Livraison Intracanalaire le lapin glande mammaire

L’objectif global de cette procédure est d’administrer des solutions aqueuses au canal mammaire du lapin et de visualiser l’administration intracanalaire par imagerie par échographie. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés dans le domaine de la biologie du sein, telles que la façon dont les traitements interagissent différemment avec l’environnement canalaire mammaire par rapport à d’autres sites d’administration. Le principal avantage de cette technique est que le réactif de contraste d’imagerie ou toute thérapeutique potentielle à évaluer peuvent être administrés localement au tissu où se forment les lésions mammaires.

Amelia Clark, une technicienne de mon laboratoire, fera la démonstration de la technique. Pour commencer cette procédure, rasez soigneusement l’abdomen caudal d’un lapin anesthésié dans la zone autour des troisième et quatrième paires de trayons inguinaux. Une fois la majorité des poils épilés, appliquez la crème dépilatoire sur les zones rasées et 10 minutes après l’application, retirez la crème à l’aide d’une serviette en papier humide imbibée d’eau tiède.

Essuyez ensuite la zone avec des tampons de gaze imbibés d’alcool pour nettoyer le site d’injection. Placez le lapin sur son dos dans une auge en forme de V doublée d’une couverture d’eau chaude à recirculation dans un tampon absorbant. Pour préparer le produit de contraste, reconstituez-le selon les instructions du fabricant.

Ensuite, secouez doucement le flacon pour mélanger. L’agent de contraste utilisé ici est stable à température ambiante pendant quatre à six heures après la reconstitution. Dans cette procédure, localisez les troisième et quatrième paires de trayons inguinaux à injecter.

Ensuite, chargez 0,2 millilitre de solution saline stérile 0,9 dans une seringue à tuberculine Luer Lock d’un millilitre avec une aiguille de calibre 22. Jetez l’aiguille de calibre 22 une fois que la solution saline est dans la seringue et remplacez-la par une aiguille stérile de calibre 25. Ensuite, essuyez délicatement la zone avec de l’alcool isopropylique à 85 % sur un tampon de guaze.

Avec le biseau de l’aiguille vers le haut et la seringue parallèle au corps de l’animal, insérez l’aiguille sur le côté du trayon et injectez lentement 0,1 à 0,2 millilitre de solution saline pour permettre une meilleure visualisation des ouvertures canalaires. Ensuite, chargez 0,2 millilitre de solution injectable dans une seringue à tuberculine Luer Lock d’un millilitre. Tenez doucement la tétine avec le pouce et l’index et soulevez-la légèrement pour l’injection intracanalaire.

Tout en maintenant la position relevée de la tétine, canulez soigneusement le canal d’intérêt à l’aide d’une aiguille à pointe émoussée de calibre 25. Après la canulation, tournez doucement la seringue Luer Lock sur le moyeu de l’aiguille de perfusion à embout émoussé jusqu’à ce qu’elle soit verrouillée en place. Soulevez le trayon et injectez la solution lentement pour minimiser les dommages potentiels causés par les fluides se déplaçant rapidement dans le conduit.

Appliquez maintenant une quantité généreuse de gel à ultrasons centrifugé sur la peau de la zone d’intérêt. Assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles dans le gel, car elles compromettraient la qualité de l’image. Réglez ensuite la profondeur d’imagerie sur six millimètres.

Placez le transducteur de 21 mégahertz en contact avec le gel et balayez la zone d’intérêt en mode B. Observez le produit de contraste dans la région balayée, y compris l’ouverture canalaire et tout au long du conduit pour confirmer la réussite de l’administration intracanalaire. Capturez et enregistrez ensuite l’image.

Retirez le gel à ultrasons de la peau de l’animal à l’aide de compresses de gaze. Ensuite, inspectez le site d’injection et assurez-vous qu’il n’y a aucun signe de traumatisme dans la région des trayons ou dans les tissus environnants. Un gonflement dans la zone entourant le trayon indique probablement une injection de coussinet adipeux mammaire plutôt qu’une injection intracanalaire réussie.

Le réactif de contraste est localisé immédiatement après l’administration et est visualisé 30 minutes après l’administration et 45 minutes après l’administration. La persistance du réactif à l’intérieur du canal mammaire permet une visualisation pendant toute la durée de ce processus. Cette image montre l’aspect extérieur après l’injection intracanalaire de 0,2 millilitres de solution de bleu d’Evans.

Lors de l’ouverture de la peau, Evans blue permet de visualiser l’ensemble de l’arbre canalaire mammaire et confirme la structure canalaire intacte. Et cette image montre l’ensemble du spécimen de monture d’une région de la glande mammaire inguinale après fixation et coloration à l’alun carmin. Une fois maîtrisée, cette technique peut être réalisée en 15 minutes environ, à l’exclusion du temps nécessaire pour permettre à l’anesthésie de faire effet.

Lors de cette procédure, il est important de ne pas oublier de soulever la tétine pour redresser les conduits lors de l’accouchement intracanalaire. Suivez en tout temps les directives de votre établissement en matière de bien-être animal. À la suite de cette procédure, d’autres méthodes telles que l’imagerie avancée ou les analyses de tissus finaux telles qu’un lizo ou une immunohistochimie peuvent être effectuées pour répondre à des questions supplémentaires sur la pharmacodynamique ou les changements morphologiques au niveau tissulaire induits par l’administration d’un agent thérapeutique.

Après son développement, cette technique ouvre la voie aux chercheurs en biologie mammaire pour explorer l’administration d’agents d’imagerie ainsi que de thérapies dans le canal mammaire à l’avenir. Après avoir regardé cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la façon d’effectuer une administration intracanalaire à la glande mammaire du lapin.