aerosolization of a Human Norovirus Surrogate, Bacteriophage MS2, during Simulated Vomiting.</a> PloS one. 10, 0134277(2015).</li>
<li>Atmar, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+the+50%25+human+infectious+dose+for+Norwalk+virus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Determination of the 50% human infectious dose for Norwalk virus.</a> J. Infect. Dis. 209 (7), 1016-1022 (2014).</li>
<li>Petrignani, M., van Beek, J., Borsboom, G., Richardus, J. H., Koopmans, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Norovirus+introduction+routes+into+nursing+homes+and+risk+factors+for+spread%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis+of+observational+studies%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Hosp.+Infect%22%5BJournal%5D)">Norovirus introduction routes into nursing homes and risk factors for spread: a systematic review and meta-analysis of observational studies.</a> J. Hosp. Infect. 89 (3), 163-178 (2015).</li>
<li><a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/mm5651a2.htm">Centers for Disease Control Prevention. Norovirus outbreak in an elementary school--District of Columbia, February 2007.</a> MMWR. Morb. Mortal. Wkly. Rep. 56 (51-52), 1340-1343 (2008).</li>
<li>Cheesbrough, J. S., Barkess-Jones, L., Brown, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Possible+prolonged+environmental+survival+of+small+round+structured+viruses%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Hosp.+Infect%22%5BJournal%5D)">Possible prolonged environmental survival of small round structured viruses.</a> J. Hosp. Infect. 35, 325-326 (1997).</li>
<li>Julian, T. R., Tamayo, F. J., Leckie, J. O., Boehm, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+surface+sampling+methods+for+virus+recovery+from+fomites%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Comparison of surface sampling methods for virus recovery from fomites.</a> Appl. Environ. Microbiol. 77, 6918-6925 (2011).</li>
<li>Taku, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concentration+and+detection+of+caliciviruses+from+food+contact+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Food.+Prot%22%5BJournal%5D)">Concentration and detection of caliciviruses from food contact surfaces.</a> J. Food. Prot. 65, 999-1004 (2002).</li>
<li>Scherer, K., Ellerbroek, L., Schulenburg, J., Johne, R., Klein, G. <a target="_blank" href="http://link.springer.com/article/10.1007/s12560-008-9007-0">Application of a swab sampling method for the detection of norovirus and rotavirus on artifically contaminated food and environmental surfaces.</a> Food. Environ. Virol. 1 (42), 42-49 (2009).</li>
<li>Herzog, A. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+sample+recovery+efficiency+for+bacteriophage+P22+on+fomites%5BTitle%5D)+AND+%22Appl.+Environ.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Evaluation of sample recovery efficiency for bacteriophage P22 on fomites.</a> Appl. Environ. Microbiol. 78, 7915-7922 (2012).</li>
<li>Vega, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CaliciNet%3A+A+Novel+Surveillance+Network+for+Norovirus+Gastroenteritis+Outbreaks+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Emerging+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">CaliciNet: A Novel Surveillance Network for Norovirus Gastroenteritis Outbreaks in the United States.</a> Emerging Infectious Diseases. 17 (8), 1389-1395 (2011).</li>
<li>Rolfe, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+internally+controlled%2C+one-step%2C+real-time+RT-PCR+assay+for+norovirus+detection+and+genogrouping%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Virol%22%5BJournal%5D)">An internally controlled, one-step, real-time RT-PCR assay for norovirus detection and genogrouping.</a> J Clin Virol. 39 (4), 318-321 (2007).</li>
<li>Kittigul, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Norovirus+GII-4+2006b+variant+circulating+in+patients+with+acute+Thailand+during+a+2006-2007+study%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Virol%22%5BJournal%5D)">Norovirus GII-4 2006b variant circulating in patients with acute Thailand during a 2006-2007 study.</a> J. Med. Virol. 82 (5), 854-860 (2010).</li>
<li>Teunis, P. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Norwalk+virus%3A+how+infectious+is+it%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Virol%22%5BJournal%5D)">Norwalk virus: how infectious is it.</a> J. Med. Virol. 80 (8), 1468-1476 (2008).</li>
<li>Wollants, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+a+norovirus+sampling+method+using+sodium+dodecyl+sulfate%2FEDTA-pretreated+chromatography+paper+strips%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Virol.+Methods%22%5BJournal%5D)">Evaluation of a norovirus sampling method using sodium dodecyl sulfate/EDTA-pretreated chromatography paper strips.</a> J. Virol. Methods. 122, 45-48 (2004).</li>
<li>Weir, M. H., Shibata, T., Masago, Y., Cologgi, D., Rose, J. B. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/27154208">The Effect of Surface Sampling and Recovery of Viruses and Non-Spore Forming Bacteria on a QMRA Model for Fomites.</a> Environ. Sci. Technol. 50 (11), 5945-5952 (2016).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.iso.org/iso/catalogue_detail.htm?csnumber=55382">Microbiology of food and animal feed-Horizontal method for determination of hepatitis A virus and norovirus in food using real-time RT-PCR.</a> International Organization for Standardization (ISO). , Report No. ISO/TS 15216-1:2013(E) (2013).</li>
<li>Huslage, K., Rutala, W. A., Sickbert-Bennett, E., Weber, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+approach+to+defining+%22high-touch%22+surfaces+in+hospitals%5BTitle%5D)+AND+%22Infect.+Control.+Hosp.+Epidemiol%22%5BJournal%5D)">A quantitative approach to defining "high-touch" surfaces in hospitals.</a> Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 31 (8), 850-853 (2010).</li>
<li>Wu, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+norovirus+outbreak+at+a+long-term-care+facility%3A+the+role+of+environmental+surface+contamination%5BTitle%5D)+AND+%22Infect.+Control.+Hosp.+Epidemiol%22%5BJournal%5D)">A norovirus outbreak at a long-term-care facility: the role of environmental surface contamination.</a> Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 26 (10), 802-810 (2005).</li>
<li>Ikner, L. A., Gerba, C. P., Bright, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concentration+and+recovery+of+viruses+from+water%3A+a+comprehensive+review%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Environ.+Virol%22%5BJournal%5D)">Concentration and recovery of viruses from water: a comprehensive review.</a> Food Environ. Virol. 4 (2), 41-67 (2012).</li>
<li>Gallimore, C. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Environmental+monitoring+for+gastroenteric+viruses+in+a+pediatric+primary+immunodeficiency+unit%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Environmental monitoring for gastroenteric viruses in a pediatric primary immunodeficiency unit.</a> J. Clin. Microbiol. 44 (2), 395-399 (2006).</li>
<li>Ganime, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissemination+of+human+adenoviruses+and+rotavirus+species+A+on+fomites+of+hospital+pediatric+units%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Infect+Control%22%5BJournal%5D)">Dissemination of human adenoviruses and rotavirus species A on fomites of hospital pediatric units.</a> Am J Infect Control. , (2016).</li>
<li>Verani, M., Bigazzi, R., Carducci, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Viral+contamination+of+aerosol+and+surfaces+through+toilet+use+in+health+care+and+other+settings%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Infect+Control%22%5BJournal%5D)">Viral contamination of aerosol and surfaces through toilet use in health care and other settings.</a> Am J Infect Control. 42 (7), 758-762 (2014).</li>
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Les auteurs n’ont pas d’intérêts conflictuels. Les constatations et les conclusions de ce rapport sont celles des auteurs et ne représentent pas nécessairement la position officielle des Centers for Disease Control and Prevention.

Les norovirus ont une dose infectieuse humaine de 50% entre 18 et 10 3 particules virales 20. Par conséquent, la contamination même de bas niveau des surfaces peut poser un risque pour la santé publique. Plusieurs aspects du protocole écouvillon d&#39;échantillonnage ont été évalués, y compris: 1) différents matériaux écouvillon, 2) écouvillons de condition de stockage pendant le transport, 3) la concentration de l&#39;ARN viral, et 4) coliphage MS2 que le contrôle de l&#39;extraction ...

<html> Les norovirus humains sont une cause majeure de l&#39; épidémie et de gastro - entérite aiguë sporadique dans le monde entier 1, 2, 3. Le virus est extrêmement contagieux et la transmission se fait par personne directement à l&#39;interaction personne ou indirectement par le contact avec des aliments contaminés, l&#39;eau ou des surfaces environnementales. Les norovirus peuvent être versées pour des périodes prolongées et prolongé la survie du virus sur des surfaces environnementales a été documentée 1, 2, 3. Au cours de l&#39; excrétion de pointe, des milliards de particules virales sont libérées par gramme de fèces, vomi et contient également un nombre suffisant de particules virales pour causer une infection 4, 5, 6, 7, 8,ef &quot;&gt; 9, 10. En outre, le transfert du virus entre les surfaces inanimées et la peau humaine peut se produire facilement 2, 11, 12. Par conséquent, la surveillance de la contamination de l&#39; environnement peut aider dans les enquêtes sur les éclosions et à évaluer l&#39;efficacité du nettoyage et procédures de désinfection. Plusieurs protocoles d&#39;échantillonnage ont été décrits pour la détection du rotavirus, le coliphage MS2, calicivirus félin (FCV) et P22 du bactériophage 13, 14, 15, 16. Cependant, les conditions de validation décrites dans ces études, y compris la dessiccation rapide (&lt;1 h) et de petites surfaces (25 x 100 cm 2), peuvent ne pas représenter adéquatement les paramètres sur le terrain. En outre, le faible taux de contamination de enviro attendueles surfaces nnement exigent des protocoles qui sont capables de détecter de très peu de particules virales. Nous avons développé une méthode d&#39;échantillonnage de surface à base macromousse pour la détection et le typage des norovirus. Cette méthode a été validée lors de plusieurs éclosions de norovirus. Le protocole comprend 1) la manière de recueillir des échantillons d&#39;écouvillons des surfaces environnementales (2) la façon de maintenir la meilleure intégrité des échantillons lors de la collecte et l&#39;expédition au laboratoire, et 3) les tests de laboratoire et le typage des norovirus.

<table><tbody><tr><td>Nom générique des kits</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Écouvillon Macrofoam</td><td>Prehumidened EnviroMax Swabkit&nbsp ;</td><td>Puritan</td><td>2588060PFUW</td></tr><<tr><td>Tampon de lyse d>ARNfort&nbsp ; </td><td>CDC Tampon UNEX</td><td>Microbiologics</td><td>N° MR0501</td></tr><tr><td>Extraction de l’ARN </td><td>Midi Colonne</td><td>Omega Biotek</td><td>N° de Cat R6664-02</td></tr><tr><td>RNA purification spin column</td><td>Zymol RNA Clean and Concentrator kit&nbsp ;</td><td>Zymo Research</td><td>Cat No R1016</td></tr><tr><td>Kit RT-PCR en temps réel</td><td>AgPath Kit RT-PCR en une étape Life</td><td>Technologies</td><td>Cat No 4387391</td></tr><tr><td>Kit RT-PCR conventionnel</td><td>Qiagen Kit RT-PCR en une étape</td><td>Kit Qiagen</td><td>Cat No 210212</td></tr><tr><td>Kit d’extraction de gel</td><td>Qiagen QIAkit d’extraction de gel rapide</td><td>Qiagen Kit</td><td>Cat N° 28704 ou 28706</td></tr><tr><td></td><td>Coliphage MS2</td><td>ATCC</td><td>N° de Cat 15597-B1</td></tr><tr><td></td><td>Transcriptions d’écoulement de l’ARN Plateforme</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>de PCR en temps réel Applied</td><td>Biosystems</td><td>Modèle ABI 7500</td></tr><tr><td></td><td>Plaque de réaction optique à 96 puits</td><td>Thermo Scientific</td><td>Cat N° 4316813</td></tr><tr><td></td><td><a href="http://www.thermofisher.com/order/catalog/en/US/adirect/%20https:/www.thermofisher.com/order/catalog/en/US/adirect/lt?cmd=catProductDetail&amp ; showAddButton=true& productID=4306311&_bcs_=H4sIAAAAAAAAAI1RTWvDMAz9Nb4srDg2yXpNW3rZVyHbuRhHSQx2HWwnJf9%2BUkO6scMYGEmWnqX3%0A5Mec8e0p %2BGbUKWZMlFkNYTIa4h %2F5PqWByYqJI57r9bpJPQTnWxPRb7R3mB4jGrig6b0DdD40WOyT %0As9iBCUmHb1MYge78iYi06ZznPEd0exacF6LkD5h %2BNTr4yg1II0DH5C6rmh6imSA7GuuInsIq5TUy %0AjD6Yf %2FKU1Zav3NBrlZT13cr8s0ajGhNAJ4xsYvKoXcPkAYEHEwer5jrNFuWVdF1ieajNpbPwAhPY %0AvUrQ %2BTAjAt88w4zlm8Ly %2FYRha2yiyeUSUJM35ajHt %2BZiUS0KuWNityrHkLSjuyHUDbkgfuxgbfwx % 0AD9Q0vydo9rrs4te675%2FTKhvpd74AhB0C9yUCAAA %3D& returnURL=http%3A%2F%2Fwww.thermofisher.com %3A80%2Forder %2Fcatalog %2Fen %2FUS %2Fadirect %2Flt %3Fcmd %3DcatDisplayStyle %26catKey %3D101%26filterType %3D1%26OP %3Dfilter %26filter %3Dft_1101%252Ff_2005260*">MicroAmp Clear Adhesive Film&nbsp ; </a></td><td>Thermo Scientific</td><td>Cat No 4306311</td></tr></tbody></table>

swab méthode d&#39;échantillonnage pour la détection des norovirus humains sur les surfaces

Swab Sampling Method for the Detection of Human Norovirus on Surfaces

Les norovirus humains sont une cause majeure de l&#39;épidémie et la gastro-entérite sporadique dans le monde entier. Parce que la plupart des infections sont soit répartis directement par la voie de personne à personne ou indirectement par l&#39;intermédiaire de surfaces ou de la nourriture de l&#39;environnement, matières contaminées et les surfaces inanimées sont des véhicules importants pour la propagation du virus au cours des flambées de norovirus. Nous avons développé et évalué un protocole utilisant des tampons de macromousse pour la détection et le typage des norovirus humains des surfaces dures. Comparé avec des tampons de fibres à pointe ou des lingettes antistatiques, des tampons de macromousse permettent la récupération du virus (plage de 1,2 à 33,6%) des surfaces de siège de toilette jusqu&#39;à 700 cm 2. Le protocole comporte les étapes d&#39;extraction du virus à partir des tampons et une plus grande concentration de l&#39;ARN viral en utilisant des colonnes de centrifugation. Au total, 127 (58,5%) des 217 échantillons de frottis qui avaient été recueillies à partir de surfaces à bord des navires de croisière et les établissements de soins de longue durée où norovirus gastro-entérite avait étérapporté testé positif pour GII norovirus par RT-qPCR. 29 d&#39;entre eux (22,8%) pourrait être génotypés avec succès. En conclusion, la détection des norovirus sur des surfaces environnementales en utilisant le protocole que nous avons développé peut aider à déterminer le niveau de contamination de l&#39;environnement pendant les épidémies, ainsi que la détection du virus lorsque les échantillons cliniques ne sont pas disponibles; il peut également faciliter le suivi de l&#39;efficacité des stratégies d&#39;assainissement.

La figure 1 présente un organigramme du protocole tampon d&#39;échantillonnage. Ce protocole se compose de quatre étapes principales; 1) la collecte d&#39;échantillon, 2) le stockage et le transport d&#39;échantillons, 3) la purification de l&#39;ARN viral et de la concentration, et 4) l&#39;essai de RT-PCR quantitative et génotypage. <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/55205/55205fig1.jpg" /> <str...

Une méthodologie d’échantillonnage basée sur la macromousse a été développée et évaluée pour la détection et la quantification des norovirus sur les surfaces dures de l’environnement.

Swab Méthode d&#39;échantillonnage pour la détection des norovirus humains sur les surfaces

Human noroviruses are a leading cause of epidemic and sporadic gastroenteritis worldwide. Because most infections are either spread directly via the ...

Le but général de notre méthode d'échantillonnage de surfaces basée sur la macro-éponge est d'identifier l'étiologie d'un épisode épidémique, d'évaluer globalement la dynamique de contamination environnementale par le virus et l'efficacité des stratégies de remédiation contre le norovirus. Ce protocole décrit comment prélever un échantillon par écouvillon sur une surface environnementale, comment ces écouvillons doivent être stockés et transportés, et quel protocole de laboratoire est recommandé pour la détection et le typage du norovirus à partir de ces échantillons. Les améliorations notables apportées par ce protocole d'échantillonnage environnemental pour les norovirus sont la détermination du meilleur type de matériau d'écouvillon, la quantité de norovirus pouvant être récupérée à partir de surfaces dures, ainsi que la possibilité d'utiliser efficacement ce protocole pour échantillonner de plus grandes surfaces. Dans cette vidéo, deux de mes chercheurs, Geun Woo Park et Preeti Chhabra, démontreront le protocole de prélèvement par écouvillon pour la détection et le typage des norovirus. Pour commencer le prélèvement, rendez-vous sur le site d'échantillonnage et passez l'écouvillon sur la zone d'échantillonnage en effectuant un mouvement horizontal, un mouvement vertical et un mouvement diagonal. Placez chaque écouvillon dans un tube séparé et vissez fermement le bouchon.Prélève des surfaces en acier inoxydable, une surface de siège de toilette et une poignée de porte. Ensuite, étiquette un tube de 15 millilitres et une colonne RNA Midi pour chaque échantillon. Inclus un témoin négatif d'extraction dans chaque expérience.Préparez un flacon vide pour recueillir les déchets de tampon d'extraction universelle des acides nucléiques, ou UNEX. Pour préparer la solution de lyse pour 10 écouvillons, mélangez 25 millilitres de tampon UNEX avec 25 millilitres de PBST. Ajoutez 50 microlitres de suspension de coliphage MS2 à 50 millilitres de solution de lyse.Placer un écouvillon dans un tube de 15 millilitres et ajouter cinq millilitres de solution de lyse. Mélanger l'écouvillon dans la solution, puis incuber le mélange à température ambiante. Ajouter cinq millilitres d'éthanol à 100 % dans chaque tube, puis vortexer les tubes pendant 10 secondes.Retirer soigneusement le swab du tube de 15 millilitres en l'appuyant doucement contre la paroi du tube pour éliminer l'excès de liquide, puis jeter le swab. Transférer soigneusement 4,5 millilitres du mélange d'éthanol UNEX sur une colonne Midi et centrifuger la colonne. Après la centrifugation, éliminer le filtrat.Chargez à nouveau 4,5 millilitres du même mélange sur la même colonne, puis centrifugez la colonne. Jetez le filtrat. Pour le premier lavage, ajoutez 3,5 millilitres d'éthanol à 70 % sur la colonne Midi, puis centrifugez la colonne.Après la centrifugation, éliminez le filtrat. Pour le deuxième lavage, ajoutez encore 3,5 millilitres d'éthanol à 70 % sur la colonne Midi. Centrifugez et éliminez le filtrat.Pour la centrifugation à sec, centrifuger les colonnes Midi afin d'éliminer toute trace d'éthanol. Placer la colonne Midi dans un nouveau tube de centrifugation de 15 millilitres. Ajouter 250 microlitres de tampon d'élution sur la colonne Midi, puis attendre une minute avant de centrifuger afin d'obtenir la récupération maximale d'ARN viral.Ajouter 500 microlitres de tampon de liaison à l'ARN à 250 microlitres d'ARN, puis vortexer le mélange pendant 10 secondes. Ajouter 750 microlitres d'éthanol à 100 %, puis vortexer pendant 10 secondes. Ensuite, étiqueter une colonne de centrifugation pour chaque échantillon.Chargez l'échantillon de 750 microlitres sur une colonne de centrifugation et centrifugez les colonnes. Jetez l'écoulement. Chargez les 750 microlitres restants sur une colonne de centrifugation et centrifugez les colonnes.Pour le pré-lavage, ajouter 400 microlitres de tampon de préparation de l'ARN dans chaque colonne de centrifugation, puis centrifuger la colonne. Jeter le liquide de passage. Pour le premier lavage, ajouter 800 microlitres de tampon de lavage de l'ARN dans chaque colonne de centrifugation, puis centrifuger les colonnes.Jetez le flux sortant. Pour le deuxième lavage, ajoutez 400 microlitres de tampon de lavage pour ARN dans chaque colonne de centrifugation et centrifugez-les. Jetez le flux sortant.Pour la centrifugation à sec, centrifuger la colonne de centrifugation afin d'éliminer toute trace de tampon de lavage. Transférer soigneusement la colonne de centrifugation dans un tube microcentrifuge propre de 1,5 millilitre. Ajouter 25 microlitres de tampon d'élution sur la colonne de centrifugation, puis incuber la colonne pendant une minute à température ambiante afin d'augmenter la récupération de l'ARN viral à partir de la colonne.Recueillir l'ARN en centrifugeant la colonne de centrifugation à 10 000 ×g pendant une minute. Passer directement à la PCR en temps réel. Avant de poursuivre avec la RT-PCR multiplex en temps réel, nettoyer les surfaces de travail, les pipettes et les centrifugeuses avec une solution de décontamination anti-RNase.Dégeler les réactifs de PCR en temps réel sur de la glace. Dégeler l'ARN échantillon sur de la glace dans un endroit séparé. Déterminer le nombre de réactions et préparer au moins 10 % de réactif supplémentaire pour le mélange maître afin de compenser les pertes lors du pipetage.Ensuite, vortexez les composants individuels du mélange maître pendant cinq secondes. Mélangez soigneusement l'enzyme en tapotant délicatement le tube. Centrifugez brièvement les composants du mélange maître pendant cinq secondes.Ensuite, préparez le mélange maître pour la détection par RT-PCR des norovirus G1 et G2 conformément aux instructions du kit, et ajoutez les amorces et sondes oligonucléotidiques spécifiques des norovirus dans un tube microcentrifuge de 1,5 millilitre. Puis, mélangez le mélange maître en pipetant sept fois de haut en bas. Répartissez 22 microlitres du mélange maître dans chaque puits de la plaque de PCR en temps réel.Vortexez l'ARN échantillon pendant cinq secondes, puis rassemblez le contenu par une centrifugation de cinq secondes. Ajoutez trois microlitres de contrôles positifs d'ARN échantillon ainsi que des dilutions sérielles au 1/10 des ARN transcrits G1 et G2 dans la plaque de PCR en temps réel. Ajoutez trois microlitres d'eau sans nucléase dans les puits du contrôle sans matrice, ou NTC.Scellez la plaque avec un film adhésif optique. Faites centrifuger soigneusement la plaque à 1 300 × g pendant une minute afin d'éliminer toute bulle d'air ou goutte de liquide pouvant être présente dans les puits. Ensuite, préparez la PCR en temps réel et saisissez les conditions de thermocyclage.Déterminez les courbes standards pour les transcrits G1 et G2. Convertissez les valeurs de Ct en copies d'ARN à l'aide de la courbe standard respective. Prenez le rapport entre le volume de l'éluate total d'ARN et la quantité totale d'ARN utilisée pour le dosage en temps réel afin de calculer le nombre total de copies d'ARN par échantillon.Pour génotyper les échantillons positifs au norovirus à l'aide d'une RT-PCR conventionnelle hémiconvenue, préparez d'abord un mélange maître pour le premier tour de RT-PCR, puis distribuez des aliquotes de 20 microlitres dans des tubes PCR préétiquetés. Ajoutez cinq microlitres d'ARN à chaque tube. Une fois le premier tour de RT-PCR terminé, préparez un mélange maître pour le second tour de PCR hémiconvenu en distribuant des aliquotes de 23 microlitres dans de nouveaux tubes.Enfin, ajoutez deux microlitres du produit de la première PCR à chaque tube. La méthode d'échantillonnage par écouvillonnage à base de macro-écume a été testée sur le terrain sur des échantillons prélevés à bord d'un navire de croisière ayant signalé des cas de gastro-entérite à norovirus suspecté. Quatre des 17 échantillons d'écouvillons positifs au norovirus ont pu être génotypés, et tous les échantillons présentaient des séquences G2 identiques.La détermination de la charge virale a permis d'évaluer les surfaces fortement contaminées, comme les sièges de toilettes. La relation des valeurs de seuil de cycle, ou valeurs Ct, a été déterminée par RT-PCR en temps réel en fonction de la capacité à séquencer ces échantillons. Au total, 127 échantillons de prélèvements au coton-tige sur 217 se sont révélés positifs pour le norovirus G2.Les échantillons de prélèvements avec des valeurs de Ct comprises entre 24 et 27 et entre 28 et 31 ont été génotypés à des taux respectifs de 100 % et 72,2 %. En revanche, seuls 22 % et 1,6 % des échantillons de prélèvements ayant des valeurs de Ct comprises entre 32 et 36 et entre 37 et 40 ont été séquencés avec succès. Comme nous l'avons démontré, ce protocole permet de déterminer le niveau de contamination environnementale pendant les épidémies de norovirus, de détecter la cause possible d'une épidémie lorsque des échantillons cliniques ne sont pas disponibles, ainsi que d'évaluer l'efficacité des pratiques de nettoyage.Pour obtenir le résultat le plus précis possible, il est très important de suivre ce protocole exactement afin de minimiser les variations des résultats entre les différents échantillons.

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