Name: Production de deletion rapide dans les champignons via Agrobacterium Transformation médiatisée des constructions de suppression OSCAR (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-06-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 24 s
Description: Découvrez la méthode OSCAR pour générer des délétions géniques précises chez les champignons via transformation par Agrobacterium. Cette technique rapide permet d'étudier les fonctions géniques et la pathogénicité fongique.

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Les auteurs remercient les étudiants de premier cycle et de lycée suivants pour leur travail de génération de mutants OSCAR dans les verticillioiodes de Fusarium : Anjellica Miller, Athar Naseer, Xiu Lin, Katelyn Woodburry, Chelsea Patterson, Kathleen Robertson, Krystina Bradley, Ashton Rogers, Alexis McKensie, Manny Hernandez Ashli ​​Crepsac, Jeff Delong, Christian King, Gi Jeong, Maria Belding, Christy Burre, Daniel O&#39;Meara, Lauren (Victoria) Cook, Jake Goodman, Sampriti De, Oge Okoye, Alyssa Beckstead, Garrett Hibbs, Nick Goldstein, Caroline Twum Chris Benson, Louis Stokes, Hannah Itell, Jane Hulse, Jasim Mohammed, James Loggins, Kelli Russell, Gre&#39;Nisha Jones, Kristin Sheaffer, Mariam Hammady, Ava Wilson, Katrina Bazemore, Toney Harper, Karlin McGhee, Mohmed Momin, Rima Momin , Thi Ngoc Le et Angel Pham.

1. Conception d&#39;amorce pour l&#39;amplification par PCR des flancs de gènes <ol><li> Téléchargez dans un fichier de traitement de texte la région génomique du gène d&#39;intérêt (GOI), y compris le cadre de lecture ouvert (ORF) et au moins 2 kb flanquant le gène de chaque côté de FungiDB ou d&#39;autres ressources de données génomiques. </li><li> Mettez en surbrillance l&#39;ORF destiné à la suppression et à l&#39;amorçage des étiquettes et à l&#39;arrêt des codons. </li><li> Identifiez et mettez en évidence les ORF adjacents dans la séquence téléchargée. </li><li> Utilisez l&#39;extrémité de 5 kb de l&#39;ORF GOI et l&#39;outil de conception d&#39;amorce (voir la liste des matériaux) pour concevoir la paroi d&#39;amorce PCR O1 et O2 pour générer un produit de taille minimale de 1 kb. Veillez à ne pas toucher les ORF adjacents. <ol><li> Collez le flanc de 5 kb de 5 &#39;dans la fenêtre &quot;Entrée de séquence&quot;. Cliquez sur &quot;Afficher les paramètres personnalisés&quot;. Entrez les paramètres de conception personnalisés suivants: amorce TM 58 (min), 60 (opt) et 62 (max); Primaire GC 40 (min), 50 (opt) et 60 (max); Primer Taille 22 (min), 24 (opt) et 26(Max.); Amplicon Taille 1250 (min), 1500 (opt) et 2000 (max.). </li><li> Choisissez le résultat qui place l&#39;amorce inverse (O2) la plus proche de l&#39;ORF. Capturez une capture d&#39;écran des tests et copiez et collez les séquences d&#39;amorces dans le document de traitement de texte. </li><li> Répétez le processus pour le flanc 3 &#39;pour générer les amorces O3 et O4, choisissez cette fois le résultat en plaçant l&#39;amorce directe (O3) la plus proche de l&#39;ORF cible. </li></ol></li><li> Ajoutez les sites attachés appropriés aux extrémités 5 &#39;des amorces 1 à 4 (voir le tableau 1 ). </li><li> Également concevoir et commander des amorces spécifiques à ORF à utiliser pour la confirmation de suppression dans la section 4 ci-dessous. Les paramètres doivent être identiques à ceux de l&#39;étape 1.4.1, sauf utiliser Amplicon Size 500 (min), 750 (opt) et 1000 (max) pour la longueur de l&#39;ORF si nécessaire. Enfin, pour la confirmation des recombinants homologues, générez des amorces 5 &#39;et 3&#39; trouvées juste en dehors des flancs dans le chromosome. Ces amorces &quot;hors&quot; seront utilisées avecHygR (210) et hygF (850), respectivement ( Fig. 2 ). </li><li> Commander les amorces. </li></ol> 2. Production de constructions OSCAR <ol><li> En utilisant une Taq de haute fidélité , effectuez deux réactions, une pour les flancs 5 &#39;et 3&#39;, en utilisant des amorces (100 μM) O1 et O2 dans une réaction et les amorces O3 et O4 dans la seconde. Le mélange réactionnel contient ce qui suit: 29,5 μL d&#39;eau distillée stérile (SDW), 5 μL de tampon de PCR 10x LA, 8 μL de mélange de dNTP 2,5 mM, 5 μL de MgCl 2 25 mM, gabarit de 1 μL (50 ng / μL), 0,5 μL de hi- Taq de fidélité, 0,5 μL d&#39;amorce O1 et 0,5 μL d&#39;apprêt O2 pour un flan de 5 &#39;(ou 0,5 μL d&#39;amorce O3 et 0,5 μL d&#39;amorce O4 pour le flanc 3&#39;) Les conditions de réaction d&#39;utilisation sont les suivantes: 94 ° C pendant 1 min, puis 30 cycles de 94 ° C pendant 30 s, 60 ° C pendant 30 s, 72 ° C pendant 2 min, puis étapes finales de 72 ° C pendant 5 min, puis maintenez-le indéfiniment à 10 ° C. </li><li> Exécuter 0,8%Agarose 1x TAE (40 mM Tris acétate pH 8,3, 1 mM EDTA) électrophorèse sur gel pour environ 125 Vh dans un appareil minigel standard pour déterminer la taille du produit et la concentration relative. Postez le gel avec une tache non éthidique conformément aux instructions du fabricant. Visualiser sur un illuminateur UV. </li><li> Si les produits de flan de 5 &#39;et 3&#39; sont en même temps concentrés, combinez-les et utilisez un kit de colonne d&#39;affinité (ou précipitation de PEG 90 μL de produits de PCR combinés, 240 μL de tampon TE pH 7,5, 160 μL de 30% de polyéthylèneglycol PEG8000 30 mM de MgCl 2 ) pour co-purifier les produits de PCR selon le protocole du fabricant. Si elles ne sont pas de concentration égale, combiner tout un produit à faible concentration avec une quantité équivalente estimée de produit à partir de la réaction à rendement élevé. </li><li> Utiliser un spectrophotomètre pour mesurer la concentration d&#39;ADN purifiée. </li><li> Effectuer la réaction BP en mélangeant ce qui suit: 1 μL de 60 ng / μL de pOSCAR, 2 μL de 60 ng /ΜL pA-Hyg-OSCAR, 1 μL de flancs combinés de 60 ng / μL, 1 μL de clonase. Incuber pendant 16 h à 25 ° C. Terminer la réaction en ajoutant 0,5 μL de protéinase K et incuber pendant 10 min à 37 ° C. </li><li> Transformez la haute compétence E. Cellules coli . Les cellules compétentes disponibles dans le commerce et les cellules compétentes de DH5α CaCl 2 fabriquées à la maison ont été utilisées avec succès en tant que destinataires comme décrit par les instructions du fabricant. Plaque sur faible teneur en sodium (0,5 g / L de NaCl) LB contenant 100 μg / mL de spectinomycine (Spec). </li><li> Identifiez la construction correcte en effectuant des minipreps d&#39;ADN 10 des colonies générées ci-dessus. Effectuer une double digestion avec Hin dIII et Kpn I comme suit: pipeter 5 μL d&#39;ADN, 2 U de chaque enzyme, 2 μL de tampon 10x approprié avec SDW à 20 μL de volume total. Cela libère l&#39;insertion (environ 4,5 kb avec des flancs de gènes de 1,5 kb) du vecteur ( environ 7 kb) et coupe tous les sitesFlancs qui peuvent donner des tailles prévisibles de bande. </li><li> La séquence 11 sélectionne des clones présentant un motif de bande approprié. </li></ol> 3. Agrobacterium tumefaciens Transformation médiatisée (ATMT) des champignons <ol><li> Transformez la souche AGL1 d&#39; Agrobacterium tumefaciens avec la construction de suppression OSCAR 12 . </li><li> Transformer le champignon avec AGL1 contenant le plasmide de suppression GOI OSCAR. Pour ce faire, procédez comme suit: <ol><li> Préparez une suspension de spores fongiques avec de l&#39;eau stérile à 2 x 10 6 spores / mL. Quantifier les spores sur un hémocytomètre ou un compteur automatisé de cellules. Placez 500 μL dans un tube de microcentrifugeuse de 1,5 mL. Cette configuration est pour 4 plaques de transformation. </li><li> Utilisez une boucle stérile stérile bleue pour ajouter une goutte facilement visible (devrait couvrir environ 20% du diamètre de la boucle) du plasmide de deletion contenant AGL1 à partir du milieu LB-Spec 100 de 2 à 3 jours (voir MListe des compositions pour la composition) contenant des plaques et mélanger dans la suspension de spores. Les cellules bactériennes de vortex jusqu&#39;à la dispersion sont bien dispersées ( environ 5 min de vitesse moyenne). </li><li> Pipetter 100 μL de la suspension Conidia-Agro sur le centre d&#39;un filtre à membrane en cellulose placé sur chacune des quatre boîtes de Petri de 6 cm contenant du milieu de culture intermédiaire 12 . </li><li> Faites passer la suspension avec des billes de verre stériles (environ 4) pour recouvrir toute la surface du filtre à membrane. Alternativement, répartir la suspension à l&#39;aide d&#39;un outil d&#39;épandage traditionnel. Laisser sécher le filtre à membrane dans un capot pendant environ 10 min, enrouler avec un film de paraffine. Répétez les étapes 3.2.2 et 3.2.3 pour configurer plusieurs transformations. </li><li> Incuber la plaque pendant 2 jours à température ambiante, inversée. </li><li> Transférer le filtre à membrane sur un milieu de sélection d&#39; Aspergillus de 6 cm 12 plaques contenant de l&#39;hygromycine B (Hyg) 150 μg / mL, cefotaxime 200 mM et 100 μg / mLMoxalactam. Incuber à température ambiante pendant 5-7 jours avant d&#39;isoler les colonies résistantes à l&#39;Hyg. </li><li> Avec des cure-dents stériles, transférez des transformants putatifs sur des plaques d&#39;agarine de dextrose de pomme (PDA) de 6 cm contenant 150 ug / ml d&#39;Hyg, 100 μg / ml de kanamycine. </li></ol></li></ol> 4. Supprimer l&#39;identification de mutant par PCR <ol><li> Extraire l&#39;ADN pour la PCR des transformants par thermolyse 13 . <ol><li> Une fois que les transformants forment des colonies sur le PDA à partir de l&#39;étape 3.2.7, utiliser un cure-dent stérile pour transférer une petite quantité (2 mm x 2 mm) de cellules de mycélium ou de levure de la colonie en 100 μL de solution de lyse (phosphate de sodium 50 mM, pH 7,4, EDTA 1 mM, 5% de glycérol) dans un tube à microcentrifugeuse. </li><li> Incuber le mélange à 85-90 ° C pendant 20 à 30 minutes. Conserver l&#39;extrait brut contenant de l&#39;ADN génomique à -20 ° C jusqu&#39;à l&#39;utilisation à l&#39;étape 4.2. </li></ol></li><li> Effectuer 4 réactions de PCR par transformant, chacune à dEtect recombinaison homologue des flancs 5 &#39;et 3&#39;, respectivement, une pour le marqueur sélectionnable (hygromycine phosphotransférase dans ce cas) et une pour l&#39;ORF GOI. REMARQUE: Nous utilisons généralement une Taq basse fidélité peu coûteuse pour ces réactions. Les conditions de réaction sont telles que décrites dans l&#39;étape 2.1 ci-dessus et contiennent 20 μL SDW, tampon Taq 10x 2,5 μL, dNTPS (10 mM) 0,5 μL, Taq 14 fait maison, 0,5 μL, Primer A (100 uM) 0,5 μL, Primer B (100 uM ) 0,5 μL, modèle 0,5 μL. Les stocks d&#39;amorces à concentration plus faible (10 μM) peuvent être utilisés également bien. </li><li> Exécuter un gel d&#39;agarose ( p. Ex. 0,8%) des produits de PCR. Les mutants de deletion produiront la bande Hyg mais pas un produit ORF. Les intégrés ectopiques montreront les deux bandes. Le type sauvage ne produira que la bande ORF. </li><li> Conserver en permanence les mutants de suppression (et un transformant ectopique ou deux pour les contrôles) pour une utilisation future. REMARQUE: 15% de glycerol est utilisé pour sA détruit nos contraintes à long terme à -80 ° C. </li></ol>

<ol><li>Paz, Z., García-Pedrajas, M. D., Andrews, D. L., Klosterman, S. J., Baeza-Montañez, L., Gold, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((One+step+construction+of+Agrobacterium-Recombination-ready-plasmids+%28OSCAR%29%2C+an+efficient+and+robust+tool+for+ATMT+based+gene+deletion+construction+in+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Fungal+Genet+Biol%22%5BJournal%5D)">One step construction of Agrobacterium-Recombination-ready-plasmids (OSCAR), an efficient and robust tool for ATMT based gene deletion construction in fungi.</a> Fungal Genet Biol. 48 (7), 677-684 (2011).</li>
<li>Gibson, D. G., Young, L., Chuang, R. Y., Venter, J. C., Hutchison, C. A., Smith, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enzymatic+assembly+of+DNA+molecules+up+to+several+hundred+kilobases%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Enzymatic assembly of DNA molecules up to several hundred kilobases.</a> Nat Methods. 6 (5), 343-345 (2009).</li>
<li>Klosterman, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+genomics+yields+insights+into+niche+adaptation+of+plant+vascular+wilt+pathogens%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Pathog%22%5BJournal%5D)">Comparative genomics yields insights into niche adaptation of plant vascular wilt pathogens.</a> PLoS Pathog. 7 (7), (2011).</li>
<li>Xue, C., Wu, D., Condon, B. J., Bi, Q., Wang, W., Turgeon, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+gene+knockout+in+the+maize+pathogen+Setosphaeria+turcica+using+Agrobacterium+tumefaciens-mediated+transformation%5BTitle%5D)+AND+%22Phytopathology%22%5BJournal%5D)">Efficient gene knockout in the maize pathogen Setosphaeria turcica using Agrobacterium tumefaciens-mediated transformation.</a> Phytopathology. 103 (6), 641-647 (2013).</li>
<li>Xu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+high-throughput+gene+disruption+methodology+for+the+entomopathogenic+fungus+Metarhizium+robertsii%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">A high-throughput gene disruption methodology for the entomopathogenic fungus Metarhizium robertsii.</a> PloS One. 9 (9), (2014).</li>
<li>Crutcher, F. K., Liu, J., Puckhaber, L. S., Stipanovic, R. D., Bell, A. A., Nichols, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FUBT%2C+a+putative+MFS+transporter%2C+promotes+secretion+of+fusaric+acid+in+the+cotton+pathogen+Fusarium+oxysporum+f.+sp.+vasinfectum%5BTitle%5D)+AND+%22Microbiology%22%5BJournal%5D)">FUBT, a putative MFS transporter, promotes secretion of fusaric acid in the cotton pathogen Fusarium oxysporum f. sp. vasinfectum.</a> Microbiology. 161, 875-883 (2015).</li>
<li>Yu, X., Wang, Y., Pan, J., Wei, D., Zhu, X. <a target="_blank" href="http://link.springer.com/article/10.1007/s13213-015-1055-8">High frequency of homologous gene disruption by single-stranded DNA in the taxol-producing fungus Pestalotiopsis microspora.</a> Ann Microbiol. 65 (4), 2151-2160 (2015).</li>
<li>Korn, M., Schmidpeter, J., Dahl, M., Müller, S., Voll, L. M., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Genetic+Screen+for+Pathogenicity+Genes+in+the+Hemibiotrophic+Fungus+Colletotrichum+higginsianum+Identifies+the+Plasma+Membrane+Proton+Pump+Pma2+Required+for+Host+Penetration%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">A Genetic Screen for Pathogenicity Genes in the Hemibiotrophic Fungus Colletotrichum higginsianum Identifies the Plasma Membrane Proton Pump Pma2 Required for Host Penetration.</a> PloS One. 10 (5), e0125960(2015).</li>
<li>Chettri, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Regulation+of+dothistromin+toxin+biosyn+by+the+pine+needle+pathogen+Dothistroma+septosporum%3A+a++presented+in+the+partial+fulfilment+of+the+requirements+for+the+degree+of+Doctor+of+Philosophy+%28%29+in+Genetics+at+Massey+University%2C+Manawatu%2C+New+Zealand%22">Regulation of dothistromin toxin biosynthesis by the pine needle pathogen Dothistroma septosporum: a thesis presented in the partial fulfilment of the requirements for the degree of Doctor of Philosophy (PhD) in Genetics at Massey University, Manawatu, New Zealand </a>. , Massey University. Manawatu, New Zealand. (2014).</li>
<li>Chen Zhou,, Yujun Yang,, Jong, A. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mini-prep+in+ten+minutes%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Mini-prep in ten minutes.</a> Biotechniques. 8 (2), 172(1990).</li>
<li>Sanger, F., Nicklen, S., Coulson, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+sequencing+with+chain-terminating+inhibitors%5BTitle%5D)+AND+%22P+Natl+Acad+SciUSA%22%5BJournal%5D)">DNA sequencing with chain-terminating inhibitors.</a> P Natl Acad SciUSA. 74 (12), 5463-5467 (1977).</li>
<li>Khang, C. H., Park, S. Y., Rho, H. S., Lee, Y. H., Kang, S. Filamentous fungi (Magnaporthe grisea and Fusarium oxysporum). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKhang%2C+CH+%22Agrobacterium+Protocols%22">Agrobacterium Protocols</a>. Wang, K. an 2, Humana Press Inc. Totowa, NJ. 403-420 (2007).</li>
<li>Zhang, Y. J., Zhang, S., Liu, X. Z., Wang Wen, H. A., M, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+of+genomic+DNA+extraction+suitable+for+analysis+of+bulk+fungal+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Lett+Appl+Microbiol%22%5BJournal%5D)">A simple method of genomic DNA extraction suitable for analysis of bulk fungal strains.</a> Lett Appl Microbiol. 51 (1), 114-118 (2010).</li>
<li>Pluthero, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+purification+of+high-activity+Taq+DNA+polymerase%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Rapid purification of high-activity Taq DNA polymerase.</a> Nucleic Acids Res. 21 (20), 4850-4851 (1993).</li>
<li>McCluskey, K. Boosting Research and Industry by Providing Extensive Resources for Fungal Research. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcCluskey%2C+K+%22Gene+Expression+Systems+in+Fungi%3A+Advancements+and+Applications%22">Gene Expression Systems in Fungi: Advancements and Applications</a>. , Springer International Publishing. 361-384 (2016).</li>
</ol>

Les auteurs n&#39;ont rien à dévoiler.

La construction en une étape des plasmides prêts à l&#39;emploi d&#39;Agrobacterium-Recombination (OSCAR) a été utilisée avec succès avec un nombre toujours croissant de champignons d&#39;Ascomycota. La méthode devrait également être facilement applicable aux Basidiomycota et aux espèces d&#39;autres phylas fongiques (avec des promoteurs appropriés conduisant des gènes marqueurs sélectionnables), en supposant que la transformation médiée par Agrobacterium et la recombinaison homologue sont pos...

La dissection génétique est une méthodologie puissante pour déterminer l&#39;importance fonctionnelle de l&#39;individu ou des combinaisons de gènes. Une approche standard pour comprendre le rôle des gènes spécifiques est la production de mutants géniques uniques inchangés dans tout autre gène. L&#39;approche la plus puissante et la moins potentiellement confuse est la suppression complète et précise d&#39;un cadre de lecture ouvert du gène d&#39;intérêt (GOF ORF) sans endommager d&#39;autres fonctions génétiques. Parce que les approches de ligature standard pour la production de plasmides de suppression nécessitent des étapes multiples, le rationnel pour OSCAR 1 était de produire une approche in vitro plus rapide. La figure 1 représente le processus d&#39;assemblage dans l&#39;approche OSCAR. La méthode décrite ici a l&#39;avantage de combiner la construction rapide de vecteurs individuels de délétion de gène dans une seule réaction multipartite en combinaison avec un transfo médié ultérieur Agrobacterium tumefaciens(ATMT). OSCAR est très rapide et se compare bien avec d&#39;autres stratégies telles que l&#39;utilisation de l&#39;assemblage de Gibson dans la levure 2 . La méthode OSCAR a été utilisée avec succès avec plusieurs espèces de champignons d&#39;Ascomycota. Ces espèces comprennent : Fusarium verticillioides (non publié), Verticillium dahliae 3 , Setosphaeria turcica 4 , Metarhizium robertsii 5 , Fusarium oxysporum f. Sp. Vasinfectum 6 , Pestalotiopsis microspora 7 , Colletotrichum higginsianum 8 et Dothistroma septosporum 9 et Sarocladium zeae (non publié) . Ce protocole fournit des instructions étape par étape pour la méthode, y compris la conception de l&#39;amorce, l&#39;amplification par PCR du flanc, la réaction OSCAR BP, la confirmation de la structure de la construction de la suppression, la transformationIon d&#39; Agrobacterium avec la construction suivie d&#39;un transfert à base de ATM de la construction de deletion dans les cellules fongiques et finalement différenciant les mutants de deletion des champignons de ceux avec des constructions de suppression ectopiquement intégrées.

<table><tbody><tr>Base de données <td>FungiDB</td><td></td><td></td><td>/ http://fungidb.org/fungidb/</td></tr> <tr><td>IDT PrimerQuest</td><td>IDT</td><td></td><td>Primer design logiciel en ligne/ http://www.idtdna.com/Primerquest/Home/Index</td></tr><tr><td>Microsoft Word</td><td></td><td></td><td>Manipulation de fichiers</td></tr><tr><td>Séquence Low Na LB Spec 100 medium</td><td></td><td></td><td>E. coli sélection du transformant, composition : 1 % tryptone, 0,05 % NaCl, 0,5 % extrait de levure, 1,5 % de gélose si pour milieu solide</td></tr><tr>Milieu <td></td><td></td> de<td>co-culture</td><td>Induction de la transformation ATMT (Référence 12)</td></tr><tr><td>Aspergillus milieu minimal avec hygromycine</td><td></td><td></td><td>Sélection du transformant fongique</td></tr><tr><td>Milieu PDA</td><td>Acumedia</td><td>7149A</td><td>Tubes</td></tr> <tr><td>obliques à spores simplesPDA-Hyg-Kan moyen</td><td></td><td></td><td>Isolement du ransformant fongique, PDA contenant 150 &mu ; g/mL d’hygromycine B et 100 &mu ; g/mL Kanamycine</td></tr><tr><td>Perles de verre</td><td>Genlantis</td><td>C400100</td><td>Épandage de plaques</td></tr><tr><td>Filtres à nitrocellulose (47 mm)</td><td>Fisher</td><td>09-719-555</td><td>Co-culture pour ATMT</td></tr><tr><td>Divers tubes</td><td></td><td></td> centifuge <td>plusieurs préparations</td></tr><tr><td>Plaques de Petri (diverses)</td><td></td><td></td><td>Culture de bactéries et de champignons</td></tr><tr><td>pA-Hyg OSCAR</td><td>Addgene</td><td>29640</td><td>Vecteur marqueur sélectionnable</td></tr><tr><td>pOSCAR</td><td>Addgene</td><td>29639</td><td>Vecteur d’assemblage</td></tr><tr><td>DH5&#945 ; One Shot Competent E. coli cells</td><td>Life Technologies&nbsp ;</td><td>12297-016</td><td>Réaction BP transformation</td></tr><tr><td>ccdB survie cellules E. coli</td><td>Life Technologies&nbsp ;</td><td>A10460</td><td>Entretien de pOSCAR</td></tr><tr><td>Bâtonnets</td><td></td><td></td> de transfert en bois <td>Stries de colonie</td></tr><tr><td>Cure-dents</td><td></td><td></td><td>Cueillette de colonies</td></tr><tr><td>Microcentrifugeuse</td><td></td><td></td><td>Granulation Bactéries, etc.</td></tr><tr><td>Centrifugeuse</td><td></td><td></td> préparative <td>Collecte de spores fongiques</td></tr><tr><td>Microscope</td><td></td><td></td> de dissection <td>Simple Isolement des spores</td></tr><tr><td>Compteur de cellules automatisé Calcul</td><td></td><td></td> de <td>la suspension des spores</td></tr><tr><td>Microscope</td><td></td><td></td> composé <td>Hémocytomètre Comptage de cellules</td></tr><tr><td>QIAquick PCR Kit de purification&nbsp ;</td><td>Qiagen</td><td>28104</td><td>PCR gène flanc produit purification</td></tr><tr><td>TaKaRa LA Taq&nbsp ;</td><td>Takara Bio USA</td><td>RR002A</td><td>Hi Fidelity taq polymerase pour la génération de flanc OSCAR</td></tr><tr><td>Hygromycine B</td><td>InvivoGen</td><td>ant-hg-5</td><td></td></tr><tr><td>Spectinomycin</td><td>Sigma</td><td>22189-32-8</td><td></td></tr><tr><td>Cefotaxime</td><td>TCI America</td><td>C2224</td><td></td></tr><tr><td>Kanamycine</td><td></td><td>11815032</td><td></td></tr><tr><td>Moxalactam</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>43963</td><td></td></tr><tr><td>GelRed</td><td>&nbsp ; Phenix Research Products</td><td>RGB-4103</td><td>Gels d’agarose post-coloration</td></tr><tr><td>Qiagen QIAquick PCR Purification Kit (Cat. N° 28104)&nbsp ;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>(OneShot_ Mach1TM T1R ou One Shot_ OmniMAX&trade ; 2 T1R d’Invitrogen)&nbsp ;</td><td>Mélange</td><td>d’enzymes</td> Thermo Fisher Scientific C862003 <td></td></tr><tr><td>Gateway BP Clonase II Thermo</td><td>Fisher Scientific</td><td>11789020</td><td>Utilisé pour assembler la construction de délétion dans pOSAR</td></tr></tbody></table>

production de deletion rapide dans les champignons via<em&gt; agrobacterium</em&gt; transformation médiatisée des constructions de suppression oscar

Rapid Deletion Production in Fungi via Agrobacterium Mediated Transformation of OSCAR Deletion Constructs

La suppression précise des gènes d&#39;intérêt, tout en laissant le reste du génome inchangé, constitue le produit idéal pour déterminer la fonction du gène particulier dans l&#39;organisme vivant. Dans ce protocole, on décrit la méthode OSCAR de construction de plasmide de deletion précise et rapide. OSCAR s&#39;appuie sur le système de clonage dans lequel une seule réaction de recombinase est réalisée contenant les flancs 5 &#39;et 3&#39; amplifiés par PCR du gène intéressant et deux plasmides, pA-Hyg OSCAR (le vecteur marqueur) et pOSCAR (l&#39;assemblage vecteur). La confirmation du vecteur de suppression correctement assemblé s&#39;effectue par une cartographie de la digestion par restriction suivie d&#39;un séquençage. Agrobacterium tumefaciens est ensuite utilisé pour méditer l&#39;introduction de la construction de deletion dans les spores fongiques (appelées ATMT). Enfin, un essai de PCR est décrit pour déterminer si la construction de deletion est intégrée par une recombinaison homologue ou non homologue, indiquant la suppression du gène ouIntégration ectopique, respectivement. Cette approche a été utilisée avec succès pour la suppression de nombreux gènes dans Verticillium dahliae et dans Fusarium verticillioides parmi d&#39;autres espèces.

La méthode OSCAR, dans une seule réaction, génère un plasmide contenant les flancs du gène cible à supprimer entourant la cassette de marque sélectionnable. La production de constructions de suppression utilisant OSCAR est très efficace. Cependant, le système peut produire des constructions partielles contenant certains mais pas les trois fragments (les deux flancs de gènes et le marqueur sélectionnable). Généralement, la majorité des transformants de E. coli contiennent la bonn...

Les mutants de délétion de gène générés par recombinaison homologue sont l&#39;étalon-or pour les études de fonction de gène. Le procédé OSCAR (One Step Construction of Agrobacterium-Recombination-ready-plasmids) pour la génération rapide de constructions de suppression est décrit. La transformation fongique médiée par Agrobacterium suit. Enfin, une méthode de confirmation basée sur la PCR des délétions de gènes dans les transformants fongiques est présentée.

Production de deletion rapide dans les champignons via<em&gt; Agrobacterium</em&gt; Transformation médiatisée des constructions de suppression OSCAR

Precise deletion of gene(s) of interest, while leaving the rest of the genome unchanged, provides the ideal product to determine that particular ...

L'objectif général de cette procédure est de générer des mutants précis de délétion génique chez les champignons. Cette méthode peut aider à répondre à des questions clés en génétique fonctionnelle des champignons, par exemple quel rôle joue un gène particulier d'intérêt dans la capacité d'un champignon à provoquer une maladie. Le principal avantage de cette technique est qu'elle permet une construction très rapide de plasmides destinés à générer des délétions précises.Ce protocole peut fournir des informations sur tout champignon possédant un système efficace de recombinaison homologue. Il pourrait également être appliqué à d'autres systèmes, tels que les cellules de protistes ou de vers rouges. Nous avons eu l'idée de cette méthode lors du développement du système DelsGate, apparenté à Oscar, mais utilisé pour la transformation par protoplastes plutôt que par agrobactérie.La démonstration visuelle de cette méthode est essentielle, car elle comporte plusieurs étapes optimisées ou non intuitives. La procédure sera démontrée par Nicole Crenshaw, technicienne de mon laboratoire. Cette stratégie de conception des amorces nécessite la région génomique du gène d'intérêt incluant le cadre de lecture ouvert, ainsi qu'au moins deux kilobases encadrant le gène de chaque côté, dans un fichier de traitement de texte.Commencez par mettre en évidence le cadre de lecture ouvert destiné à être supprimé, puis étiquetez le codon de départ et le codon d'arrêt. Identifiez et surlignez les cadres de lecture ouverts adjacents dans la séquence téléchargée. Ensuite, utilisez un outil de conception d'amorces pour concevoir des amorces PCR pour les régions flanquantes en 5' du cadre de lecture ouvert du gène d'intérêt.Utilisez les deux kilobases du brin cinq prime du cadre de lecture ouvert du gène d'intérêt pour concevoir la paire d'amorces PCR O1 et O2 afin de produire un fragment d'au moins un kilobase. Choisissez le résultat plaçant l'amorce inverse O2 le plus près possible du cadre de lecture ouvert. Assurez-vous que le cadre de lecture ouvert adjacent n'est pas affecté.Capturez une image d'écran des tests et copiez-collez les séquences des amorces dans le document de traitement de texte. Après avoir répété le processus pour la région trois brins afin de concevoir les amorces O3 et O4, ajoutez des sites d'attachement appropriés aux extrémités cinq brins des quatre amorces. Enfin, concevez des amorces destinées à confirmer la délétion et la recombinaison homologue, en suivant les instructions du protocole écrit.Commencez cette procédure en préparant deux réactions de PCR : une pour le flanc cinq-prime et l'autre pour le flanc trois-prime. Ajoutez à chacun des mélanges réactionnels les éléments suivants : 29,5 microlitres d'eau distillée stérile, cinq microlitres de tampon de PCR 10x LA, huit microlitres de mélange de dNTP à 2,5 millimolaire, cinq microlitres de chlorure de magnésium à 25 millimolaire, un microlitre de matrice, et 0,5 microlitre de Taq à haute fidélité. À la réaction destinée au flanc cinq-prime, ajoutez 0,5 microlitre de l'amorce O1 et 0,5 microlitre de l'amorce O2. À la réaction destinée au flanc trois-prime, ajoutez 0,5 microlitre de l'amorce O3 et 0,5 microlitre de l'amorce O4. Réalisez la PCR selon les conditions réactionnelles suivantes : 94 degrés Celsius pendant une minute, puis 30 cycles de 94 degrés Celsius pendant 30 secondes, 60 degrés Celsius pendant 30 secondes et 72 degrés Celsius pendant deux minutes, suivis d'une étape finale de 72 degrés Celsius pendant cinq minutes, avant une conservation indéfinie à 10 degrés Celsius.Pour déterminer la taille du produit et sa concentration relative, réalisez une électrophorèse des produits de PCR sur un gel d'agarose à 0,8 % dans un tampon TLE 1x pendant environ 125 volts-heures à l'aide d'un appareil standard pour mini-gel. Réalisez une coloration post-électrophorèse du gel avec un colorant non éthidium selon les instructions du fabricant, puis visualisez les bandes sur un transilluminateur UV. Si les extrémités 5' et 3' sont présentes à des concentrations à peu près équivalentes, combinez-les.S'ils ne sont pas de concentration égale, combiner le produit de faible concentration avec une quantité estimée équivalente de produit provenant de la réaction à rendement plus élevé. Utiliser un kit de colonne infinity pour co-purifier les produits PCR conformément au protocole du fabricant. Ensuite, réaliser la réaction BP clonase en mélangeant les éléments suivants : un microlitre du vecteur d'assemblage, deux microlitres du vecteur marqueur, un microlitre des régions flanquantes combinées et un microlitre de clonase.Incuber à 25 degrés Celsius pendant 16 heures. Mettre fin à la réaction en ajoutant 0,5 microlitre de protéinase-K et en incubant à 37 degrés Celsius pendant 10 minutes. Après la transformation de cellules E.coli avec la réaction BP et l'isolement de l'ADN selon le protocole décrit dans le texte, identifier le bon construct par une double digestion avec HindIII et KpnI.Après avoir identifié le construit de délétion OSCAR par double digestion d'ADN, le construit est transformé dans la souche AGL1 d'Agrobacterium tumefaciens. L'étape suivante consiste à transformer les champignons avec l'AGL1 contenant le construit de délétion OSCAR. Commencez par préparer une suspension de spores fongiques dans de l'eau stérile à une concentration de 2 fois 10 à la puissance 6 spores par millilitre.Après avoir dilué les spores, déposez 500 microlitres de la suspension de spores fongiques dans un tube micro-centrifuge de 1,5 millilitre. Utilisez une anse jetable stérile bleue pour ajouter une goutte bien visible du plasmide de délétion contenant AGL1 dans la suspension de spores. Vortexer jusqu'à ce que les cellules bactériennes soient bien dispersées.Placer un filtre en membrane de cellulose sur chacune de quatre boîtes de Pétri de six centimètres contenant le milieu de co-culture, puis ajouter environ quatre billes de verre stériles par boîte. Prélever 100 microlitres de la suspension de conidies d’*Agra* au centre de chaque filtre en membrane à l’aide d’une pipette, et étaler la suspension à l’aide des billes afin de recouvrir toute la surface du filtre. Après avoir retiré les billes, laisser sécher les filtres en membrane sous la hotte pendant environ dix minutes, puis envelopper les boîtes de Pétri avec du film parafilm.Retournez les boîtes et incubez-les pendant deux jours à température ambiante. Après deux jours, transférez chaque filtre membrane sur une boîte de milieu sélectif asper gel de six centimètres contenant de l'hygromycine B et de la kanamycine. Incubez à température ambiante pendant cinq à huit jours.Pour isoler les colonies résistantes à l'hygromycine, utilisez des cure-dents stériles pour transférer les transformants putatifs sur des boîtes de Pétri de six centimètres contenant du milieu gélosé de pomme de terre enrichi avec de l'hygromycine et de la kanamycine. Incubez les boîtes à température ambiante. Une fois que les transformants forment des colonies sur les boîtes, utilisez un cure-dent stérile pour transférer une petite quantité de mycélium ou de cellules levuriennes de la colonie dans 100 microlitres de solution de lyse dans un tube micro-centrifuge.Incuber le mélange à 85 à 90 degrés Celsius pendant 20 à 30 minutes. Conserver l'extrait brut contenant l'ADN génomique à moins 20 degrés Celsius jusqu'au moment d'effectuer la PCR. Pour identifier les mutants délétés, réaliser d'abord une PCR afin de détecter le cadre de lecture ouvert du gène d'intérêt et le marqueur sélectionnable pour chaque transformant.Utilisez les mêmes conditions de réaction pour la production des constructions OSCAR. Après l'isolement de spores individuelles et la lyse thermique, répétez la PCR pour le cadre de lecture ouvert et l'hygromycine, ainsi que la PCR permettant de détecter la recombinaison homologue des régions flanquantes en cinq-prime et en trois-prime. Ensuite, réalisez une électrophorèse sur gel d'agarose des produits de PCR.La méthode OSCAR permet de générer un plasmide contenant le gène marqueur sélectionnable, entouré des régions flanquantes du gène cible à supprimer, qui correspond dans cet exemple au gène de Verticillium dahliae. Lors d'une double digestion, la libération d'un insert de 4 247 paires de bases dans ce cas confirme la structure correcte du plasmide dans toutes les allées, sauf les allées 5 et 11. Une approche par PCR est utilisée pour confirmer la délétion.Cet exemple montre l'analyse de cinq transformants de Fusarium verticillioides. Sur le gel supérieur, les pistes deux à six correspondent aux amplifications de la région flanquante en cinq-prime, et les pistes sept à onze correspondent aux amplifications des cadres de lecture ouverts. Sur le gel inférieur, les pistes deux à six correspondent aux amplifications du gène marqueur de sélection, et les pistes sept à onze correspondent aux amplifications de la région flanquante en trois-prime.La présence de bandes dans les amplifications de la région flanquante en cinq-prime, de la région flanquante en trois-prime et du gène marqueur sélectionnable, ainsi que l'absence de bandes dans l'amplification du cadre de lecture ouvert, confirment que les souches 1131, 1132 et 1133 sont des transformants de délétion. La présence de bandes dans les amplifications du cadre de lecture ouvert et du gène marqueur sélectionnable, ainsi que l'absence de bandes dans les amplifications des régions flanquantes en cinq-prime et en trois-prime, indiquent que les souches 1134 et 1135 sont des transformants atypiques. Les délétions géniques peuvent également être confirmées par un Southern blot.Une fois maîtrisée, cette technique permet de générer des plasmides de délétion Oscar prêts pour des transformations fongiques en deux jours, séquençage non inclus. Lors de la réalisation de cette procédure, il est important de se rappeler d'utiliser des amorces Taq haute fidélité et de s'assurer que les gènes adjacents ne seront pas affectés. Après cette procédure, d'autres méthodes permettant de tester les phénotypes des mutants peuvent être réalisées afin de répondre à des questions supplémentaires, comme savoir si un gène joue un rôle important dans des processus particuliers, tels que la sensibilité ou la résistance aux médicaments.N'oubliez pas que le travail avec des organismes vivants, tels que la bactérie *Agrobacterium* et les champignons, peut présenter des risques, en particulier si une personne est immunodéprimée. Des précautions telles que le lavage des mains après manipulation doivent toujours être prises lors de cette procédure.

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